Questo protocollo descrive una tecnica migliorata per il trapianto ortotopico di polmone sinistro nei ratti, concentrandosi sulla riduzione della difficoltà operativa e sul miglioramento dei tassi di sopravvivenza.
Articolo metodologico
Trapianto ortotopico di polmone sinistro nei ratti
* These authors contributed equally
In questo articolo
Sommario
Abstract
Il modello di trapianto ortotopico di polmone sinistro di ratto è uno strumento essenziale nella ricerca sul trapianto di polmone. Sebbene il trapianto di polmone sia una procedura complessa, la sua complessità si riduce significativamente con l'introduzione della tecnica della cuffia. La maggior parte dei chirurghi è in grado di padroneggiare questa tecnica dopo la formazione, ma la sua applicazione è stata limitata a causa della lunga curva di apprendimento e del basso tasso di sopravvivenza del modello. Per affrontare questi problemi, proponiamo una tecnica migliorata con un'elevata ripetibilità, che include il prelievo, la modifica e l'impianto del polmone del donatore. Rispetto ai metodi precedenti, i nostri miglioramenti si concentrano principalmente sulla dissezione del prelievo di polmone da donatore, sulla modifica del polmone da donatore e sull'impianto di polmone da donatore. Questa modifica semplifica la procedura, riduce la difficoltà operativa e aumenta la ripetibilità. Inoltre, i tempi di ischemia fredda e calda durante la procedura sono stati accorciati, migliorando ulteriormente il tasso di successo del trapianto. La nostra ricerca fornisce una base tecnica più efficiente e riproducibile per il modello di trapianto di polmone di ratto, supportando la ricerca futura nel trapianto di polmone.
Introduzione
Il trapianto di polmone è attualmente l'unico trattamento efficace per le malattie polmonari allo stadio terminale, che si è sviluppata rapidamente negli ultimi anni. Attualmente,in tutto il mondo sono state completate più di 100.000 operazioni di trapianto di polmone1, ma i tassi di sopravvivenza a 5 e 10 anni dopo il trapianto di polmone sono rispettivamente solo del 54% e del 32%2. Rispetto ad altri trapianti di organi solidi, il tasso di sopravvivenza dopo il trapianto di polmone deve essere migliorato3. Varie gravi complicanze dopo il trapianto di polmone sono i fattori chiave che influenzano il tasso di sopravvivenza dei riceventi, tra cui la disfunzione primaria del trapianto, il rigetto acuto, la disfunzione cronica dell'allotrapianto polmonare e l'infezione polmonare 4,5. Il modello di trapianto di polmone di ratto è uno strumento prezioso per studiare questi problemi, ma la sua adozione diffusa è stata ostacolata da difficoltà tecniche. Sebbene la procedura sia stata segnalata da diversi laboratori, comporta una curva di apprendimento ripida, alti tassi di complicanze postoperatorie e bassi tassi di sopravvivenza, limitandone l'accessibilità ai ricercatori.
In questo studio, presentiamo una tecnica di trapianto di polmone ortotopica migliorata progettata per superare queste sfide. Il nostro metodo si basa sui protocolli esistenti, ma introduce perfezionamenti chiave, tra cui la preparazione della cuffia, la dissezione della struttura ilare, la fissazione polmonare del donatore e le tecniche di anastomosi ottimizzate. Questi miglioramenti consentono di eseguire la procedura da un singolo chirurgo con attrezzature minime, ridurre la difficoltà di anastomosi, accorciare i tempi di ischemia fredda e calda e, in ultima analisi, migliorare il tasso di successo del modello. Questo approccio mira a sostenere una ricerca di base più solida e riproducibile nel campo del trapianto di polmone.
Protocollo
Tutti gli esperimenti sugli animali sono stati approvati dal Comitato Etico Animale di Guangzhou Lai'an Technology Co., Ltd. (Approvazione n. G2024129). L'esperimento è stato condotto su ratti Lewis maschi di età compresa tra 6 e 8 settimane e del peso di 250-300 g. I ratti sono stati allevati con un ciclo luce/buio di 12 ore (luce: 25 lux) e hanno avuto libero accesso a cibo e acqua.
1. Preparare i polsini (Figura 1)
- Preparare cateteri e lame endovenose da 14 G e 16 G (Figura 1A).
- Tagliare i cateteri endovenosi in una cuffia con una coda utilizzando una lama. Dividere ogni bracciale in un corpo (2-3 mm di lunghezza) e una coda (2-3 mm di lunghezza) (Figura 1B).
- Creare graffi superficiali sul corpo della cuffia per aumentare l'attrito per il fissaggio della sutura.
NOTA: Conservare i polsini da 16 G per le anastomosi dell'arteria polmonare (PA) e della vena polmonare (PV) e riservare i polsini da 14 G per le connessioni dei bronchi (Br) (Figura 1C).
2. Prelievo di polmone da donatore (Figura 2)
- Anestetizzare il ratto donatore tramite iniezione intraperitoneale di pentobarbital (80 mg/kg). Posizionare il ratto supino sul tavolo operatorio con la testa sollevata e la coda abbassata e iperestendere il collo.
- Ritrarre la lingua verso l'esterno e verso l'alto, quindi posizionare una lampada chirurgica anteriormente al collo come fonte di luce localizzata per ottenere una chiara visualizzazione dell'apertura della glottide (Figura 2A).
- Inserire una cannula endovenosa da 14 G nelle vie aeree attraverso la glottide.
- Impostare il ventilatore in modalità a pressione controllata, inserire i parametri di peso, regolare la pressione a 15 cmH2O e collegare il ventilatore.
- Controllare se l'aumento e l'abbassamento del torace sono coerenti con la frequenza del ventilatore per assicurarsi che il catetere endovenoso si trovi nelle vie aeree.
- Fissa gli arti e la testa, disinfetta il torace e l'addome, solleva la pelle addominale con una pinzetta e usa le forbici per tagliare la pelle dall'addome, dal torace e dalla parte anteriore del collo.
- Praticare un'incisione sulla linea mediana, tagliare la parete addominale e iniettare eparina alla dose di 1.000 UI/kg attraverso la vena della cavità peritoneale esposta per 3 minuti per garantire l'eparinizzazione sistemica.
- Tagliare il diaframma e tagliare la cavità toracica dal centro dello sterno. Fissare la parete toracica su entrambi i lati con gli emostatici. Rimuovere il timo ed esporre completamente la struttura anatomica degli organi della cavità toracica.
- Tagliare a turno la vena cava superiore, la vena cava inferiore e il padiglione auricolare sinistro e destro. Iniettare lentamente (~1 min) la soluzione salina fredda con una siringa da 20 ml nella radice del PA per una perfusione a bassa pressione fino a quando il polmone del donatore diventa completamente bianco (Figura 2B).
- Bloccare il Br del polmone del donatore con una pinza emostatica. Sollevare il Br e tagliare i tessuti collegati al polmone del donatore. Estrarre il cuore e il polmone del donatore in blocco e immergerli in soluzione fisiologica preraffreddata (Figura 2C).
NOTA: Il clampaggio di Br mentre il polmone del donatore è nello stato inspiratorio può garantire che gli alveoli del polmone del donatore non collassino.
3. Modifica del polmone del donatore (Figura 3)
- Posizionare il blocco cuore-polmone sul ghiaccio al microscopio. Afferrare la trachea con un emostatico e fissarla nella plastilina.
- Coprire i polmoni sinistro e destro con carta sterile per lenti bagnata, separare il più possibile i polmoni sinistro e destro ed esporre completamente la struttura anatomica dell'ilo polmonare.
- Separare PA, Br e PV al microscopio con una pinza e legare il Br vicino al polmone con suture chirurgiche 6-0 (Figura 3A-C).
- Estrarre il PA, il Br e il PV dal bracciale composto rispettivamente da 16 G, 14 G e 16 G di rientranza venosa. Fissare le pareti del tubo al bracciale utilizzando 8-0 suture chirurgiche (Figura 3D-F).
- Conservare i polmoni del donatore modificati in soluzione salina, riposizionati su ghiaccio e attendere l'impianto.
4. Impianto di polmone da donatore (Figura 4)
- Anestetizzare i ratti riceventi con un'iniezione intraperitoneale di pentobarbital (70 mg/kg) e intubare utilizzando lo stesso metodo dei passaggi 2.1-2.3.
- Depilare la regione toracodorsale sinistra del ricevente, posizionare il ricevente nella postura di decubito laterale destro su un tavolo operatorio termostatico e disinfettare il campo chirurgico con alcol al 75%.
- Praticare un'incisione attraverso la pelle e la parete toracica nel punto in cui l'impulso apicale è più prominente (nel quarto spazio intercostale) per entrare nella cavità toracica.
- Utilizzare un divaricatore palpebrale per aprire la cavità toracica. Spingere delicatamente da parte il polmone sinistro con un batuffolo di cotone umido per esporre il legamento polmonare inferiore, quindi sezionare bruscamente il legamento.
- Afferrare il polmone sinistro con una pinza e ritrarlo all'esterno della cavità toracica. Fissare l'ilo del polmone con un emostatico e fissarlo all'incisione toracica ventrale. Utilizzare l'argilla da modellare per stabilizzare ulteriormente l'emostatico sul lato del ricevente (Figura 4A).
- Rimuovere il tessuto intorno al polmone sinistro, sezionare l'ilo polmonare e separare PA, PV e Br.
- Bloccare le estremità prossimali di PA, Br e PV utilizzando morsetti vascolari (Figura 4B).
- Usa 8-0 sutura chirurgica per pre-legare PA, Br e PV del ricevente, garantendo una rapida anastomosi durante l'impianto del polmone del donatore (Figura 4C).
- Tagliare una piattaforma sul polmone sinistro del ricevente bloccato per facilitare il posizionamento del polmone del donatore. Praticare una piccola incisione all'estremità distale del PA, Br e PV del ricevente (Figura 4D).
- Sciacquare il PA e il PV con soluzione salina eparinizzata per prevenire la formazione di trombi (Figura 4E).
- Estrarre il polmone del donatore dal ghiaccio e posizionarlo sulla piattaforma polmonare sinistra del ricevente. Sollevare un lato dell'apertura tagliata con una pinza, quindi impiantare i polsini di PA, Br e PV nel ricevente in sequenza e legarli (Figura 4F, G).
NOTA: La sequenza di anastomosi deve essere eseguita come segue: prima anastomosi il PA, seguito dal Br e, infine, il PV. - Apri la clip micro emostatica e osserva il polmone del donatore che cambia gradualmente da bianco a rosso. Ispezionare e assicurarsi che non vi siano sanguinamenti nel sito anastomotico (Figura 4H).
- Rimuovere il polmone sinistro del ricevente e riportare il polmone del donatore nella cavità toracica (Figura 4I, J).
- Aumentare opportunamente la pressione del ventilatore per garantire un'adeguata espansione degli alveoli nel polmone del donatore.
NOTA: In modalità di ventilazione a pressione controllata, la pressione non deve superare i 25 cmH2O. Durante la procedura, i parametri del ventilatore vengono regolati in base alle condizioni del ricevente. Se il ricevente mostra respire ansimanti, suggerisce la presenza di ipossia e i parametri del ventilatore devono essere prontamente regolati di conseguenza. - Asciugare la cavità toracica con un batuffolo di cotone sterile, quindi chiuderla strato per strato (Figura 4K).
- Attendere che il ricevente recuperi gradualmente la respirazione spontanea, quindi rimuovere il ventilatore e osservare. Quando la frequenza respiratoria spontanea raggiunge circa 100 volte al minuto, rimuovere il tubo endotracheale (Figura 4L).
NOTA: I segni che indicano che il ricevente è pronto per la rimozione del ventilatore dopo aver recuperato la respirazione spontanea includono il movimento dei baffi, il movimento degli arti e una curva respiratoria irregolare sul display del ventilatore. - Alloggiare i riceventi in gabbie individuali con libero accesso a cibo e acqua e mantenere la temperatura a ~22 °C.
- Somministrare iniezioni sottocutanee di meloxicam (5 mg/kg) ai riceventi per 3 giorni consecutivi per alleviare il dolore.
Risultati
Abbiamo registrato il tempo di intervento di ogni fase del processo di trapianto di polmone in 30 ratti. Il tempo di preparazione della cuffia, il prelievo del polmone del donatore, l'ischemia fredda e l'ischemia calda sono mostrati nella Tabella 1. Utilizzando il nostro metodo migliorato, dopo una formazione preliminare, il tasso di successo della chirurgia dei trapianti ha raggiunto il 100%. Questa tecnologia può fornire supporto per la ricerca successiva sulle complicanze dopo il trapianto di polmone. Utilizziamo questa tecnologia da più di 2 anni. Le figure seguenti mostrano il nostro processo dalla produzione del bracciale (Figura 1), all'estrazione del polmone del donatore (Figura 2C), alla modifica del polmone del donatore (Figura 3), all'impianto del polmone del donatore (Figura 4) e alla valutazione dei risultati chirurgici (Figura 5). Sei mesi dopo il trapianto singenico, abbiamo eseguito la tomografia computerizzata (TC) e la valutazione patologica sui riceventi. Abbiamo riscontrato che la ventilazione dei polmoni trapiantati era buona nell'imaging TC, simile a quella del gruppo operatorio fittizio (solo toracotomia senza trapianto di polmone); non c'era alcuna differenza significativa nell'aspetto macroscopico dei polmoni ex vivo tra il gruppo operatorio fittizio e il polmone destro autologo, e non sono stati riscontrati cambiamenti patologici evidenti nei risultati della colorazione con ematossilina-eosina (HE). In sintesi, il nostro trapianto di polmone ortotopico di polmone sinistro di ratto ha avuto successo e la maturità di questa tecnologia ha gettato le basi per la costruzione di altri modelli di malattia dopo il trapianto di polmone.
Figura 1: Preparazione della cuffia. (A) Diverse dimensioni di cannule IV e lame di taglio della cuffia. (b) Ingrandimento di 5x. Taglio del bracciale al microscopio. Barra della scala = 1 mm. (C) Polsini per PA (16 G), PV (16 G) e Br (14 G). Abbreviazioni: IV = endovenoso; PA = arteria polmonare; PV = vena polmonare; Br = bronchi. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 2: Prelievo di polmone da donatore. (A) Intubazione endotracheale da donatore. (B) Perfusione polmonare del donatore. (C) Posizionare il polmone del donatore perfuso pulito sul ghiaccio. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 3: Modifica del polmone del donatore. (A) Liberare l'AP. (B) Liberare e legare il Br. (C) Liberare il PV (D-F) Fissare successivamente il PA, il Br e il PV al bracciale. Tutte le immagini microscopiche sono state catturate con un ingrandimento di 5x. Barra della scala = 1 mm. Abbreviazioni: PA = arteria polmonare; PV = vena polmonare; Br = bronchi. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 4: Impianto di polmone da donatore. (A) Il ricevente è stato fissato sul tavolo operatorio termostatico; la parete toracica è stata aperta; e il polmone sinistro è stato retratto e fissato sull'incisione. (B) Liberare e bloccare le strutture ilari. (C) Nodo chirurgico prelegato. (D) Praticare una piccola incisione all'estremità distale del PA, Br e PV. (E) Flush con soluzione salina eparinizzato. (F,G) Anastomosi di PA, Br e PV in sequenza. (H) Aprire la clip emostatica per consentire la ventilazione e la circolazione sanguigna. (I) Resezione del polmone sinistro del ricevente. (J) Riportare il polmone del donatore nella cavità toracica. (K) Chiusura del forziere. (L) Aspettare che il destinatario si svegli. Tutte le immagini microscopiche sono state catturate con un ingrandimento di 5x. Barra della scala = 1 mm. Abbreviazioni: PA = arteria polmonare; PV = vena polmonare; Br = bronchi. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 5: Valutazione post-trapianto. Il gruppo operatorio fittizio è stato sottoposto solo a toracotomia senza trapianto. La TC e la valutazione patologica dei campioni sono state eseguite 6 mesi dopo. Il gruppo trapiantato ha ricevuto un trapianto singenico ed è stato sottoposto a imaging TC e valutazione patologica 6 mesi dopo. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
| procedimento | Tempo di funzionamento (min) |
| Preparazione del bracciale | 3,2±0,38 |
| Prelievo di polmone da donatore | 9,85±0,60 |
| Ischemia fredda | 29.96±2.77 |
| Ischemia calda | 12.62±2.35 |
Tabella 1: Tempo di funzionamento di ciascuna procedura. Preparazione del bracciale: il tempo totale impiegato per realizzare tre bracciali (inclusi i polsini per PA, PV e Br), Prelievo del polmone del donatore: il tempo impiegato per rimuovere il polmone del donatore dal donatore. Ischemia fredda: la durata per la quale il polmone del donatore viene mantenuto in ghiaccio. Ischemia calda: il tempo impiegato dalla rimozione del polmone del donatore dal ghiaccio alla riperfusione. Abbreviazioni: PA = arteria polmonare; PV = vena polmonare; Br = bronchi.
Discussione
Il modello di trapianto di polmone di ratto è un modello comunemente usato nel campo della ricerca di base sul trapianto di polmone. Può ben simulare il processo fisiopatologico del trapianto di polmone umano. I ratti hanno anche i vantaggi di una riproduzione veloce e di un basso costo. Mizuta et al.6 hanno utilizzato per la prima volta la tecnologia del polsino nel 1989 per ridurre notevolmente la difficoltà di questo modello. Tuttavia, a causa della complessità dell'operazione, molti ricercatori sono ancora titubanti.
Nel processo di preparazione del bracciale, la maggior parte dei ricercatori ha realizzato polsini con forme simili. Wu et al.7 hanno fatto una depressione al centro del bracciale per evitare che il nodo scivolasse durante il processo di anastomosi, ma avevano bisogno di due persone per eseguire l'anastomosi, il che avrebbe indubbiamente aumentato la manodopera e i costi dei materiali. Alcuni ricercatori hanno anche modificato la coda del bracciale per renderla più liscia8, ma non hanno rimosso la coda del bracciale prima di impiantare il bracciale nel ricevente, il che ha reso facile per il bracciale causare la torsione o la piegatura dei vasi sanguigni e delle vie aeree nel ricevente.
In termini di selezione della misura del bracciale, studi precedenti hanno suggerito che un bracciale da 18 G dovrebbe essere utilizzato per il PA quando il peso del ricevente è inferiore a 270 g e un bracciale da 16 G dovrebbe essere utilizzato quando il peso del ricevente supera i 270 g9. Alcuni ricercatori utilizzano anche uniformemente un bracciale da 18 G 7,10. In termini di modifica del polmone del donatore, Tian et al.8 hanno posizionato il polmone del donatore in un piatto di coltura auto-progettato per fissare i vasi sanguigni polmonari e il Br in modo da facilitare la loro fissazione sul bracciale. Tuttavia, questo metodo richiede uno speciale clamp vascolare e non ha alcun vantaggio nel ridurre il tempo di ischemia fredda del polmone del donatore. Nel processo di anastomosi del ricevente, studi recenti hanno riportato un metodo di anastomosi del pendolo8. Tuttavia, questo metodo ha requisiti rigorosi per strumenti e apparecchiature. I principianti spesso hanno difficoltà a ottenere alcune attrezzature chiave e affrontano il rischio di lunghi tempi di anastomosi e persino di lacerazione vascolare a causa dell'alta tensione durante il processo di anastomosi.
Alcuni ricercatori eseguono per la prima volta l'anastomosi PV durante il processo di anastomosi. Credono che l'anastomosi PV sia il passo più difficile. Anastomizzare prima il PV può garantire che il polmone del donatore abbia abbastanza spazio per muoversi. Tuttavia, poiché il PV è più resistente del Br e del PA, ciò comporta il rischio di caduta della cuffia PV o addirittura di lacerazione venosa durante l'anastomosi del Br e del PA10. Alcuni ricercatori hanno cercato di ridurre la tensione durante l'anastomosi utilizzando la posizione semi-supina destra 8,11 o la posizione supina. Tuttavia, il metodo di imbottitura del torace destro cambierà l'angolo del tubo endotracheale e aumenterà la pressione delle vie aeree7. I ricercatori di cui sopra hanno apportato innovazioni nella produzione di cuffia, nella modifica del polmone del donatore e nell'impianto del polmone del donatore. Sebbene questo modello sia stato migliorato da molti ricercatori, non è stato ampiamente promosso e applicato.
Nel nostro studio, abbiamo apportato miglioramenti alla produzione della cuffia, alla modifica del polmone del donatore e all'impianto del polmone del donatore nella speranza che i ricercatori possano padroneggiare questo modello più rapidamente. Abbiamo scelto una cannula dell'ago a permanenza venosa da 16 G come cuffia PA perché la cuffia da 16 G può essere facilmente anastomizzata alle arterie con una migliore tenacità e c'è abbastanza spazio nella cuffia per garantire un buon flusso sanguigno. Poiché la cuffia da 18 G è significativamente più piccola del diametro interno del PA ricevente, ciò non favorisce un flusso sanguigno regolare e, durante il processo di anastomosi, la cuffia è troppo piccola e manca di attrito sufficiente tra la parete PA del ricevente, il che aumenta la difficoltà dell'anastomosi e provoca facilmente lo scivolamento della cuffia.
Per quanto riguarda la selezione della dimensione dei polsini Br e PV, la maggior parte dei ricercatori ha un'opinione relativamente coerente. Vale la pena notare che per ridurre al minimo l'insorgenza di ostruzione anastomotica di Br, la cuffia di Br selezionata dovrebbe essere la più grande possibile. Nel trattamento del bracciale, Hiroaki et al.6 hanno fatto alcune tacche sulla superficie del bracciale per aumentare l'attrito, e alcuni ricercatori hanno usato polsini senza code12,13. Nel nostro studio, è stato utilizzato un bracciale con una coda per facilitare la fissazione con una pinza emostatica. Dopo che il PA, il Br e il PV sono stati riparati, la coda è stata rimossa. Questo metodo può far risparmiare tempo nel fissare PA, Br e PV sulla cuffia e può prevenire danni ai vasi sanguigni e ai polmoni del donatore dovuti al movimento della coda della cuffia nel ricevente dopo l'anastomosi.
Durante la modifica del polmone del donatore, la complessa struttura anatomica aumenta il tempo di ischemia fredda del polmone del donatore. In questo studio, la superficie e il fondo del polmone del donatore sono stati coperti con carta sterile per lenti pretagliata e il polmone del donatore è stato posizionato su una piastra di coltura sterile e quindi posto su ghiaccio per la modifica. La carta sterile per lenti che copriva la superficie del polmone del donatore era leggermente imbevuta di soluzione fisiologica preraffreddata. Ciò non solo garantisce l'umidificazione del polmone del donatore e impedisce che il polmone del donatore venga danneggiato dalle pinze, ma fornisce anche un attrito sufficiente per regolare la posizione dei polmoni sinistro e destro durante la separazione della struttura ilare, in modo da esporre completamente la struttura anatomica ilare e separare rapidamente PA, Br e PV dal lato dorsale del polmone del donatore. In studi precedenti, la garza è stata posizionata sulla superficie del polmone del donatore 7,10,14. A causa dell'ampio spazio al centro della garza, il polmone del donatore è stato facilmente danneggiato dal forcipe durante il processo di separazione, portando infine allo pneumotorace. Il nostro metodo può liberare rapidamente PA, Br, PV e altre strutture e ridurre il tempo di ischemia fredda del polmone del donatore.
Durante la fase di impianto del polmone del donatore, il fissaggio del polmone sinistro del ricevente nella regione anteriore del torace si allinea più strettamente con la struttura anatomica del ricevente. Abbiamo ridotto significativamente la tensione anastomotica tra il polmone del donatore e i vasi sanguigni e i bronchi del ricevente, riducendo così la difficoltà chirurgica e il rischio di complicanze postoperatorie. Inoltre, lo spazio toracico posteriore è relativamente più ampio, facilitando la manipolazione degli strumenti chirurgici e l'impianto del polmone del donatore. Al contrario, la maggior parte degli studi precedenti ha fissato il polmone sinistro del ricevente sul lato dorsale 7,8,12. Questo approccio genera una maggiore tensione durante il processo di anastomosi, aumentando la difficoltà chirurgica e il rischio di complicanze postoperatorie. Inoltre, lo spazio operatorio limitato nella cavità toracica anteriore può limitare la flessibilità degli strumenti chirurgici.
Infine, questo approccio richiede un'ampia retrazione del polmone del ricevente, che può aumentare il rischio di lesioni meccaniche. Inoltre, abbiamo conservato il polmone sinistro del ricevente prima dell'anastomosi e abbiamo tagliato una piattaforma su di esso. Ciò ha facilitato un migliore posizionamento del polmone del donatore e la regolazione della sua posizione durante l'anastomosi. In studi precedenti, il moncone polmonare del ricevente è stato completamente rimosso prima dell'anastomosi e PA, PV e Br sono stati bloccati con strumenti per la fissazione15, che potrebbe facilmente causare lacerazione vascolare. Prima dell'anastomosi, è necessario utilizzare una soluzione salina eparinizzata per l'irrigazione vascolare per rimuovere i coaguli di sangue e prevenire le complicanze tromboemboliche. Questo è stato riportato in molti studi precedenti 7,10,16. Tuttavia, molti ricercatori non hanno prestato attenzione al fatto che le bolle d'aria possono essere facilmente introdotte durante il processo di anastomosi, portando all'embolia gassosa. Nella nostra procedura, utilizziamo un batuffolo di cotone fine per rimuovere le bolle d'aria più grandi dai vasi sanguigni del ricevente e dal bracciale del donatore, prevenendo efficacemente l'embolia gassosa. Le bolle più piccole possono essere assorbite e non causano problemi significativi.
Nella procedura anastomotica, l'arteria polmonare (PA) viene indirizzata per prima, seguita dal bronco (Br), concludendo con la vena polmonare. Questo approccio sequenziale è strategicamente adottato grazie all'elasticità superiore del PA, che riduce al minimo il rischio di lesioni vascolari o di spostamento della cuffia causato da un'eccessiva tensione durante la successiva anastomosi venosa. L'anastomosi primaria della PV o della Br può predisporre alla lacerazione vascolare o bronchiale, nonché alla migrazione della cuffia a causa di complicanze legate alla tensione. Attraverso protocolli di formazione sistematici e pratica ripetitiva, questa sequenza ottimizzata ha dimostrato vantaggi significativi nel ridurre la complessità tecnica e migliorare le percentuali di successo operativo. In particolare, il nostro approccio ha raggiunto un tasso di successo anastomotico del 100%, superando i risultati riportati in studi comparabili. Durante la procedura di impianto, l'operatore deve solo ritrarre il bordo dell'incisione con una mano, inserire la cuffia del donatore nel lume del ricevente e fissarla con un nodo con una sola mano. Questa tecnica, che consente il fissaggio e l'annodamento con una sola mano, riduce significativamente il fabbisogno di personale e migliora l'efficienza chirurgica. Pertanto, il nostro studio ha migliorato il metodo del trapianto ortotopico di polmone sinistro di ratto, ha ridotto il tempo e la difficoltà dell'operazione chirurgica e ha migliorato la ripetibilità di questo modello.
Dichiarazioni
Questo lavoro è stato sostenuto dalla National Natural Science Foundation of China (sovvenzione n. 82470103), dalla Wu Jieping Medical Foundation Special Research Grant (n. 320.6750.2025-01-1), dalla China Medical Education Association (sovvenzione n. ZJWYH-2023-YIZHI-003), il progetto di ricerca sull'epidemiologia clinica del Laboratorio chiave statale di malattie respiratorie (sovvenzione n. SKLRD-L-202504), il Guangzhou Clinical Characteristic Technology Project (sovvenzione n. 2023C-TS10) e il principale progetto di ricerca clinica nell'ambito del programma di miglioramento della capacità di ricerca dell'Università di medicina di Guangzhou (sovvenzione n. GMUCR2024-01007).
Materiali
| Nome | Azienda | Numero di catalogo | Commenti |
|---|---|---|---|
| 0,9% soluzione salina | Hopebio | HBPP008-100 | |
| Piastra di Petri sterile da 10 cm | Beckman | Piastra Petri in plastica da 10 cm | |
| 16 G di filo guida per intubazione tracheale | Vega | - | |
| Pinza fine Dumont #7-curva/11,5 cm | F.S.T | 11271-30 | |
| Forbici per gli occhi 10 cm dritte affilate | Jingzhong | Y00030 | |
| Pinze emostatiche (dente intero curvo) | Jingzhong | J31180 | |
| Soluzione di eparina sodica | Leagene | R10119 | |
| Ago introcano 14 G ago a farfalla | B.Braun | Numero 4254210B | |
| Ago introcano 16 G ago a farfalla | B.Braun | Numero 4254171B | |
| Lampada a LED a doppia fibra con sorgente di luce fredda | RWD | 76312 | |
| Carta per la pulizia delle lenti | Kimberly | 34155 | |
| Ratti di Lewis | Guangzhou Dean Gene Technology Co., LTD. (Guangzhou, Cina) | ||
| Cotton fioc medicali | Vincitore/Wenjian | 10 cm x 50 pezzi | |
| Porta aghi medici | Chenghe | - | |
| Siringa sterile medica | Vincitore/Wenjian | 20 ml | |
| Forbici medico-chirurgiche 12,5 cm dritte affilate | Pulun | PL1251 | |
| Nastro medico | Wenxian | 1527 | |
| Pinze per tessuti medici | RWD | J30607 | |
| Divaricatore palpebrale medico in titanio | Youdikang | - | |
| Pinza micro curva | Jingzhong | JzCrWA3050 0,3/140 millimetri | |
| Pinza emostatica micro vascolare 12,5 cm curva | Jinzhong | W40350 | |
| Pinza emostatica micro vascolare 12,5 cm dritta | Jinzhong | W40340 | |
| Micro-CT | Pinseng | SNC-100 | |
| Clip vascolari in miniatura | F.S.T | 18055-06 | |
| Macchina per anestesia multicanale per piccoli animali | RWD | R550 | |
| Kit di coagulazione neurochirurgica, kit di coagulazione | F.S.T | 18010-00 | |
| Pentobarbital sodico | Sigma | P3761 | |
| Cotton fioc appuntiti | Altro | 1000 pezzi | |
| Piattaforma per intubazione per ratti/topi | Puxin | - | |
| Sistema a bagnomaria per ratti/topi (intraoperatorio) 10-65 gradi C di controllo della temperatura, 310 x 290 MM, 220 V | Huayang | 36-0041 | |
| Pinze microscopiche mediche a campana d'oro di Shanghai Pinze fini microscopiche strumenti chirurgici microhand a curvatura diritta Strumenti microscopici | Jingzhong | WA1020 | |
| Suture chirurgiche riassorbibili di Shanghai Pudong Jinhuan Medical Suture sterili con sollevamento dell'impianto di ago (4-0) | Shanghai Pudong Jinhuan | 473445 | |
| Ventilatori per piccoli animali | Kent Scientifico | RoVent Jr | |
| Sistema di isolamento per bagnomaria per piccoli animali | HUAYON | TG-TP-BL | |
| Forbici a molla (grandi) | Jing Zhong | JzCrWA1020 | |
| Pinza per zanzare medica in acciaio inossidabile | Jiate | LZ1021 | |
| Impugnatura piatta in acciaio, curva, non dentata, 0,3 denti | Zhenbang (Medico) | Dentata con gancio/piattaforma per legatura | |
| Impugnatura piatta in acciaio, diritta, non dentata, 0,3 denti | Zhenbang (Medico) | Dentata con gancio/piattaforma per legatura | |
| Batuffoli di cotone sterili | Boshengtianai | Dimensioni ridotte | |
| Garza sterile | Hisern | 6 cm x 8 cm | |
| Sutura con ago | Lingqiao | 8-0 | |
| Sutura con ago | Lingqiao | 6-0 | |
| Pinzetta Dumont #5 Pincipe, Dritto | F.S.T | 11254-20 | |
| Argilla ultraleggera | Bokee | CQNT-24 | |
| Porta pinza vascolare | RWD | R34001-14 |
Riferimenti
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- Kulkarni, H. S., et al. Bronchiolitis obliterans syndrome-free survival after lung transplantation: An International Society for Heart and Lung Transplantation Thoracic Transplant Registry analysis. J Heart Lung Transplant. 38 (1), 5-16 (2019).
- Bos, S., Vos, R., Van Raemdonck, D. E., Verleden, G. M. Survival in adult lung transplantation: where are we in 2020. Curr Opin Organ Transplant. 25 (3), 268-273 (2020).
- Hu, C. X., et al. Lung transplantation in China between 2015 and 2018. Chin Med J (Engl). 132 (23), 2783-2789 (2019).
- Khush, K. K., et al. The International Thoracic Organ Transplant Registry of the International Society for Heart and Lung Transplantation: Thirty-sixth adult heart transplantation report - 2019; focus theme: Donor and recipient size match. J Heart Lung Transplant. 38 (10), 1056-1066 (2019).
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- Lee, Y. G., et al. A rat lung transplantation model of warm ischemia/reperfusion injury: Optimizations to improve outcomes. J Vis Exp. (176), e62455(2021).
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Ristampe e permessi
