Articolo metodologico

Misurazioni del riflesso H terminale nei topi

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DOI:

10.3791/63304

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16 giugno 2022

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1Faculty of Medicine and University Hospital Cologne, Department of Neurology, University of Cologne, 2Department for Animal Physiology, Institute for Zoology, Biocenter Cologne, University of Cologne, 3Cognitive Neuroscience, Institute of Neuroscience and Medicine (INM-3), Research Center Juelich

* These authors contributed equally

In questo articolo

Sommario

La valutazione clinica della spasticità basata sul riflesso di Hoffmann (H-reflex) e utilizzando la stimolazione elettrica dei nervi periferici è un metodo consolidato. Qui, forniamo un protocollo per una stimolazione nervosa terminale e diretta per la quantificazione del riflesso H nella zampa anteriore del topo.

Abstract

Il riflesso di Hoffmann (H-reflex), come analogo elettrico del riflesso di allungamento, consente la convalida elettrofisiologica dell'integrità dei circuiti neurali dopo lesioni come danni al midollo spinale o ictus. Un aumento della risposta H-riflessa, insieme a sintomi come contrazioni muscolari non volontarie, riflesso di allungamento patologicamente aumentato e ipertonia nel muscolo corrispondente, è un indicatore di spasticità post-ictus (PSS).

In contrasto con le misurazioni transcutanee piuttosto aspecifiche del nervo, qui, presentiamo un protocollo per quantificare il riflesso H direttamente ai nervi ulnare e mediano della zampa anteriore, che è applicabile, con piccole modifiche, al nervo tibiale e sciatico della zampa posteriore. Basato sulla stimolazione diretta e l'adattamento a diversi nervi, il metodo rappresenta uno strumento affidabile e versatile per convalidare i cambiamenti elettrofisiologici nei modelli di malattia correlati alla spasticità.

Introduzione

Il riflesso di Hoffmann (riflesso H), dal nome del fisiologo Paul Hoffmann, può essere evocato dalla stimolazione elettrica dei nervi periferici, che trasportano assoni di neuroni sensoriali e motori che derivano e portano agli stessi muscoli. È l'analogo indotto elettricamente del riflesso di allungamento monosinaptico e condivide lo stesso percorso1. A differenza dell'allungamento muscolare, il riflesso H deriva dalla stimolazione elettrica. Quando i nervi periferici sono stimolati elettricamente a bassa intensità di corrente, le fibre afferenti Ia sono tipicamente depolarizzate prima a causa del loro grande diametro assone2. I loro potenziali d'azione eccitano i motoneuroni alfa (αMN) nel midollo spinale, che a loro volta suscitano potenziali d'azione che viaggiano lungo gli assoni αMN verso il muscolo (Figura 1). Questa cascata genera una risposta muscolare con piccola ampiezza, riflessa nella cosiddetta onda H. Aumentando gradualmente l'intensità dello stimolo, l'ampiezza dell'onda H aumenta a causa del reclutamento di unità motorie aggiuntive. Da una certa intensità di stimolo, i potenziali d'azione negli assoni più sottili degli αMN vengono suscitati direttamente, che viene registrata come onda M. Questa onda M appare con una latenza più breve rispetto all'onda H (Figura 2). Se l'intensità della stimolazione aumenta ulteriormente, l'ampiezza dell'onda M diventa maggiore a causa del reclutamento di più assoni αMN, mentre l'onda H diventa gradualmente più piccola. L'onda H può essere soppressa ad alte intensità di stimolo a causa della retropropagazione antidromica dei potenziali d'azione negli assoni αMN. Questi potenziali d'azione innescati si scontrano con quelli della stimolazione Ia e possono quindi annullarsi a vicenda. A intensità di stimolo sovramassimali, i potenziali d'azione ortodromici (verso il muscolo) e antidromici (verso il midollo spinale) si verificano in tutti gli assoni MN; il primo dà origine all'ampiezza massima dell'onda M (Mmax), mentre il secondo comporta la completa abolizione del riflesso H3.

Per la valutazione della spasticità post-ictus (PSS) o della lesione del midollo spinale (SCI), il riflesso H è stato utilizzato per valutare le basi neurali del movimento e della spasticità nell'uomo1. Una migliore quantificazione della variazione del riflesso H tra le misurazioni e tra i soggetti si ottiene utilizzando il rapporto tra l'onda H e l'onda M (rapporto H/M). In alternativa, viene misurata la depressione dipendente dalla velocità (RDD), utilizzando un insieme di frequenze ascendenti (ad esempio, 0,1, 0,5, 1,0, 2,0 e 5,0 Hz). L'RDD riflette l'integrità dei circuiti inibitori che possono essere disturbati da ictus o SCI. Quando tutti i circuiti neurali sono intatti, c'è una soppressione uniforme e indipendente dalla frequenza del riflesso H. Tuttavia, se vi è una ridotta inibizione neurale a causa di ictus o SCI, la soppressione del riflesso H diminuisce con l'aumentare della frequenza di stimolazione4.

La corretta registrazione elettrofisiologica mediante elettrodi di superficie può essere difficile e può essere influenzata da compiti motori, meccanismi inibitori ed eccitabilità αMN5. Nella registrazione transcutanea nei roditori, un elettrodo di stimolo viene posizionato vicino al nervo tibiale e un elettrodo di registrazione viene posizionato vicino ai muscoli correlati nella zampa anteriore. Secondo la nostra esperienza, tuttavia, il corretto posizionamento degli elettrodi transcutanei (Figura 1A) è ancora più complesso e variabile nei roditori rispetto al posizionamento degli elettrodi di superficie nell'uomo. Ciò può portare a differenze di lunghezza, frequenza e intensità di stimolazione necessarie per suscitare il riflesso H. Queste sfide metodologiche potrebbero spiegare perché ci sono solo un numero molto limitato di studi di misurazione del riflesso H (ad esempio, nei modelli sperimentali di ictus 3,4 e in altri modelli di spasticità6. Una stimolazione precisa (a lungo termine) e la registrazione del riflesso H sui singoli nervi potrebbero, in linea di principio, essere ottenute utilizzando elettrodi impiantabili che circondano il nervo bersaglio 7,8. A causa dell'impegnativo intervento chirurgico con potenziali effetti collaterali per l'animale e la potenziale instabilità della sonda, questo approccio non è diventato uno standard nel campo. Il metodo qui presentato richiede anche alcune competenze chirurgiche. Tuttavia, consente una stimolazione e una registrazione nuove e precise di nervi isolati in vivo utilizzando basse intensità di stimolazione, che evita la stimolazione simultanea dei nervi vicini.

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Protocollo

Tutti gli esperimenti sono stati condotti in conformità con le leggi europee e nazionali sulla cura degli animali e le linee guida istituzionali e sono stati approvati dal Landesamt für Natur-, Umwelt-, und Verbraucherschutz North Rhine-Westfalia (Az: 81-02.04.2019.A309). Il protocollo è ottimizzato per topi adulti (topi C57Bl/6J di circa 8-16 settimane) e per la registrazione degli arti anteriori. Può essere facilmente adattato stimolando i rispettivi nervi dell'arto posteriore e registrando i muscoli della zampa posteriore (Figura 1B). Una descrizione degli elettrodi di registrazione e stimolazione è aggiunta nella tabella dei materiali. Si noti che il protocollo viene utilizzato solo per una misurazione terminale.

1. Preparazione

  1. Pesare l'animale e iniziare l'anestesia iniettando tramite i.p. una miscela di ketamina (100 mg/kg) e xilazina (10 mg/kg).
  2. Tenere il mouse nella scatola riscaldante fino al raggiungimento della tolleranza chirurgica. Attendere alcuni minuti fino a quando il mouse è calmo, la respirazione è stabile e i riflessi sono assenti. Controllare la profondità dell'anestesia misurando la mancanza di risposta al pizzico del piede.
  3. Ruotare il mouse sul dorso e posizionarlo su una piastra riscaldante (ottimale sarebbe il riscaldamento controllato dal feedback utilizzando una sonda di temperatura rettale). Fissare le zampe anteriori con del nastro adesivo. Qui, assicurarsi che il nastro sia posizionato in modo tale che gli elettrodi di misurazione siano facilmente inseriti nelle zampe anteriori.
  4. Inserire una sonda rettale per misurare la temperatura dell'animale e fissarla con del nastro adesivo. Applicare un unguento per gli occhi per evitare che gli occhi si secchino.

2. Chirurgia

NOTA: Le condizioni stabili dell'animale anestetizzato, cioè respirazione, temperatura e perdita di riflessi, devono essere monitorate regolarmente durante tutta la procedura. La procedura di misurazione diretta dell'onda H del nervo è mostrata per il nervo radiale/ulnare/mediano della zampa anteriore (Figura 3A). La misurazione può anche essere adattata alla zampa posteriore (nervo sciatico/tibiale) con modifiche.

  1. Per una migliore panoramica dell'area chirurgica, rimuovere i capelli con un rasoio elettrico o un paio di forbici in un luogo separato in anticipo. Per i chirurghi più esperti questo è solo facoltativo.
    NOTA: la disinfezione non è necessaria qui, in quanto si tratta di un esperimento finale. L'animale verrà eutanasia in seguito.
  2. Sollevare la pelle con una pinzetta e praticare un'incisione di circa 1 cm nella pelle lungo l'asse ventro-posteriore della zampa anteriore (area sopra l'ascella e il torace) con un paio di sottili forbici arrotondate.
  3. Rimuovere con attenzione il tessuto connettivo ed esporre il muscolo e il nervo sottostante. Rimuovere il muscolo pettorale profondo esposto usando una pinza, per accedere al nervo mediano (Figura 3E,F). Rimuovere piccole quantità di sangue e fluido tissutale con tessuti molli.
  4. Nella fase successiva, tagliare con cura il seno o il muscolo ascellare dall'alto verso il basso per esporre il fascio nervoso sottostante. Liberare il fascio nervoso dal tessuto connettivo e muscolare per una lunghezza di circa 1,5 cm.
    NOTA: Qui, è necessario prestare particolare attenzione a non danneggiare i vasi sanguigni che corrono parallelamente al nervo mediano. Quando si taglia il tessuto, tagliare sempre lungo il nervo per evitare di ferirlo. Se ciò accade, rimuovere il liquido e il sangue che fuoriescono con un tampone. Il microscopio stereo non è necessario per l'intero esperimento, tuttavia può essere utile per la preparazione dei nervi.
  5. Separare accuratamente il nervo ulnare e il nervo mediano della zampa anteriore usando una pipetta di vetro piegata (Figura 3E). La parte superiore dei due nervi è il nervo ulnare e la parte inferiore è il nervo mediano.
    NOTA: Quando si separano i nervi l'uno dall'altro, assicurarsi che il vaso sanguigno sottostante non sia ferito.

3. Posizionamento dell'elettrodo

  1. Disporre gli elettrodi del gancio di stimolazione in parallelo a una distanza di 0,5-1,0 mm e utilizzare un micromanipolatore per posizionare il doppio gancio in prossimità del nervo.
  2. Utilizzare il gancio di vetro come strumento per sollevare il nervo ulnare sugli elettrodi del gancio di stimolazione. Tirare indietro l'elettrodo con il nervo e separarlo dagli altri nervi di circa 1-2 mm usando il micromanipolatore (Figura 3D,F).
  3. Posizionare gli elettrodi lungo l'asse lungo della zampa per ridurre la diafonia tra i muscoli.
    NOTA: Il posizionamento degli elettrodi è molto importante ma difficile da standardizzare a causa dell'anatomia individuale. Richiede un chirurgo esperto per posizionare correttamente gli elettrodi. I fili possono anche essere riposizionati nel caso in cui l'ampiezza del segnale non sia soddisfacente.
  4. Asciugare superficialmente i ganci degli elettrodi attaccati al nervo e applicare vaselina usando una siringa per fornire isolamento elettrico dal tessuto adiacente.
    NOTA: Prestare attenzione ad applicare abbastanza vaselina all'elettrodo e anche tra i due ganci per garantire l'isolamento elettrico e impedire che i nervi si secchino.

4. Posizionamento degli elettrodi di registrazione e di riferimento

  1. Per misurare il riflesso H, posizionare gli elettrodi EMG per via intramuscolare nella zampa anteriore. Inoltre, posizionare l'elettrodo di riferimento per via sottocutanea nell'arto posteriore (ad esempio, utilizzando un perno minuti), tenuto da una clip a coccodrillo in miniatura (Figura 3B).
  2. Quando lo stimolatore è acceso, osservare una stimolazione riuscita come piccole contrazioni della zampa anteriore. La corrente minima di stimolazione per suscitare l'onda M e piccole contrazioni visibili nella zampa anteriore dovrebbe essere compresa tra 10 e 50 μA.
    NOTA: Se non sono visibili contrazioni a 50 μA, regolare gli elettrodi di stimolazione e riapplicare la vaselina. Inoltre, nei topi, non è raro che l'onda M appaia a intensità di stimolazione inferiori rispetto all'onda H5.

5. Misurazione

  1. Ripeti la stimolazione del nervo 15 volte con impulsi lunghi 0,2 ms ciascuno. Con pause di 2 minuti tra i set di stimoli, la frequenza viene aumentata da 0,1, 0,5, 1,0, 2,0 a 5 Hz.
    NOTA: Queste frequenze sono necessarie se si calcola l'RDD in seguito. Tutti i dati EMG vengono registrati, digitalizzati e analizzati utilizzando software, ad esempio il software Spike2 (CED, versione 7.19). La massima ampiezza dell'onda H è prevista a 0,1 Hz. Maggiore è la frequenza, minore è l'ampiezza dell'onda H dovuta all'RDD.
  2. Dopo l'esperimento, sacrificare l'animale secondo il protocollo IACUC dell'istituto. In questo esperimento la perfusione transcardica del topo è stata eseguita utilizzando PBS e PFA al 4% in anestesia profonda.

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Risultati

Da n = 15 prove di stimolazione per frequenza di stimolazione e zampa, selezionare almeno n = 10 registrazioni di successo per l'analisi. Le prove con errori di misurazione (ad esempio, onda M mancante) sono escluse dall'analisi. Analizza ogni prova separatamente e genera una media per i confronti di gruppo / tempo in seguito. La latenza tra la stimolazione e la comparsa dell'onda M e dell'onda H viene registrata per ogni prova. Nella nostra esperienza, l'onda M si verifica circa 2 ms dopo la stimolazione e l'onda H dopo...

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Discussione

A differenza delle misurazioni del riflesso H transcutaneo precedentemente descritte nel topo6, forniamo una misurazione più diretta e specifica per il nervo. Questo nuovo approccio può essere applicato ai nervi dell'arto anteriore e posteriore (ad esempio, i nervi mediano, ulnare e radiale, e i nervi tibiale e sciatico, rispettivamente), rendendo questo metodo adattabile come strumento diagnostico a molti modelli di malattia (ad esempio, ictus, sclerosi multipla, sclerosi laterale amiotrofica, tr...

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Dichiarazioni

Gli autori non dichiarano interessi finanziari concorrenti.

Ringraziamenti

Gli autori riconoscono con gratitudine il sostegno di T. Akay, Dalhousie University, durante una visita di MG al suo laboratorio. Questo lavoro è stato sostenuto da finanziamenti della Fondazione Friebe (T0498/28960/16) e della Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG, Fondazione tedesca per la ricerca) - Project-ID 431549029 - SFB 1451.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Sottopiede assorbenteVWR115-0684
AD converterCambridge Electronic Design, Regno UnitoCED 1401micro
AmplificatoreWorkshop Istituto Zoologico, UoC-Digital
stimolatorWorkshop Istituto Zoologico, UoCMS 501
EMG elettrodiWorkshop Istituto Zoologico, UoCDue fili di rame intrecciati e isolati (50 µ m diametro esterno) erano saldati ad una spina maschio e collegati ad un amplificatore differenziale.
Unguento per gli occhiBayerBepanthen
Laboratorio di pipette di vetroIstituto Zoologico, UoC-Preparareuna pipetta di vetro piegata in un semplice gancio di vetro nella fiamma di un bruciatore Bunsen.
Scatola riscaldanteMediHeatMediHeat V1200
Piastra riscaldanteWPI61840 Piastra
Elettrodi a gancioOfficina Istituto Zoologico, UoC-Perprodurre gli elettrodi, piegare i perni in miniatura in acciaio inossidabile in ganci a un'estremità e inserirli in cannule smussate per creare un contatto meccanico diretto. Saldare l'estremità della cannula a fili di rame (lunghezza circa 50 cm), che sono collegati al dispositivo di stimolazione o di registrazione.
KetaminaPfizerKetavet
Sonda rettaleWPIRET-3
Unità di isolamento stimolatoreOfficina Istituto zoologico, UoCMI 401
SterilizzatoreCellPoint ScientificGerminator 500La disinfezione di routine pre e post-operatoria dell'attrezzatura chirurgica deve essere eseguita mediante sterilizzazione a caldo. Decontaminare gli strumenti per 15 s nel bagno di perle di vetro riscaldato (260° C).
Regolatore di temperaturaWPIATC200
Vaselina
BayerRompun
riscaldante Bayer-Xilazina

Riferimenti

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