Questo protocollo descrive la metodologia chirurgica per l'impianto di un dispositivo di telemetria wireless per animali di grandi dimensioni per consentire la raccolta continua e a lungo termine di dati emodinamici, tra cui frequenza cardiaca, pressione arteriosa, pressioni della vena cava inferiore e superiore e ritmo cardiaco.
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Articolo metodologico
Impianto di un dispositivo di telemetria wireless in un modello ovino di Fontan per il monitoraggio emodinamico continuo e a lungo termine
In questo articolo
Sommario
Abstract
Mentre la procedura Fontan migliora drasticamente l'aspettativa di vita per i pazienti con ventricolo singolo, è ben noto che la circolazione risultante causa un carico significativo di malattia a lungo termine come conseguenza di pressioni venose centrali cronicamente elevate e diminuzione della gittata cardiaca. I modelli animali cronici di Fontan sono una risorsa preziosa per studiare gli esiti fisiologici tardivi associati a questa operazione e uno strumento necessario nella valutazione di futuri dispositivi progettati per alleviare il fallimento di Fontan. Tuttavia, i precedenti tentativi di creare modelli di Fontan cronici sono stati ostacolati da bassi tassi di sopravvivenza. Inoltre, un'efficace raccolta di dati emodinamici rappresenta una sfida significativa per gli animali che si muovono liberamente. A tal fine, l'uso di sistemi di telemetria impiantabili wireless fornisce una nuova soluzione per il monitoraggio in tempo reale e a lungo termine dei dati cardiovascolari. Questo protocollo descrive la metodologia per l'impianto chirurgico di un dispositivo di telemetria wireless in un modello ovino di sopravvivenza Fontan, facilitando la registrazione continua e continua di diversi parametri emodinamici, tra cui la frequenza cardiaca, la pressione arteriosa e le pressioni localizzate nella vena cava inferiore (IVC) e superiore (SVC). I dispositivi di telemetria sono stati impiantati con incannulamento dell'arteria carotide e della vena giugulare interna o dell'arteria e della vena femorale, per il posizionamento di cateteri sensibili alla pressione rispettivamente nell'aorta ascendente e nella SVC o nell'aorta addominale e nell'IVC. L'uso dei sistemi di telemetria wireless ha consentito un attento monitoraggio postoperatorio dopo un'operazione Fontan a stadio singolo, che ha contribuito a migliorare il benessere e la sopravvivenza degli animali.
Introduzione
Lo sviluppo della procedura Fontan nel 1971 ha portato a miglioramenti significativi nei risultati per i pazienti con singolo ventricolo1. Lo scopo di questa operazione è quello di separare il ritorno venoso sistemico e polmonare al cuore, aumentando così l'ossigenazione sistemica e alleviando il carico di volume sul ventricolo sistemico. Dalla sua introduzione, sono state apportate numerose modifiche all'approccio chirurgico. Attualmente, il bypass totale del cuore destro è più spesso ottenuto attraverso la ricostruzione a stadi 2,3. Tipicamente, la prima fase viene eseguita durante la prima settimana di vita4. I pazienti vengono quindi sottoposti a una seconda fase, che consiste nella procedura di Glenn o nell'emi-Fontan, per reindirizzare il flusso sanguigno dalla vena cava superiore (SVC) all'arteria polmonare (PA)5. Segue la procedura di Fontan, che prevede la creazione di un condotto extracardiaco o tunnel laterale tra la vena cava inferiore (IVC) e la PA6. Progressi chirurgici come quelli compiuti nel corso della storia della procedura Fontan non avrebbero potuto essere raggiunti senza l'uso di modelli animali7.
Mentre la procedura di Fontan migliora drasticamente l'aspettativa di vita per i pazienti con un solo ventricolo, è ben noto che la circolazione risultante, che funziona senza una pompa sottopolmonare, causa un carico significativo di malattia a lungo termine come conseguenza di pressioni venose centrali cronicamente elevate (CVP) e diminuzione della gittata cardiaca 8,9,10,11,12 . I modelli animali cronici di Fontan sono una risorsa preziosa per studiare gli esiti fisiologici tardivi associati a questa operazione13. La raccolta attiva dei dati dei parametri cardiovascolari, come CVP, frequenza cardiaca e altri segni vitali, per catturare i cambiamenti emodinamici postoperatori è essenziale per una valutazione completa della fisiopatologia in via di sviluppo. Inoltre, i modelli animali sono uno strumento necessario per testare la capacità di nuovi dispositivi di assistenza ventricolare progettati per alleviare le carenze emodinamiche della circolazione di Fontan in vivo 14,15,16,17,18,19.
Tuttavia, una raccolta efficace dei dati rappresenta una sfida significativa. Le tecniche invasive basate su catetere sono limitate dalla loro natura transitoria, dai rischi procedurali associati e dall'incapacità di monitorare le condizioni dell'animale per periodi prolungati. Inoltre, i precedenti tentativi di creare un modello di Fontan di grandi dimensioni sono stati ostacolati da scarsi tassi di sopravvivenza, presumibilmente a causa dell'incapacità dei cuori normali di adattarsi all'instaurazione acuta della circolazione di Fontan 7,20. A tal fine, l'uso di sistemi di telemetria wireless fornisce una nuova soluzione per la raccolta in tempo reale e a lungo termine di dati cardiovascolari in animali che si muovono liberamente21,22. Questi dispositivi possono anche consentire un attento monitoraggio postoperatorio, che potrebbe portare a un miglioramento del benessere e della sopravvivenza degli animali.
Qui, descriviamo la metodologia per il successo dell'impianto e dell'uso di un sistema di telemetria wireless23 in un modello ovino di Fontan cronico. Questa tecnica ha fornito un mezzo robusto e affidabile per la raccolta continua di dati emodinamici, consentendo lo studio delle pressioni venose e di altri parametri fisiologici chiave. L'implementazione di questa tecnologia in modelli preclinici è fondamentale per far progredire la nostra comprensione della fisiologia di Fontan e lo sviluppo di nuove strategie terapeutiche volte a migliorare gli esiti a lungo termine dei pazienti con Fontan.
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Protocollo
Questo protocollo sperimentale è stato approvato dal Comitato istituzionale per la cura e l'uso degli animali dell'Istituto di ricerca Abigail Wexner del Nationwide Children's Hospital (AR20-00121). Tutte le procedure hanno aderito alle linee guida delineate nella Guida per l'uso e la cura degli animali da laboratorio del National Institute of Health. Questa ricerca ha seguito le linee guida Animal Research: Reporting of In Vivo Experiments. Le pecore Dorset con un peso compreso tra 23 e 38 kg e un'età compresa tra 2 e 12 mesi sono state alloggiate in un ambiente specifico privo di agenti patogeni con libero accesso a cibo e acqua per almeno 1 settimana prima dell'intervento chirurgico. L'attrezzatura e i reagenti utilizzati nello studio sono elencati nella Tabella dei materiali.
1. Preparazione degli animali
- Far sottoporre le pecore a una valutazione da parte del team veterinario 1 settimana prima dell'intervento chirurgico per assicurarsi che possano sottoporsi in sicurezza all'anestesia. Veloce pecore sane e privare di acqua per 12 ore prima della procedura chirurgica.
- Sedato con una combinazione di ketamina (4 mg/kg) e diazepam (0,5 mg/kg) iniettati attraverso una vena giugulare interna (IJ).
- Radere le pecore secondo la procedura pianificata (descritta di seguito) e sopra la coscia per il posizionamento del cuscinetto di messa a terra con elettrocauterizzazione. Pulire i siti chirurgici con alcool.
- Inserire un tubo endotracheale a lume singolo da 8-9 mm nella trachea.
- Inserire un sondino orogastrico per la decompressione dello stomaco e del rumine.
- Inserire un catetere venoso a lume singolo (16-18 G) nella vena giugulare destra o in una vena safena laterale per la somministrazione continua di fluidi, l'infusione a velocità continua (CRI) di propofol e l'iniezione di farmaci, se necessario.
- Posizionare una linea arteriosa (22-24 G) in un'arteria auricolare per il monitoraggio continuo della pressione sanguigna.
- Posizionare un bracciale per la pressione sanguigna sull'arto anteriore destro per una misurazione non invasiva della pressione sanguigna, una clip sull'orecchio o sulla lingua per monitorare la saturazione di ossigeno e elettrocardiografie (ECG) su tutti e quattro gli arti.
- Durante la procedura, mantenere l'anestesia utilizzando isoflurano per via inalatoria 1%-3% con 100% O2 e/o propofol CRI (20-45 mg/kg/h).
- Pulire asetticamente i siti chirurgici utilizzando una preparazione a base di clorexidina e un telo in modo sterile standard.
- Somministrare cefazolina (25 mg/kg) per la profilassi antibiotica prima dell'incisione e ridosare ogni 4 ore durante l'operazione, se necessario.
- Somministrare un'iniezione sottocutanea di anestetico locale, come bupivacaina 0,25%, in tutti i siti di incisione pianificati prima dell'incisione.
2. Preparazione del dispositivo di telemetria
- Aprire il programma software di telemetria e accendere il dispositivo di telemetria utilizzando l'interruttore magnetico mentre è ancora sigillato nella sua confezione originale.
- All'interno del programma software, fare clic su Hardware situato nella barra in alto e selezionare Modifica configurazione PhysioTel Digital (CLC) per assegnare l'unità di telemetria a un controller di collegamento di comunicazione (CLC).
- Una volta selezionato un CLC, si aprirà la relativa pagina dei dettagli CLC . All'interno di questa pagina, fai clic su Cerca impianti, che avvierà una ricerca dei dispositivi implantari accesi nelle vicinanze.
- Fare clic su Aggiungi per aggiungere l'unità di telemetria all'elenco Impianti selezionati . Il dispositivo verrà ora visualizzato nell'elenco Impianti configurati nella pagina Dettagli CLC . Fare clic su Salva ed esci.
- Avviare l'acquisizione dei dati premendo il pulsante Riproduci accanto al nome dell'unità di telemetria nella scheda Controllo campionamento . Il grafico che mostra l'acquisizione dei dati in tempo reale si aprirà automaticamente.
- Rimuovere il dispositivo dalla confezione esterna e trasferirlo nella confezione interna sterile sul tavolo operatorio.
- Azzerare il dispositivo mentre rimane nella sua confezione interna. Attendere che le misurazioni dal dispositivo siano state stabili per 30 s e utilizzare i valori di pressione media non pulsatile stabilizzata (NPMN) come offset.
- All'interno di Impostazione soggetto, selezionare l'icona delle impostazioni accanto al parametro che viene azzerato e aprire la scheda Offset . Immettere il valore di offset ottenuto dalle misurazioni NPMN nella casella di testo.
- Dopo aver inserito l'offset, controllare se le letture NPMN sono 0 ± 0,1 mmHg. In caso contrario, ripetere il passaggio 2.7 fino a quando i valori non rientrano nell'intervallo desiderato.
- Eseguire i passaggi 2.7-2.9 per entrambi i canali di pressione.
- Prima di inserire i cateteri sensibili alla pressione in un vaso sanguigno, picchiettare la punta per identificare il canale corrispondente. I tocchi diventeranno evidenti nell'uscita della forma d'onda.
- Utilizzare il catetere corrispondente al canale della pressione ventricolare sinistra (LVP) per la misurazione della pressione arteriosa e al canale della pressione sanguigna (BP) per la misurazione della pressione venosa.
- Nella scheda Attributi standard della finestra di dialogo Attributi analisi pressione arteriosa , impostare l'altezza minima dell'impulso su 1 mmHg per il canale BP.
3. Metodo 1: incannulamento dell'arteria femorale e delle vene
- Radere la pecora in un ampio perimetro intorno all'inguine destro e sopra l'addome e il torace.
- Posizionare le pecore in posizione supina sul tavolo operatorio con gli arti anteriori fissati in flessione utilizzando una cintura di stoffa flessibile e gli arti posteriori fissati in estensione utilizzando una fascetta a nodo scorsoio per consentire l'accesso all'inguine (Figura 1A).
- Praticare un'incisione trasversale di 5 cm nella regione inguinale destra centrata sull'arteria femorale palpabile, circa 1 cm sotto la piega inguinale.
- Utilizzando una combinazione di elettrocauterizzazione e dissezione smussata, sezionare attraverso il tessuto sottocutaneo fino al triangolo femorale. Localizzare i vasi femorali palpando per il polso arterioso.
- Dividere tra il sartorio e il muscolo adduttore lungo lungo la direzione delle fibre muscolari per esporre i vasi femorali (Figura 1B).
- Utilizzando una combinazione di dissezione smussata e tagliente, eliminare il tessuto connettivo dai vasi femorali circonferenzialmente.
- Passare una fascetta di seta 2-0 a doppio anello attorno a entrambi i vasi prossimali e distali al sito di incannulamento per la legatura temporanea dei vasi.
- Praticare un'incisione trasversale di 6 cm attraverso la pelle nell'addome inferiore destro, a circa 3 cm sopra la piega inguinale.
- Utilizzando una combinazione di elettrocauterizzazione e dissezione smussata, sezionare il grasso sottocutaneo e il tessuto connettivo per creare una tasca di 6 cm x 4 cm superficiale all'obliquo esterno.
- Inserire il dispositivo di telemetria nella tasca sottocutanea e fissarlo in posizione utilizzando una sutura di seta 2-0 (Figura 1C).
- Scavare il tunnel dell'antenna del dispositivo di telemetria sotto il tessuto sottocutaneo e fissarlo in posizione utilizzando una sutura di seta 2-0.
- Per il posizionamento delle derivazioni del biopotenziale (ECG), praticare controincisioni di 1 cm nella pelle sopra l'addome medio e inferiore, nonché la parte inferiore e superiore del torace. Tunnelizzare sottocutaneamente per collegare queste incisioni alla tasca del corpo del dispositivo e guidare gli elettrocateteri ECG nella posizione desiderata.
- Posizionare l'elettrodo positivo nel tessuto sottocutaneo a sinistra dello sterno inferiore. Assicurarsi che il tubo in silicone sia stato rimosso per rivelare la punta del filo di acciaio sottostante.
- Posizionare l'elettrodo negativo nel tessuto sottocutaneo a destra dello sterno superiore.
- Il cablaggio in eccesso per entrambi gli elettrocateteri può essere arrotolato e fissato nella posizione sottocutanea utilizzando una sutura di seta 2-0.
- Creare un tunnel sottocutaneo dalla tasca del dispositivo addominale inferiore all'incisione inguinale e infilare i due cateteri a pressione.
- Posizionare un punto di sutura a borsetta utilizzando una sutura in polipropilene 6-0 attorno al sito di incannulamento sia dell'arteria femorale che della vena, che può essere fissata utilizzando un laccio emostatico di plastica.
- Riempire le punte del gel del catetere con gel non comprimibile ad alta viscosità per prevenire la coagulazione all'interno delle punte del catetere, assicurando l'assenza di bolle d'aria.
- Somministrare una dose di eparina per via endovenosa (100 unità/kg) 3 minuti prima dell'incannulamento.
- Stringere i lacci emostatici di seta 2-0 prossimali e distali attorno all'arteria femorale. Incidere con cura nel recipiente al centro del punto del cordino della borsa usando un bisturi a lama #11 e dilatare leggermente con la punta di un emostatico curvo.
- Inserire il catetere a pressione corrispondente al canale LVP e farlo avanzare nell'aorta addominale, allentando il laccio emostatico in seta prossimale per consentire il passaggio del catetere. Stringere la sutura del cordone della borsa e legarla attorno al catetere.
- Ripetere i passaggi 3.20 e 3.21 per l'incannulamento della vena femorale utilizzando il catetere a pressione corrispondente al canale della pressione arteriosa e farlo avanzare nell'IVC addominale (Figura 1D).
- Verificare che le punte del catetere siano posizionate correttamente nell'IVC e nell'aorta utilizzando la fluoroscopia.
- Riapprossimare il muscolo sartorio utilizzando una sutura riassorbibile 2-0.
- Chiudere la pelle con suture dermiche e sottocuticolari profonde utilizzando rispettivamente suture riassorbibili 3-0 e 4-0.
4. Metodo 2: incannulamento dell'arteria carotide e della vena giugulare interna
- Radere la pecora in un ampio perimetro intorno al collo sinistro e giù sopra il petto.
- Posizionare la pecora in decubito laterale destro sul tavolo operatorio con l'arto anteriore sinistro fissato in flessione utilizzando una fascetta a nodo scorsoio per esporre il torace (Figura 2A).
- Praticare un'incisione cutanea longitudinale di 5 cm sopra l'arteria carotide sinistra e la vena IJ, a circa 7 cm dal cranio all'ingresso toracico.
- Utilizzando l'elettrocauterizzazione, sezionare il grasso sottocutaneo, il tessuto connettivo e il platisma per esporre i vasi del collo (Figura 2B).
- Utilizzando una combinazione di dissezione smussata e tagliente, eliminare circonferenzialmente il tessuto connettivo dall'arteria carotide sinistra e dalla vena IJ.
- Passare una fascetta di seta 2-0 a doppio anello attorno a entrambi i vasi prossimali e distali al sito di incannulamento per la legatura temporanea dei vasi.
- Praticare un'incisione longitudinale di 6 cm alla base del collo sinistro tra la scapola e il rachide cervicale.
- Utilizzando una combinazione di elettrocauterizzazione e dissezione smussata, sezionare il grasso sottocutaneo e il tessuto connettivo per creare una tasca di 6 cm x 4 cm che si estende verso la colonna vertebrale.
- Inserire il dispositivo di telemetria nella tasca sottocutanea e fissarlo in posizione utilizzando una sutura di seta 2-0.
- Scavare il tunnel dell'antenna del dispositivo di telemetria sotto il tessuto sottocutaneo e fissarlo in posizione utilizzando una sutura di seta 2-0.
- Praticare incisioni cutanee di 1 cm alla base del collo, nonché nella parte inferiore sinistra e nella parte superiore destra del torace, per il posizionamento delle derivazioni ECG. Tunnelizzare sottocutaneamente per collegare queste incisioni alla tasca del corpo del dispositivo e guidare gli elettrocateteri ECG nella posizione desiderata (Figura 2C).
- Posizionare le derivazioni ECG in modo simile ai passaggi descritti sopra per la procedura di impianto femorale (sezione 3).
- Creare un tunnel sottocutaneo dalla tasca laterale del dispositivo all'incisione mediale del collo e infilare i due cateteri a pressione. Preparare questi cateteri a pressione utilizzando il gel prima dell'incannulamento, come descritto nella procedura di impianto femorale.
- Utilizzando una sutura in polipropilene 6-0, posizionare un punto di sutura intorno al sito di incannulamento su entrambi i vasi e fissarlo con un laccio emostatico di plastica.
- Somministrare una dose di eparina per via endovenosa (100 unità/kg) 3 minuti prima dell'incannulamento.
- Stringere i lacci emostatici di seta 2-0 prossimali e distali attorno all'arteria carotide. Incidere con cura nel recipiente al centro del punto del cordino della borsa usando un bisturi a lama #11 e dilatare leggermente con la punta di un emostatico curvo.
- Inserire il catetere a pressione corrispondente al canale LVP e farlo avanzare nell'aorta ascendente toracica, allentando il laccio emostatico in seta prossimale per consentire il passaggio del catetere. Stringere la sutura del cordone della borsa e legarla attorno al catetere.
- Ripetere i passaggi 4.16 e 4.17 per l'incannulamento della vena IJ sinistra utilizzando il catetere a pressione corrispondente al canale BP e farlo avanzare nella SVC toracica.
- Confermare la posizione appropriata delle punte del catetere nella SVC toracica e nell'aorta ascendente utilizzando la fluoroscopia (Figura 2D).
- Riapprossimare il muscolo platisma utilizzando una sutura riassorbibile 2-0.
- Chiudere la pelle con suture dermiche e sottocuticolari profonde utilizzando rispettivamente suture riassorbibili 3-0 e 4-0.
5. Recupero
- Interrompere gli anestetici. Rimuovere il sondino orogastrico ed estubare quando la pecora respira senza l'assistenza del ventilatore. Ciò si verifica in genere dopo che la pecora mostra segni di eccitazione (movimento, battito delle palpebre, risposta a stimoli dolorosi, tono della mascella, masticazione).
- Rimuovere la linea arteriosa.
NOTA: Il monitoraggio continuo della pressione sanguigna può essere fornito dal dispositivo di telemetria se uno dei suoi cateteri di pressione è stato posizionato nell'aorta. - Trasferire le pecore in un'unità abitativa isolata per il recupero. Aiuta le pecore a rimanere in decubito sternale e poi eventualmente a stare in piedi.
- Somministrare banamina per via endovenosa (2,2 mg/kg) e buprenorfina SR per via sottocutanea (0,03 mg/kg) per il dolore postoperatorio.
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Risultati
Esiti chirurgici
Un totale di 13 pecore sono state sottoposte a chirurgia Fontan in monostadio che ha comportato una connessione cavopolmonare totale con distacco sia della SVC che dell'IVC dall'atrio destro, anastomosi diretta end-to-side della SVC alla PA e posizionamento di un condotto extracardiaco tra l'IVC e la PA. Le pecore sono state sottoposte a questa procedura a un'età media di 13,3 ± 7,6 mesi. Di queste, 3 pecore sono state sottoposte a impianto di un disp...
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Discussione
Abbiamo sviluppato due metodi chirurgici per l'impianto di un dispositivo di telemetria wireless in un modello ovino. Il dispositivo è stato impiantato con successo in 5 pecore per ottenere un monitoraggio e una registrazione continui e a lungo termine di diversi parametri cardiovascolari, tra cui la frequenza cardiaca, la pressione arteriosa e le pressioni venose localizzate dall'IVC addominale e dalla SVC toracica. Tutte le pecore sono sopravvissute all'intervento chirurgico per l'impi...
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Dichiarazioni
Questo progetto è stato finanziato da Additional Ventures Cures Collaborative, Palo Alto, California.
Ringraziamenti
Apprezziamo il personale veterinario dedicato presso l'Animal Research Core. Desideriamo anche esprimere la nostra gratitudine a Mary Walker, DVM, MS, per la sua inestimabile esperienza e la cura vigile durante lo studio.
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Materiali
| Nome | Azienda | Numero di catalogo | Commenti |
|---|---|---|---|
| Soluzione di cloruro di sodio allo 0,9% | Baxter Healthcare Corporation | Farmacia | Rianimazione intraoperatoria di liquidi e risciacquo della ferita |
| 16 G catetere endovenoso | BD | 382259 | Per l'amministrazione di fluidi e farmaci |
| 22 G di catetere intravascolare | BD | 381423 | Per arterie & nbsp; Monitoraggio della pressione sanguigna |
| Alcol isopropilico al 70% | Veterinaria di Aspen | 11795782 | Soluzione detergente topica |
| Cartuccia ACT | Abbot Diagnostics | 03P86-25 | Tempo di coagulazione attivato |
| Morsetto per asciugamani Backhaus | Medline | MDS1411111 | Per fissare il drappeggiamento sterile |
| Banamine | Hospira Pharmaceuticals | Farmacia | Controllo del dolore postoperatorio: concentrazione 50 mg/mL, dose 2,2 mg/kg |
| Cuffia per la pressione | Royal Philips | 9.89803E+11 | Monitoraggio non invasivo della pressione sanguigna |
| Bupivacaina cloridrato | Hospira Pharmaceuticals | Farmacia | Anestetico locale: concentrazione 2,5 mg/mL, dose 2,5 mg/kg |
| Buprenorfina | Hospira Pharmaceuticals | Farmacia | Controllo del dolore post-operatorio: concentrazione 0,3 mg/mL, dose 0,03 mg/kg |
| Portaaghi Castroviejo | Medline | MDS0750386 | Portaago durante la sutura dei vasi sanguigni |
| Assorbente detergente per cauteri | Cardinal Health | 300-2SS | Per pulire la cauteria, punta di matita |
| Matita cautery | Medline | ESRK3002L | Per la dissezione tramite elettrocauterizzazione |
| Cefazolina | Hospira Pharmaceuticals | Farmacia | Profilassi antibiotica |
| Cetacaina | Cetilite | 220 | Spray anestetico topico per l'intubazione |
| Cloraprep | BD | 930825 | Antisettico topico |
| Forze atraumatiche debache | Medline | MDS1130630F | Per la manipolazione dei tessuti |
| Diazepam | Hospira Pharmaceuticals | Farmacia | Sedativo: concentrazione 5 mg/mL, dose 0,5 mg/kg |
| Derivanti ECG | 3M | 2570 | Monitoraggio ECG |
| Tubo endotracheale, misura 8-9 | Covidien | 86452, 86114 o 86454 | Per garantire le vie aeree |
| Pinze emostatiche di Hartmann | Medline | MDS1221109 | Per clampare i vasi sanguigni e tenere piccole suture |
| Eparina | Hospira Pharmaceuticals | Farmacia | Anticoagulante: 1.000 unità USP/mL |
| Kit trasduttore di pressione | Edwards Scienze della vita | VSYPX12N | Per arterie & nbsp; Monitoraggio della pressione sanguigna |
| Pinza linguale per pulsossimetro | Nellcor | PO736 | Per l'ossimetria di polso |
| Isoflurano | Baxter Healthcare Corporation | Farmacia | Anestetico: dose 1-3% |
| Pinza Kantrowitz (angolo retto) | Medline | MDS1243528 | Per la dissezione contundente intorno ai vasi sanguigni |
| Ketamina | Hospira Pharmaceuticals | Farmacia | Sedativo: concentrazione 100 mg/mL, dose 4 mg/kg |
| Drape per laparotomia | Medline | DYNJP3008 | Drappeggiamento sterile |
| Gelatina lubrificante | Medline | MDS0322273Z | Lubrificante per tubi endotracheali |
| Portaaghi Mayo Hegar | Medline | MDS2418420F | Portaago per aghi quando si sutura i tessuti molli |
| Forbici Mayo | Medline | MDS0816121 | Per tagliare la sutura |
| Forbici curve Metzenbaum | Medline | MDS3223226 | Per la dissezione netta |
| Aghi e siringhe | Cardinal Health | 309604 | Per la somministrazione dei farmaci per via endovenosa e sottocutanea |
| Optixcare | Aventix | OPX-4252 | Lubrificante corneale |
| Sutura di seta permanente a mano | Ethicon | C016D | Per la legatura dei vasi sanguigni e l'inserimento del dispositivo di telemetria sottocutaneamente |
| Dispositivo di telemetria wireless PhysioTel Digital | Data Sciences International | Modello L21 | Impianto di dispositivo di telemetria wireless |
| Microforze di Pierce | Medline | MDG384908 | Manipolazione di aghi piccoli |
| Laccio emostatico in plastica e rullante per suture | Medtronic | 79013 | Per facilitare l'emostasi durante la canulazione dei vasi |
| Sacco a pressione | Carefusion | 64-10029 | Per il monitoraggio della pressione arteriosa |
| Sutura Prolene 6-0 | Ethicon | 8307H | Punto a corda per la cannulazione dei vasi |
| Propofol | Fresenius Kabi | Farmacia | Anestetico: concentrazione 10 mg/mL, dose 20-45 mg/kg/h |
| Bisturi #10 lama | Medline | MDS15310 | Per incisioni cutanee |
| Scalpell #11 lama | Medline | CISION11CS | Per l'incisione nei vasi sanguigni |
| Pinze tonsillariche Schnidt | Medline | MDS5018719 | Per la dissezione contusiva attraverso tessuto sottocutaneo |
| Barella SoftCarry | Quattro Bandiere su Aspen | SSTR-4 | Per il trasporto degli animali |
| Asciugamano sterilizzato usa e getta per sala operatoria | Medline | MDT2168201 | Drappeggiamento sterile |
| Ciotola sterile | LSL Industries | 5232 | Per trattenere la soluzione salina |
| Spugna sterile di cotone a raggi X rilevabile | Medline | NON21430LF | Assorbimento dei fluidi |
| Tubo orogastrico | Jorgensen Lab, Inc. | J0348R | Per la decompressione di stomaco e rumine |
| Porta a T | Medline | DYNDTN0001 | Connettore per tubi del catetere endovenoso |
| Sacco di drenaggio delle urine | Covidien | 3512 | Si collega al tubo orogastrico per raccogliere i liquidi gastrici |
| Trocar veterinario con stiletto | Braintree Scientific, Inc. | TRO-STY 7B-12 | Per guidare i fili di telemetria attraverso il tessuto sottocutaneo |
| Sutura Vicryl 2-0 | Ethicon | VCPB269H | Chiusura dei tessuti molli sottocutanei |
| Sutura Vicryl 3-0 | Ethicon | VCPB416H | Chiusura dello strato dermico profondo |
| Sutura Vicryl 4-0 | Ethicon | J494H | Avvicinamento dello strato sottocutiale |
| Coperta riscaldante | Jorgensen Lab, Inc. | J1034B | Per mantenere la temperatura corporea dell'animale |
| Retrattore Weitlander | Teleflex Medical | 165358 | Per la ritrazione della ferita |
| Aspirazione a punta del bulbo Yankauer | Medline | DYND50138 | Gestione dei rifiuti sterili |
Riferimenti
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- Bove, E. L., Lloyd, T. R. Staged reconstruction for hypoplastic left heart syndrome. Contemporary results. Ann Surg. 224 (3), discussion 394-385 387-394 (1996).
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- Jalal, Z., et al. Role and applications of experimental animal models of Fontan circulation. J Clin Med. 13 (9), 2601(2024).
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