Articolo metodologico

Dosaggio multiplo in bolo endovenoso e valutazione emodinamica invasiva in un modello murino di ipertensione arteriosa polmonare indotta da ipossia

DOI:

10.3791/63839

⸱

11 novembre 2022

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, Yale University School of Medicine, 2Department of Vascular Surgery, The First Hospital of China Medical University, Key Laboratory of Pathogenesis, Prevention, and Therapeutics of Aortic Aneurysm, 3VasoRx Inc., 4Yale Cardiovascular Research Center, Department of Internal Medicine, Yale University School of Medicine, 5Department of Cell Biology, Yale University School of Medicine

In questo articolo

Sommario

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Questo protocollo fornisce una procedura passo-passo per l'esecuzione della somministrazione di dosi multiple in bolo endovenoso e il monitoraggio emodinamico invasivo nei topi. I ricercatori possono utilizzare questo protocollo per il futuro screening dei composti terapeutici per l'ipertensione arteriosa polmonare.

Abstract

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L'ipertensione arteriosa polmonare (PAH) è una malattia progressiva potenzialmente letale, che colpisce principalmente le piccole arteriole polmonari del polmone. Attualmente, non esiste una cura per la PAH. È importante scoprire nuovi composti che possono essere utilizzati per trattare la PAH. Il modello di PAH indotto dall'ipossia murina è un modello ampiamente utilizzato per la ricerca sulla PAH. Questo modello riassume le manifestazioni cliniche umane della malattia PAH di gruppo 3 ed è un importante strumento di ricerca per valutare l'efficacia di nuove terapie sperimentali per la PAH. La ricerca che utilizza questo modello richiede spesso la somministrazione di composti nei topi. Per un composto che deve essere somministrato direttamente nel flusso sanguigno, l'ottimizzazione della somministrazione endovenosa (IV) è una parte fondamentale delle procedure sperimentali. Idealmente, il sistema di iniezione endovenosa dovrebbe consentire più iniezioni in un determinato periodo di tempo. Sebbene il modello di PAH indotto dall'ipossia murina sia molto popolare in molti laboratori, è tecnicamente difficile eseguire il dosaggio di più boli endovenosi e la valutazione emodinamica invasiva in questo modello. In questo protocollo, presentiamo istruzioni passo-passo su come eseguire il dosaggio di boli endovenosi multipli attraverso la vena giugulare di topo ed eseguire il cateterismo arterioso e del ventricolo destro per la valutazione emodinamica nel modello di PAH indotto dall'ipossia del topo.

Introduzione

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L'ipertensione arteriosa polmonare (PAH) è definita da una pressione sistolica media dell'arteria polmonare superiore a 20 mmHg a riposo 1,2. Si tratta di una malattia progressiva e fatale, caratterizzata da un aumento prolungato della pressione arteriosa polmonare, che porta al sovraccarico del ventricolo destro e, infine, alla morte per insufficienza ventricolare destra1. Attualmente, non esiste una cura per la PAH.

L'uso di modelli animali di ipertensione polmonare è importante per testare l'efficacia delle terapie sperimentali per la PAH. Tra questi modelli, il modello di PAH indotto dall'ipossia del topo ha fornito informazioni chiave sullo sviluppo della malattia PAH umana di gruppo 3 3,4. La ricerca che utilizza questo modello spesso richiede la somministrazione di composti nei topi per valutare l'efficacia e la sicurezza del nuovo composto. Pertanto, i ricercatori hanno bisogno di una procedura sperimentale dettagliata per il dosaggio dei composti e le misurazioni emodinamiche per garantire la coerenza dell'iniezione e la riproducibilità della misurazione della pressione sanguigna dall'inizio alla fine.

I metodi per l'iniezione endovenosa (IV) e la misurazione della pressione arteriosa sono stati riportati in letteratura 5,6. Tuttavia, la metodologia manca di un'illustrazione visiva e di una descrizione dettagliata. Qui illustriamo i passaggi chiave per un'iniezione endovenosa in bolo e per una misurazione e registrazione accurata della pressione arteriosa sistemica e del ventricolo destro. Le procedure qui presentate sono una risorsa importante per i ricercatori interessati alla piattaforma di somministrazione di composti per via endovenosa per sviluppare un trattamento per la PAH.

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Protocollo

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Tutte le procedure sugli animali sono state eseguite secondo i protocolli approvati dai Comitati Istituzionali per la Cura e l'Uso degli Animali dell'Università di Yale.

1. Preparazione di animali, strumenti, apparecchiature per la misurazione della pressione sanguigna e camera di ipossia

  1. Acclimatazione degli animali.
    NOTA: Gli animali da esperimento utilizzati per questo studio erano topi maschi C57BL/6 di 8 settimane del peso di 25-27 g. Diversi fattori devono essere considerati quando si stima il numero di animali necessari per l'esperimento, tra cui la mortalità associata all'intervento chirurgico, le complicanze chirurgiche inaspettate e la morte improvvisa inaspettata. Utilizzare almeno 10 topi per gruppo per raggiungere la potenza statistica ed evitare studi sottodimensionati.
    1. Al momento dell'accoglienza, alloggiare gli animali in gabbie per roditori ventilate (gruppi di cinque animali per gabbia) dotate di lettiera adeguata, cibo per roditori e acqua. Lasciare che gli animali si acclimatino al nuovo ambiente (ciclo luce-buio di 12 ore a 18-20 °C) per almeno 3 giorni.
    2. Assegnali in modo casuale ai seguenti gruppi: Normossia (Gruppo 1), ipossia (Gruppo 2) e ipossia + miRNA 7C1/let-7 (Gruppo 3).
  2. Preparazione di strumenti chirurgici e strumenti per la misurazione della pressione arteriosa.
    1. Sterilizzare tutti gli strumenti chirurgici in autoclave (Figura 1A).
    2. Preparare una piattaforma di iniezione improvvisata con un cono nasale per anestesia fatto in casa (Figura 1B), pacchetti di sutura (Figura 1C) e attrezzature per la procedura PAH (Figura 1D-F).
  3. Impostazione sperimentale per l'induzione dell'ipertensione arteriosa polmonare (PAH).
    1. Impostare il serbatoio N2 , il sensore di ossigeno e la camera di ipossia semisigillabile (Figura 2A).
    2. Stabilire un set point del 10% di O2 nel sensore di ossigeno e lasciare che il sistema raggiunga lo stato stazionario (Figura 2B, C).
    3. Mantenere in ipossia (10% O 2) gli animali con ipossia (Gruppo 2) e ipossia + miRNA 7C1/let-7 (Gruppo3) per 3 settimane. Dopo 3 settimane di ipossia, porre gli animali in condizioni normossiche per 1 settimana (Figura 2D). Il gruppo normossico (Gruppo 1) rimane in normossia per 4 settimane.
      NOTA: (1) 3 settimane di ipossia seguite da 1 settimana di normossia sono un metodo consolidato per lo sviluppo di PAH e insufficienza cardiaca del ventricolo destro7. Il sensore di ossigeno rileva la concentrazione di O2 all'interno della camera di ipossia semisigillabile e la corregge infondendo gas N2 attraverso il tubo di infusione del gas.
    4. Ispezionare gli animali ogni giorno per tutta la durata dell'esperimento (3 settimane). Consultare un veterinario se gli animali mostrano segni di sofferenza come una drammatica perdita di peso e difficoltà respiratorie. Se l'eutanasia è necessaria per gli animali in grave difficoltà, escludere l'animale dallo studio.
      NOTA: L'esposizione all'ipossia provoca la perdita di peso corporeo del topo. Una perdita del 10% del peso corporeo è tipicamente utilizzata come indicazione affidabile dello sviluppo di IPA.
    5. Evitare l'apertura prolungata della camera di ipossia. Per la pulizia delle gabbie, il rifornimento di cibo, il cambio delle bottiglie d'acqua e la somministrazione del composto, aprire le camere per non più di 1 ora alla settimana.

2. Iniezione endovenosa in bolo attraverso la vena giugulare

  1. Preparazione del topo e anestesia.
    1. Rimuovere le gabbie per topi ipossia (Gruppo 2) e ipossia + miRNA 7C1/let-7 (Gruppo 3) dalla camera di ipossia e rimuovere delicatamente l'animale dalla gabbia.
      NOTA: Il regime posologico per il miRNA 7C1/let-7 (1,5 mg/kg EV/dose) è di due volte a settimana per 4 settimane di trattamento. Si raccomanda che gli sperimentatori tolgano sia l'ipossia che l'ipossia + gabbie di trattamento composto dalla camera di ipossia durante l'iniezione endovenosa per assicurarsi che tutti gli animali ricevano la stessa entità di esposizione all'ipossia per intervallo di tempo.
    2. Pesate il mouse utilizzando una bilancia di precisione e annotatene il peso (Figura 3A).
    3. Collocare il mouse in una camera di induzione per anestesia collegata al vaporizzatore per anestesia e chiuderla (Figura 3B). Fornire supporto termico e applicare lubrificante per gli occhi su entrambi gli occhi per evitare la secchezza durante l'anestesia. Esporre il topo all'isoflurano al 3% fino a quando non perde conoscenza (Figura 3C-D).
    4. Rimuovere il topo dalla camera e radere il pelo dalla mascella cranialmente fino al centro dello sterno caudalmente. Lateralmente, radere il pelo dagli angoli della mascella, attraverso i lati del collo e verso le spalle (Figura 3E).
    5. Posizionare il topo anestetizzato con isoflurano in posizione supina (pancia rivolta verso l'alto) su una piattaforma di iniezione sotto un microscopio da dissezione. Mantenere l'anestesia tramite un cono nasale con isoflurano all'1,5% e trattenere delicatamente le quattro gambe con nastro adesivo per immobilizzare il corpo (Figura 3F).
    6. Applicare uno stimolo nocivo (ad esempio, pizzicare le dita dei piedi) con una pinza diritta per garantire un adeguato livello di anestesia. Il topo anestetizzato non deve rispondere alla stimolazione prima e durante la procedura chirurgica.
  2. Preparazione dell'agente iniettabile.
    1. Preparare un composto per iniezione monodose alla dose di 1,5 mg/kg in condizioni sterili.
      NOTA: Riscaldare il composto per iniezione a temperatura ambiente (RT) poiché l'iniezione di sostanze fredde può causare disagio e un calo della temperatura corporea del topo (se questo non danneggia il composto). La dose ottimale e la durata del composto 7C1/let-7 miRNA utilizzato in questo studio si basano su precedenti pubblicazioni 8,9.
    2. Caricare la siringa sterile monouso con il volume da iniettare. Tenere la siringa in posizione verticale e far avanzare lo stantuffo per espellere l'aria dalla siringa. Non riutilizzare la siringa.
    3. Limitare il volume di iniezione a 200 μL in un topo da 25 g per ridurre l'incidenza di emodiluizione e gli effetti cardiaci anomali sugli animali. Se è necessario un volume maggiore, dividere il composto da iniezione in due iniezioni con un intervallo di 10 minuti.
  3. Preparare il topo per l'iniezione endovenosa.
    1. Strofinare delicatamente l'area chirurgica tre volte con tre cicli alternati di soluzione di iodio povidone ed etanolo al 70%. Somministrare buprenorfina (0,05 mg/kg, SQ) 30 minuti prima della procedura chirurgica.
    2. Eseguire un taglio longitudinale di 0,5 cm leggermente a destra della linea mediana del collo utilizzando una lama per bisturi (Figura 3G).
    3. Utilizzare le pinze per separare il muscolo e i tessuti adiposi per individuare la vena giugulare esterna destra (Figura 3H).
      NOTA: Ruotare ogni volta i siti di iniezione per evitare la formazione di cicatrici.
    4. Utilizzare una lente dell'obiettivo ad alta potenza per consentire una facile visualizzazione dell'area di iniezione (Figura 3I).
  4. Iniezione endovenosa
    1. Inserire un ago sterile da 28 G nella vena giugulare con lo smusso dell'ago rivolto verso l'alto (Figura 3J, K).
      NOTA: L'iniezione della vena caudale è un'alternativa all'iniezione della vena giugulare. Tuttavia, questa tecnica è difficile da eseguire a dosi ripetute a causa della variabilità della profondità della vena, del colore della pelle della coda dei topi e della durezza della pelle.
    2. Premere lentamente lo stantuffo della siringa per iniettare il composto nella vena. Lasciare che l'ago rimanga all'interno della vena per altri 10 secondi per evitare il riflusso dell'iniettore (Figura 3L).
      NOTA: Il colorante bluastro consente una facile visualizzazione dell'iniezione. Non includere il colorante durante l'iniezione di materiali di prova. Un'iniezione imprecisa provocherà l'accumulo di colorante bluastro intorno al sito di iniezione endovenosa.
    3. Rimuovere l'ago e utilizzare un batuffolo di cotone per esercitare pressione sul sito di iniezione per prevenire il sanguinamento (Figura 3M).
    4. Suturare la pelle con una sutura 5-0 (Figura 3N). Dopo l'intervento, spostare l'animale in un'area calda, pulita e asciutta e somministrare Meloxicam (1 mg/kg, SQ, ogni 24 ore). Metti l'animale in una gabbia di recupero pulita, senza lettiera ma con il fondo coperto da un tovagliolo di carta.
      NOTA: Il topo dovrebbe essere sveglio dall'anestesia e riprendere conoscenza entro 5 minuti una volta tornato nella gabbia di recupero. Monitora il mouse per segni di angoscia.
    5. Rimetti gli animali nella loro gabbia di casa e rimetti la gabbia per topi nella camera di ipossia.
      NOTA: L'intera procedura, dall'anestesia di un topo al completamento dell'iniezione della vena giugulare, richiede circa 10-15 minuti da parte di un singolo sperimentatore. Per ridurre l'esposizione alla normossia nei topi, si raccomanda che almeno due ricercatori collaborino per eseguire una procedura di iniezione della vena giugulare.

3. Misurazione della pressione arteriosa

  1. Preparare gli strumenti per la misurazione della pressione arteriosa.
    1. Immergere la punta del catetere da 1,0 F in PBS preriscaldato a 37 °C almeno 30 minuti prima della misurazione emodinamica (Figura 4A).
    2. Misurare la distanza tra il sito di inserimento del catetere e la posizione desiderata della punta del catetere. Ad esempio, la distanza tra l'aorta ascendente del topo e la metà del collo è di circa 1-1,2 cm. La distanza tra il ventricolo destro del cuore e la metà del collo è di circa 2,3-2,8 cm.
    3. Contrassegnare due contrassegni di distanza del catetere per fornire un'indicazione visiva della profondità di inserimento (Figura 4B).
    4. Collegare il catetere al trasduttore di pressione, collegare il trasduttore di pressione al canale di ingresso 1 sul dispositivo di acquisizione dati, accendere l'unità di controllo pressione-volume e avviare il software di analisi della pressione sanguigna di acquisizione dati. Creare un nuovo documento di analisi della pressione arteriosa e impostare il canale 1 per la pressione.
    5. Eseguire una calibrazione della pressione secondo il protocollo del produttore. Lasciare che l'intera configurazione si stabilizzi per almeno 5 minuti (Figura 4C).
    6. Nel software di analisi della pressione arteriosa, selezionare Conversione unità dal menu a discesa Canale 1 (Figura 4D, freccia rossa).
    7. Impostare i valori di conversione delle unità predefiniti (Figura 4E).
      NOTA: La pressione sanguigna è rappresentata in millimetri di mercurio (mmHg). La pressione standardizzata in uscita dall'unità di controllo della pressione è di 1 V per 100 mmHg. 25 mmHg corrispondono a 0,25 V in uscita e 100 mm Hg corrispondono a 1 V in uscita.
  2. Preparare il topo per la procedura di misurazione della pressione sanguigna.
    1. Anestetizzare il topo con l'inalazione di isoflurano al 3% attraverso un cono nasale.
    2. Applicare l'unguento veterinario direttamente sulla superficie oculare degli occhi del topo per prevenire la secchezza, poiché il topo non può chiudere gli occhi sotto anestesia. Radere il pelo dal collo del topo durante l'anestesia.
    3. Strofinare la regione rasata con tre cicli alternati di soluzione di iodio povidone e tampone di etanolo al 70%. Posizionare il topo anestetizzato in posizione supina su una piattaforma di iniezione sotto un microscopio da dissezione. Posizionare il naso del topo nell'ogno nasale per mantenere l'anestesia (isoflurano all'1,5%) durante la procedura chirurgica.
    4. Testare la risposta motoria del topo anestetizzato allo stimolo nocivo. Il topo anestetizzato non deve rispondere a uno stimolo nocivo prima e durante l'intervento.
      NOTA: Gli anestetici inalabili (isoflurano) e iniettabili (ketamina/xilazina) possono ridurre la pressione sanguigna. In generale, l'anestesia per inalazione di isoflurano ha un leggero effetto sull'abbassamento della pressione sanguigna rispetto alla ketamina/xilazina. Pertanto, l'isoflurano è l'anestetico inalante preferito rispetto alla ketamina/xilazina. Raggiungere la profondità appropriata dell'anestesia è fondamentale per misurazioni emodinamiche accurate e riproducibili. Lo sperimentatore deve mantenere costante la profondità dell'anestesia per ogni topo.
  3. Cateterismo dell'aorta ascendente
    1. Applicare uno stimolo nocivo (ad esempio, pizzicare le dita dei piedi) con una pinza diritta per garantire un adeguato livello di anestesia. Praticare un'incisione sulla linea mediana della pelle dalla mandibola allo sterno (Figura 5A).
    2. Separare le ghiandole salivari ed esporre la trachea (Figura 5B).
    3. Utilizzare le pinze per liberare i tessuti molli lungo i vasi sanguigni per esporre l'arteria carotide destra e la vena giugulare esterna destra (Figura 5C).
    4. Mettere 0,5 ml di PBS nella cavità per rallentare lo sviluppo del vasospasmo mentre si manipola l'arteria carotide.
    5. Isolare con cura una sezione di 5 mm dell'arteria carotide destra. Posizionare un pezzo di carta bianca sterile sotto il vaso come sfondo per rendere l'arteria più visibile (Figura 5D).
      NOTA: Separare con cura il nervo vago (bianco) dall'arteria e assicurarsi di non tagliare o danneggiare il nervo o l'arteria.
    6. Usando un 8-0 la sutura annoda un nodo permanente (#1) per chiudere l'estremità cranica del vaso (Figura 5E).
    7. Annodare un primo nodo sciolto (#2) per occludere temporaneamente il flusso sanguigno dall'aorta. Quindi, fare un secondo nodo sciolto (#3) tra le prime due suture (Figura 5F). Il secondo nodo sciolto (#3) verrà utilizzato per fissare rapidamente il catetere dopo il posizionamento.
    8. Usando un ago da 25 G, praticare un piccolo foro, abbastanza grande da far passare il catetere, in linea con il vaso tra le legature #3 e #1 (Figura 5G).
      NOTA: Le arterie carotidi trasportano sangue ossigenato dal cuore e hanno una pressione molto alta. Se l'arteria carotide viene tagliata, quella pressione farà fuoriuscire il sangue (Figura 5H).
    9. Tenere il catetere a 1,5 pollici dalla punta e inserire delicatamente la punta del catetere attraverso il foro dell'arteria (segno X). Stringere il nodo di sutura centrale (# 3) attorno al catetere e al vaso che consente ancora il passaggio del catetere (Figura 5I-J).
      NOTA: Questo passaggio richiede pratica. Le potenziali complicanze di questo passaggio includono sanguinamento nel sito di inserimento del catetere e vasospasmo. Quando si verifica un'emorragia, la perdita di sangue dall'arteria sanguinante riduce il volume del sangue, portando a un grave calo della pressione sanguigna sistemica. A causa della gravità, l'animale ha raggiunto un endpoint umano e deve essere soppresso. Per il vasospasmo indotto meccanicamente, di solito si verifica durante l'inserimento del catetere a causa di una contrazione persistente dei vasi sanguigni. Ciò riduce l'apertura del vaso sanguigno e impedisce l'avanzamento del catetere verso l'arteria carotide. Non esercitare una forza eccessiva contro la resistenza per far avanzare il catetere. Quando si riscontra una resistenza al vasospasmo moderata o grave, riprovare dopo un po' o utilizzare un catetere più piccolo (ad es. 1,0 F). I microchirurghi esperti possono raggiungere percentuali di successo del 100% per il cateterismo dell'aorta ascendente.
    10. Dopo che il catetere ha superato il primo nodo allentato (#2) con la punta del sensore, fissare il secondo nodo allentato (#2) più saldamente per fissare il catetere e rilasciare delicatamente il primo nodo allentato (#2) (Figura 5K, L).
    11. Continuare a inserire il catetere verso l'aorta ascendente in base al segno sul catetere (Figura 4B) fino a quando l'analisi della pressione non mostra un profilo della pressione arteriosa (Figura 5M). Registra i dati della pressione arteriosa sistemica (SBP) utilizzando il sistema di acquisizione dati e il software.
    12. Allentare il nodo di sutura centrale (#3) per consentire l'estrazione del catetere (Figura 5N).
    13. Legare il nodo di sutura medio (# 3) attorno al vaso prima di estrarre il catetere dall'arteria carotide (Figura 5O-P).
    14. Posizionare il catetere nel PBS.
  4. Cateterismo cardiaco destro.
    1. Isolare accuratamente la vena giugulare esterna destra dal tessuto connettivo circostante e legare tutti i piccoli rami con 8-0 sutura (punte di freccia blu) (Figura 6A).
      NOTA: Per il cateterismo cardiaco destro, l'accesso al cuore avviene comunemente attraverso la vena giugulare destra.
    2. Usando un 8-0 sutura, fare un nodo permanente (#1) per chiudere l'estremità cranica del vaso (Figura 6B). Quindi, fare un nodo sciolto (#2) sull'estremità caudale del vaso (Figura 6C).
    3. Utilizzare un ago da 25 G per praticare un piccolo foro prossimale al nodo permanente (#1) (Figura 6D).
      NOTA: Le vene giugulari trasportano il sangue deossigenato al cuore e hanno una bassa pressione. Se la vena giugulare viene tagliata, il sangue non sgorgherà (Figura 6D, E).
    4. Afferrare il catetere e inserirlo nel taglio della vena (segno X) (Figura 6E) e stringere il nodo caudale (#2) attorno al catetere e al vaso (Figura 6F).
    5. Spingere lentamente e delicatamente il catetere nel cuore destro. Monitorare la profondità della punta del catetere in base al segno del catetere (Figura 4B).
      NOTA: La valutazione della pressione sistolica ventricolare destra (RVSP) nei topi a torace chiuso è una sfida a causa della complessa anatomia e struttura del ventricolo destro. Questo passaggio richiede un alto livello di competenza e molta pratica. Nelle mani di un microchirurgo esperto, il tasso di successo per il cateterismo del ventricolo destro può avvicinarsi al 90%.
    6. Valutare la posizione della punta del catetere in base al tracciamento dell'onda di pressione nel software. Quando la punta del catetere si trova nel ventricolo destro, il monitor mostrerà un tipico tracciato RVSP (Figura 6G, H).
      NOTA: Quando la forma delle curve di pressione polmonare appare atipica (ad es. curve appuntite), ciò implica un posizionamento errato del catetere. Regolare la posizione del catetere tirando delicatamente il catetere leggermente all'indietro, quindi facendo avanzare lentamente il catetere in una posizione più centrale all'interno del ventricolo destro. Per evitare la generazione di artefatti nei dati di ricerca, lo sperimentatore deve evitare tentativi prolungati (non più di 1 minuto) o ripetuti (non più di due tentativi) di cateterismo del ventricolo destro.
    7. Tenere il catetere immobile e raccogliere i dati per 5 minuti.
    8. Al termine della registrazione, estrarre con cautela il catetere e legare il nodo caudale (#2) attorno al vaso (Figura 6I). Riposizionare il catetere nella soluzione PBS.
      NOTA: Al termine dell'esperimento, pulire il catetere con una soluzione di enzimi digestivi all'1% secondo le istruzioni del produttore. Oltre a valutare lo stato emodinamico, gli investigatori possono prelevare i cuori e i polmoni per l'esame istopatologico della PAH. Per garantire l'efficacia del dosaggio di più boli endovenosi, i ricercatori possono isolare le cellule endoteliali polmonari e misurare i livelli di miRNA let-7.

4. Analisi dei dati della pressione sanguigna

  1. Esaminare la registrazione della pressione sanguigna.
    1. Aprire il file di dati del software per l'analisi della pressione arteriosa (PAH JOVE.adicht).
    2. Nel canale 1, selezionare un'area che rappresenti il segnale di pressione e posizionare il cursore della forma d'onda sul picco (segno X) per misurare l'ampiezza della pressione (Figura 7A).
    3. Determinare l'ampiezza massima dell'onda di pressione. Rappresenta la pressione sistolica (Figura 7A, freccia rossa).
    4. Estrarre l'area di interesse (area grigia della Figura 7B ) dall'immagine premendo Maiusc + Comando + 3 (per Mac) o Windows + Maiusc + S (per PC Windows) e incollarla in un file grafico.
  2. Analisi statistica dei dati della pressione arteriosa.
    1. Inserire i dati della pressione sanguigna del singolo topo nel software di analisi statistica.
    2. Eseguire un test t di Student spaiato per l'analisi statistica di due gruppi di studio (normossia vs. ipossia; ipossia vs. ipossia + miRNA 7C1/let-7). Si considerino le differenze nei valori medi significative quanto p < 0,05.

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Risultati

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L'anestesia spesso riduce la pressione sanguigna. Pertanto, è stata utilizzata una dose minima di anestesia per abolire i movimenti in risposta a uno stimolo nocivo. L'accesso riuscito alla camera ventricolare destra può essere visualizzato mentre la forma d'onda emodinamica cambia in diverse regioni dei sistemi venosi (Figura 8).

In questo studio, i topi sono stati assegnati in modo casuale al gruppo normossico (21% O2 ) (n = 10), al gruppo ipossia (10...

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Discussione

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Diversi modelli animali di ipertensione polmonare sono stati stabiliti per imitare gli eventi di elevata resistenza vascolare polmonare nei soggetti umani. Tra questi, il modello di PAH indotto dall'ipossia del topo è stato ampiamente utilizzato per valutare l'efficacia di nuove terapie sperimentali per la PAH. La ricerca che utilizza questo modello richiede spesso la somministrazione di composti ai topi. Rispetto ad altri protocolli pubblicati per l'iniezione endovenosa (IV) e la valutazione emodinamica invasiva, questo...

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Dichiarazioni

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

K Zsebo, M Simons e P-Y Chen sono fondatori scientifici e azionisti di VasoRx, Inc. M Simons è membro del comitato consultivo scientifico di VasoRx, Inc. HJ Duckers è un dipendente e azionista di VasoRx. Gli altri autori dichiarano di non avere interessi contrastanti.

Ringraziamenti

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Questo lavoro è stato sostenuto, in parte, da un Joint Biology Consortium Microgrant fornito nell'ambito della sovvenzione NIH P30AR070253 (PYC), del Fondo per l'educazione alla ricerca medica cardiovascolare (PYC), del VasoRx, Inc. Fund (MS) e delle sovvenzioni NIH HL135582 (MS), HL152197 (MS).

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Confezione di sutura in prolene 5-0Ethicon8698Gper la chiusura dell'incisione
Confezione di sutura in nylon 8-0AROSurgical InstrumentsT06A08N14-13per legatura
Camera di induzione per anestesiaVETEQUIP#941444Trattiene l'animale durante l'esposizione all'anestesia
Cavo di interfaccia del catetere PEC-4DMillarper il collegamento del catetere Millar Mikro-Tip al PCU-2000
Filtri a tanica di carboneVETEQUIP#931401  per aiutare a rimuovere  anestetico di scarto  gas
Tamponi di cotoneMcKesson24-106per applicare pressione al sito di iniezione per prevenire il sanguinamento
Forbici finiscienza fine14059-11Strumenti chirurgici
Siringa da insulina 28 GEXEL26027per iniezione endovenosa giugulare
IsofluranoCOVETRUS#029405per anestesia del topo
Software LabChart 8per l'analisidei
Catetere a pressione Mikro-Tip SPR-1000 (1.0 F)Millarper la misurazione invasiva della pressione sanguigna
Ago-25 GBD305124per praticare un piccolo foro in un vaso
Controllore di ossigeno Sensore di ossigeno ProOxBioSpherixE702per il monitoraggio della concentrazione di ossigeno
PCU-2000 Unità di controllo della pressioneMillarper il collegamento del catetere Millar Mikro-Tip a PowerLab 4/35
PowerLab 4/35ADInstrumentsfor Data Acquisition.
L'investigatore deve collegare il PowerLab 4/35 a un laptop personale contenente il software LabChart 8 per il funzionamento.
Prism 8GraphPadper la statistica e la grafica scientifica
Camera per ipossia semisigillabileBioSpherixun ambiente artificiale che simula le condizioni di alta quota per gli animali
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Pinzetta stile 4Microscopia elettronica Scienze0302-4-POStrumenti chirurgici
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3000 Vaporizzatore veterinarioCOLONIAL MEDICAL SUPPLY CO., INC.per un'erogazione accurata dell'anestesia
Strumenti per la Strumenti dati

Riferimenti

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