È richiesta un abbonamento a JoVE per visualizzare questo contenuto. Accedi o inizia la tua prova gratuita.

Articolo metodologico

Procedura di prelievo terminale di un modello animale di grandi dimensioni di ischemia miocardica cronica con caratterizzazione emodinamica e analisi di perfusione

490 visualizzazioni

⸱

DOI:

10.3791/68545

⸱

22 agosto 2025

 ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, Division of Cardiothoracic Surgery, Warren Alpert Medical School, Brown University, 2Cardiovascular Research Center, Rhode Island Hospital

In questo articolo

Sommario

Il seguente protocollo chirurgico rappresenta la seconda e ultima procedura per caratterizzare in modo completo e affidabile la funzione cardiaca e la perfusione miocardica dopo l'induzione riuscita dell'ischemia miocardica cronica in un modello suino nel tentativo di studiare nuove terapie.

Abstract

La riproducibilità e l'integrità della ricerca sono principi fondamentali per la scoperta scientifica, che viene prodotta utilizzando principi e protocolli consolidati e comprovati. Inoltre, con la prevalenza e l'onere sempre crescenti che le malattie cardiovascolari (CVD) pongono sugli individui e sulla società in generale, si ritiene essenziale coltivare un modello di indagine solido e convalidato. Il nostro gruppo utilizza un protocollo a due interventi chirurgici in un modello suino che è stato progressivamente perfezionato negli ultimi vent'anni, in cui induciamo per la prima volta l'ischemia miocardica cronica mediante il posizionamento di un costrittore ameroide che imita la fisiopatologia della malattia coronarica (CAD) nell'uomo. La seconda procedura, quella terminale, consiste in una raccolta completa e ponderata di parametri emodinamici cardiaci e di perfusione coronarica regionale, seguita dall'eutanasia a cuore battente e dal sezionamento dettagliato del cuore. Il nostro laboratorio utilizza microsfere marcate con isotopi per analizzare il flusso sanguigno miocardico nell'area ischemica come metodo potente per quantificare la collateralizzazione dovuta ad agenti terapeutici sperimentali. Inoltre, e probabilmente il più importante risultato cardiovascolare misurabile, utilizziamo il cateterismo ad ansa pressione-volume (PV) del ventricolo sinistro per misurare un'ampia gamma di parametri emodinamici. Speriamo che dettagliando l'analisi cardiaca completa del nostro modello suino di ischemia miocardica cronica, altri ricercatori possano migliorare e coltivare i propri protocolli e la propria indagine terapeutica per l'eliminazione delle malattie cardiovascolari.

Introduzione

Negli Stati Uniti, quasi la metà degli individui ha almeno una componente di CVD, che comprende un ampio gruppo di stati patologici del cuore e dei vasi sanguigni1. Entro il 2060, si prevede che la prevalenza di diagnosi multiple che comprendono CVD aumenterà sostanzialmente rispetto al 2025. Ad esempio, si prevede che l'infarto del miocardio aumenterà del 30%, la cardiopatia ischemica (IHD) del 31,3% e l'insufficienza cardiaca del 33%2. Queste statistiche sbalorditive sono ulteriormente preoccupanti se prese con previsioni simili dei fattori di rischio cardiovascolare, in cui si stima che il numero di individui con diabete mellito aumenti del 39,3%, la dislipidemia del 27,5% e l'ipertensione del 27,2%2. Nel complesso, ciò evidenzia l'imminente necessità di modelli di ricerca affidabili e riproducibili per studiare efficacemente terapie innovative per le CVD e i suoi fattori di rischio. Abbiamo dimostrato il nostro modello fisiologicamente analogo di CAD nei suini3. L'uso di suini aiuta a soddisfare la validità del nostro modello di ricerca nel rappresentare accuratamente la condizione umana di CAD, in cui gli studi preclinici sono stati precedentemente criticati per la traducibilità. I suini hanno un'anatomia coronarica, una fisiologia cardiaca, un proteoma miocardico e un metabolismo simili a quelli degli esseri umani4. Inoltre, una componente cruciale del nostro modello è quella di tenere conto con precisione dei successivi esiti fisiologici, miocardici e molecolari dovuti alle terapie sperimentali.

In genere, gli studi clinici vengono utilizzati per implementare nuove terapie mediche o chirurgiche per indagare eventuali esiti cardiovascolari benefici, che vengono scoperti esclusivamente attraverso l'osservazione. Ciò è evidente negli studi di riferimento di diversi nuovi farmaci antidiabetici che studiano il loro impatto cardiovascolare. Ad esempio, nello studio di controllo randomizzato SUSTAIN-6, i pazienti con diabete di tipo 2 trattati con semaglutide, un agonista del peptide-1 simile al glucagone (GLP-1), hanno riscontrato tassi più bassi di eventi avversi cardiovascolari maggiori rispetto al placebo5. Osservazioni simili sono state osservate in un altro RCT che studia sotagliflozin, un doppio inibitore del cotrasportatore sodio-glucosio 1 e 2 (SGLT-1 e SGLT-2), che mostra una riduzione degli eventi cardiovascolari avversi maggiori nei pazienti con diabete di tipo 2, malattia renale cronica e ulteriori fattori di rischio cardiovascolare6. Questi risultati sono stati cruciali per espandere l'approvazione della FDA di tali terapie per ridurre l'incidenza di fattori di rischio cardiovascolare e malattie. Tuttavia, una delle principali limitazioni a questi risultati osservazionali è la mancanza di comprensione dei meccanismi con cui queste nuove terapie perpetuano tali effetti. Questo esemplifica l'importanza del nostro modello nella scoperta scientifica dei determinanti meccanicistici sottostanti per nuove terapie per le CVD.

Utilizzando un modello animale di grandi dimensioni, siamo in grado di caratterizzare in modo invasivo i cambiamenti macroscopici nella funzione cardiaca e nella perfusione miocardica, nonché di comprendere in modo completo i microscopici cambiamenti molecolari in risposta alle terapie sperimentali. Impieghiamo l'uso del cateterismo ad ansa PV per determinare le variazioni della funzione cardiaca. L'uso di anse fotovoltaiche è il gold standard per determinare in modo invasivo la funzione ventricolare durante la sistole e la diastole e funge da punto di riferimento per il confronto di tecniche di imaging non invasive, come l'ecocardiogramma o la risonanza magnetica cardiaca7. Questa tecnica ci consente di effettuare diverse misurazioni per determinare ciascuna variabile emodinamica e di riposizionare il catetere in tempo reale per garantire un'acquisizione dei dati riproducibile. Vale a dire, l'utilizzo di questa tecnica è limitato dall'incapacità di raccogliere dati longitudinali, come la funzione cardiaca basale, la funzione cardiaca all'esordio ischemico e durante il trattamento. Riteniamo che questo sia compensato dalla capacità di misurare misure indipendenti dal carico, acquisendo lo stato funzionale intrinseco del cuore. Inoltre, l'uso di iniezioni di microsfere marcate con isotopi dopo aver mappato il territorio più ischemico aiuta a identificare qualsiasi beneficio ischemico di un agente terapeutico. Le iniezioni di microsfere hanno da tempo dimostrato di essere una rappresentazione accurata dei cambiamenti nel flusso sanguigno miocardico regionale8.

Il nostro laboratorio utilizza costantemente microsfere con un diametro di 15 μm e una concentrazione di 2,5 milioni di microsfere/mL. Questo diametro garantisce la misurazione più precisa del flusso sanguigno miocardico, come confermato da uno studio precedente che dimostrava che le microsfere erano distribuite correttamente in base al flusso sanguigno e il diametro più piccolo mostrava la minima variazione nella distribuzione tra gli strati ventricolari sinistri9. Inoltre, è necessaria una quantità minima di assorbimento di microsfere per garantire risultati affidabili, che possono essere facilmente prodotti a concentrazioni così elevate utilizzate nel nostro laboratorio. Nel loro insieme, le tecniche impiegate durante il prelievo terminale analizzano in modo coerente e meticoloso i principali cambiamenti fisiologici cardiaci dopo un numero qualsiasi di terapie sperimentali. Questa caratterizzazione è ulteriormente rafforzata dalla capacità di raccogliere tessuto miocardico e analizzare a fondo i cambiamenti regionali con tecnologie avanzate, come gli studi multiomici, fornendo una solida caratterizzazione quantitativa ad ogni strato del dogma centrale all'interno del miocardio.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Protocollo

La seguente procedura chirurgica è stata approvata dal Comitato Istituzionale per la Cura e l'Uso degli Animali del Rhode Island Hospital e della Brown University (Protocollo #23-08-0005).

1. Modello animale

  1. Scegliere suini dello Yorkshire che hanno precedentemente subito il posizionamento di un costrittore ameroide attorno all'arteria coronaria circonflessa sinistra prossimale (LCx), inducendo così un'ischemia miocardica cronica e il successivo trattamento con un agente terapeutico sperimentale. Mantenere ~7 settimane tra la prima operazione per il posizionamento dell'ameroide e il successivo raccolto terminale. Prevedere 2 settimane per la chiusura dell'ameroide e assicurarsi che i suini si sottopongano a una terapia sperimentale in seguito. Assicurarsi che i suini abbiano ~18 settimane e pesino ~40 kg al momento di questo prelievo finale e che i gruppi sperimentali e di controllo siano abbinati per sesso.
    NOTA: Una figura rappresentativa dimostra l'anatomia del cuore che stiamo raccogliendo, che include il punto in cui l'ameroide è stato precedentemente posizionato e l'area prevista di miocardio ischemico (Figura 1).

2. Procedura prechirurgica

  1. Trattenere il cibo la mattina della procedura.
  2. Anestetizzare i suini con iniezioni intramuscolari di telazol (4,4 mg/kg) e xilazina (2,2 mg/kg) e intubarli con un tubo endotracheale cuffiato.
  3. Iniziare l'analgesia utilizzando 0,03 mg/kg di buprenorfina.
  4. Posizionare un catetere endovenoso (IV) (20-22 G) in una delle grandi vene auricolari e iniziare a infondere soluzione fisiologica allo 0,9% a una velocità di ~5-10 cc∙kg-1∙h-1.
    NOTA: Il fluido EV è esclusivamente a un tasso di mantenimento nel contesto dello stato NPO del suino e della durata del caso chirurgico.
  5. Radere il sito chirurgico e altri siti utilizzati per il monitoraggio ECG.
  6. Trasportare il suino al tavolo della sala operatoria, posizionato supino con le gambe legate al tavolo, e continuare l'anestesia con isoflurano (0,75-3,0%).
  7. Avviare il monitoraggio dell'ECG e della pressione sanguigna e applicare un elettrocauterizzazione di messa a terra sul suino.
  8. Detergere il sito chirurgico.
    NOTA: Questa è una procedura terminale; Pertanto, la sterilità non deve essere mantenuta. È la preferenza individuale per quanto riguarda la preparazione del sito chirurgico e il drappeggio.

3. Procedura chirurgica

  1. Cateterismo femorale
    1. Palpare per il polso femorale.
    2. Iniettare il 2% di lidocaina per via sottocutanea per prepararsi a un taglio dell'inguine femorale nell'inguine sinistro o destro, approssimativamente perpendicolare alla piega inguinale, che si muove cranio-caudalmente.
    3. Praticare un'incisione di 4-5 cm utilizzando un bisturi #10, rimanendo sempre perpendicolare alla piega inguinale, iniziando caudalmente dove è stato palpato il polso femorale e muovendosi cranialmente. (Figura 2A)
    4. Utilizzando l'elettrocauterizzazione, sezionare il tessuto sottocutaneo fino al livello dell'arteria femorale. Utilizzare un divaricatore Weitlaner per allargare ulteriormente il muscolo esponendo l'arteria femorale.
      NOTA: Ciò potrebbe richiedere una piccola quantità di scissione del muscolo semimembranoso e del vasto mediale.
    5. Sezionare senza mezzi termini utilizzando una pinza ad angolo retto per esporre circonferenzialmente l'arteria femorale dal tessuto circostante. Usa le forbici Metzenbaum per dividere nettamente le aderenze che non possono essere rimosse senza mezzi termini.
    6. Isolare l'arteria femorale circondando l'arteria con un'ansa del vaso.
    7. Posizionare una seconda ansa del vaso per garantire il controllo prossimale e distale dell'arteria.
    8. Eparinizzare sistemicamente il suino prima dell'incannulamento alla dose di 80 UI/kg.
      NOTA: Assicurarsi che la sternotomia mediana e l'esposizione cardiaca siano complete prima di eparinizzare e ottenere l'accesso femorale. Ci assicuriamo che l'esposizione cardiaca sia completa prima dell'eparinizzazione perché qualsiasi lisi delle aderenze può creare sanguinamento. Lo scopo generale dell'eparinizzazione è la prevenzione dei trombi quando si accede sia all'arteria femorale che al ventricolo sinistro.
    9. Utilizzando la tecnica di Seldinger, perforare l'arteria femorale con un ago di accesso da 18 G, evitando di perforare la parete arteriosa posteriore. Quando il sangue ritorna, far avanzare un filo guida attraverso l'ago nell'arteria. Rimuovere l'ago e guidare la guaina arteriosa 7F nell'arteria. Rimuovere il filo guida e il dilatatore vascolare, lasciando in posizione solo la guaina arteriosa.
      NOTA: L'arteria femorale può essere di difficile accesso in quanto può essere facilmente sezionata. Dato che si tratta di una procedura terminale, si consiglia di tagliare bruscamente l'arteria femorale con le forbici di Metzenbaum e di inserire direttamente il filo guida nel lume se ciò si verifica. La guaina arteriosa può quindi essere facilmente fatta passare nel vaso attraverso il filo guida. Assicurati di bloccare la parte distale dell'arteria femorale usando un piccolo emostato.
    10. Garantire il flusso sanguigno attraverso la guaina. Collegare alla pompa di prelievo dell'Harvard Apparatus (Figura 3).
  2. Sternotomia mediana
    1. A seconda del numero di co-chirurghi, questa parte può essere completata contemporaneamente al taglio dell'inguine.
    2. Iniettare il 2% di lidocaina per via sottocutanea per prepararsi alla sternotomia della linea mediana.
    3. Praticare un'incisione sulla linea mediana dalla tacca sternale al processo xifoideo usando un bisturi #10. (Figura 2B)
    4. Utilizzando l'elettrocauterizzazione, dividere il tessuto sottocutaneo fino a raggiungere lo sterno e mantenere l'emostasi.
    5. Asportare il processo xifoideo liberando eventuali aderenze lateralmente e inferiormente con l'elettrocauterizzazione. Usa un morsetto Kelley per sollevare lo xifoide e sezionarlo orizzontalmente alla sua base usando l'elettrocauterizzazione.
    6. Assicurarsi che la tacca sternale sia sezionata in modo superiore per facilitare la divisione di questa parte dello sterno. Ciò richiede in genere la divisione di alcuni muscoli superficiali della cinghia.
    7. Sezionare senza mezzi termini sotto lo sterno usando un dito.
    8. Usando un coltello Lebsche, dividi nettamente lo sterno, assicurandoti di rimanere sulla linea mediana. Cambiare l'angolo del coltello se necessario e continuare lentamente una volta raggiunto l'ultimo terzo dello sterno.
      NOTA: L'uso del coltello è preferito rispetto a una sega sternale, come nell'uomo, a causa della forte angolazione e dello spessore della porzione cranica dello sterno, riducendo idealmente il rischio di danni ai grandi vasi sottostanti. Può essere utile posizionare una garza sotto la porzione cranica dello sterno per proteggere i grandi vasi sottostanti.
    9. Una volta completata la sternotomia, lisare bruscamente e bruscamente eventuali aderenze, se presenti, tra la parete toracica e il pericardio o la pleura.
    10. Posiziona un divaricatore sternale per allargare le costole ed esporre il cuore.
    11. Aprire il pericardio con le forbici Metzenbaum. Si estende verso l'atrio destro e si prosegue caudalmente verso l'apice ventricolare sinistro.
    12. Continuare a lisare le aderenze in modo smussato o brusco per esporre le appendici atriali sinistra e destra. L'uso di una spugna di arachidi su un morsetto Allis può essere utile per questa dissezione.
    13. Se è difficile sezionare e identificare le appendici atriali, una timectomia può essere utile. Per fare ciò, utilizzare l'elettrocauterizzazione per sezionare il tessuto timico.
    14. Una volta esposte le appendici atriali, applicare i morsetti di stimolazione a entrambe le appendici, che sono collegate a una scatola di stimolazione esterna a camera singola. Testare il pacing a 150 bpm, assicurandosi che ogni battito venga catturato sull'ECG.
    15. Garantire l'esposizione dell'apice ventricolare sinistro, sempre utilizzando una dissezione smussata e tagliente.
    16. Infine, entra nello spazio pleurico sinistro e circonda la vena cava inferiore (IVC) con un grande morsetto Satinsky. Isolare con un anello del vaso.
    17. Una volta completato, è il momento opportuno per eparinizzare il suino e ottenere l'accesso femorale.
  3. Analisi di iniezione-perfusione di microsfere
    1. Accedi all'appendice atriale sinistra con un ago a farfalla di calibro fine collegato al tubo IV e un rubinetto a tre vie. Usa un piccolo emostatico per guidare l'ago e tenerlo in posizione.
    2. Collegare una siringa al rubinetto con soluzione fisiologica sterile eparinizzata e ritirarla per garantire il corretto posizionamento. Se il sangue viene prelevato facilmente, la posizione è corretta.
    3. Collegare una siringa con 5 mL di microsfere marcate con lutezio (concentrazione: 2,5 milioni di microsfere/mL) al rubinetto a tre vie.
    4. Assegna a un assistente di sala operatoria un tempo di 90 s.
    5. Iniziare il prelievo di sangue dall'arteria femorale tramite la pompa dell'apparato Harvard per un totale di 10 ml di sangue a una velocità di 6,67 ml/min e iniziare il cronometraggio.
    6. Durante i primi 30 secondi di prelievo di sangue, iniettare le microsfere di lutezio nell'appendice atriale sinistra (Figura 4). A metà corsa, confermare il posizionamento prelevando sulla siringa contenente le microsfere.
    7. Una volta completato, sciacquare il tubo con una siringa di soluzione salina eparinizzata e assicurarsi nuovamente del corretto posizionamento.
    8. Dopo 90 s, scollegare il tubo dall'accesso femorale alla pompa di prelievo e ricollegare il nuovo tubo per ottenere l'analisi durante la stimolazione.
    9. Inizia il ritmo a 150 bpm.
    10. Ripetere i passaggi 3.3.5, 3.3.6 e 3.3.7 utilizzando 5 mL di microsfere marcate con samario (concentrazione: 2,5 × 106 microsfere/mL).
    11. Interrompere la stimolazione e scollegare la guaina arteriosa femorale dalla pompa di prelievo dell'apparato di Harvard.
    12. Rimuovere l'ago a farfalla e applicare pressione per garantire l'emostasi dell'appendice atriale sinistra.
  4. Cateterismo ad ansa pressione-volume
    1. Posizionare una sutura con cordino da borsa all'apice ventricolare sinistro con un polipropilene 4-0.
    2. Al centro dell'area racchiusa dalla sutura, accedere e posizionare un'altra guaina arteriosa nel ventricolo sinistro utilizzando la tecnica di Seldinger descritta sopra.
    3. Inserire un catetere di trasduzione pressione-volume calibrato con punta micromanometrica nel ventricolo sinistro attraverso la guaina. Estrarre la guaina arteriosa dal ventricolo sinistro sopra il catetere e iniziare a trasdurre la forma d'onda della pressione utilizzando il sistema di misurazione pressione-volume. Questo informerà la posizione del catetere, ad esempio, se il catetere si trova nell'aorta, nel complesso valvolare o nel ventricolo sinistro. Tirare indietro il catetere se necessario per assicurarsi che si trovi nella cavità ventricolare sinistra e riposizionarlo per garantire che la morfologia dell'ansa pressione-volume appaia appropriata (Figura 5).
      NOTA: La rimozione della guaina dal ventricolo sinistro consente una migliore trasduzione del tracciato pressione-volume dal catetere e consente una maggiore facilità nel cambiare la posizione del catetere per ottenere la morfologia più appropriata di ogni ansa PV.
    4. Posizionare un altro catetere fotovoltaico calibrato nell'accesso femorale per ottenere la pressione arteriosa sistolica e diastolica e la pressione arteriosa media.
    5. Una volta soddisfatti della morfologia delle anse fotovoltaiche, eseguire tre apnee a riposo per ridurre la variazione respiratoria sulle anse pressione-volume. Questo misurerà diverse variabili dipendenti dal carico, come la gittata cardiaca e la gittata sistolica.
    6. Successivamente, occludere l'IVC ritraendo delicatamente l'ansa del vaso ed eseguire una trattenuta simultanea del respiro per ottenere variabili indipendenti dal carico, come la relazione tra pressione telesistolica e volume (ESPVR) e la relazione tra pressione telediastolica e volume (EDPVR). Ripeti altre due volte.
    7. Inizia la stimolazione a 150 bpm e ottieni tre apnee per caratterizzare le prestazioni cardiache in condizioni di stress.
    8. Questo completa il profilo della funzione cardiaca. Rimuovere entrambi i cateteri e legare la sutura del cordino della borsa sul ventricolo sinistro.
  5. Sconfiggere l'eutanasia
    1. Rimuovere i cavi di stimolazione e tutti gli strumenti dal torace.
    2. Ottenere l'aspirazione per il co-chirurgo.
    3. Sezionare senza mezzi termini eventuali aderenze laterali del cuore alla parete toracica e assicurarsi che l'apice ventricolare sinistro possa essere facilmente sollevato superiormente.
    4. Chiedi all'anestesia di approfondire la sedazione.
    5. Posiziona un grande morsetto Kelley sulla vena cava superiore (SVC), se questo è facilmente accessibile, e un grande morsetto Satinsky attorno all'IVC. Clamp allo stesso tempo.
    6. Prendi immediatamente un bisturi #10 per rimuovere il cuore dal petto. Ciò include la separazione del cuore dall'IVC, dalla SVC, dall'aorta, dalle arterie polmonari e dalle vene polmonari.
      NOTA: Il co-chirurgo deve fornire l'aspirazione per mantenere il campo chirurgico il più libero possibile durante questo periodo.
    7. Libera il cuore dal petto e mettilo su un tavolo separato.
    8. Tagliato in due metà: apicale e basale (Figura 6A). Questo separerà il tessuto ventricolare dagli atri e dai grandi vasi.
    9. Separare il ventricolo sinistro da tutto il resto del tessuto miocardico.
    10. Ogni metà deve essere sezionata circonferenzialmente in dodici sezioni in base alla vicinanza all'arteria coronaria discendente anteriore sinistra (LAD) e all'arteria coronaria discendente posteriore, come illustrato nella Figura 6B.
    11. Raccogli campioni di tessuto da tutte le altre camere, valvole, grandi vasi e tessuti periferici, come pancreas, fegato, polmoni, reni, ecc.
    12. Un piccolo campione di ciascuna sezione ventricolare sinistra deve essere assegnato a BioPAL per la quantificazione delle microsfere. Alcune sezioni sono fissate in formalina per l'analisi istologica, mentre la maggior parte del tessuto viene congelata in azoto liquido per futuri studi molecolari.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Risultati

In primo luogo, iniettando microsfere marcate con isotopi nell'appendice atriale sinistra, viene misurata la perfusione miocardica regionale. Per calcolare il flusso sanguigno miocardico, quando è stato utilizzato un tasso costante di prelievo di sangue di 6,67 ml/min, è possibile applicare la seguente equazione: flusso sanguigno miocardico = (prelievo di sangue di riferimento [6,67 ml/min]/peso del tessuto) (conta delle microsfere tissutali quantificate/conta delle microsfere di riferime...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Discussione

Questa procedura chirurgica prevede quattro fasi critiche: esposizione del cuore, cateterismo femorale, iniezione di microsfere per l'analisi perfusionale e acquisizione dell'ansa pressione-volume. Per quanto riguarda l'esposizione del cuore, una considerazione importante dovrebbe essere la possibilità di incontrare aderenze significative a causa della prima procedura chirurgica. Quando si esegue la sternotomia mediana, il pericardio può essere fatto aderire alla parete toracica, che dev...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Dichiarazioni

Gli autori non hanno divulgazioni o conflitti di interesse.

Ringraziamenti

Il finanziamento della ricerca è stato fornito dal National Institutes of Health, inclusi i seguenti numeri di sovvenzione: T32HL16051703 (K.C.M., C.S., D.D.H, M.K.), R01HL46716 (F.W.S) e R01HL128831 (F.W.S). Vorremmo estendere la nostra più profonda gratitudine al personale veterinario del Rhode Island Hospital e della Brown University per la loro cura umana degli animali e l'eccezionale supporto nella nostra moltitudine di progetti.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
#10 BisturiMedlineMDS15310
0,9% soluzione salinaDechra/Vetivex17033-492-50Velocità: 5-10 mL/kg durante il caso
Aghi da 18GVeterinario di Patterson78032793Per il prelievo di farmaci/microsfere
2% di lidocainaFenice57319-533-05Dosaggio: 2-5mg/kg
Sutura in polipropilene 4-0CovidienD9H0436YPer cordino della borsa
Tutti gli strumenti chirurgiciSteris e MedlineRichiede un rappresentante di venditaTutti comunemente presenti nelle sale operatorie degli ospedali
Analgesia: BuprenorfinaHospiraMarchio: BupredineDosaggio: 0,03 mg/kg
Anestesia: TelazolZoetis(tiletamina e zolazepam)Dosaggio: 4,4 mg/kg
Anestesia: xilazina (Rompun)DechraN/ADosaggio: 2,2 mg/kg
Guaina arteriosaCordis401-711MO 6F o 7F; richiede due
Set per infusione con ago a farfallaSurfloSV-25BLKPer iniezione di microsfere; tipicamente 23-25G
Clorexidina 4%BD E-Z Scrub371073Preparazione chirurgica, se si preferisce
Tubo endotracheale cuffiatoRUSCH7-0 in generePotrebbe essere necessario di dimensioni diverse a seconda delle dimensioni e del peso del suino
Sistema di monitoraggio ECGMarchio medioN/AMonitor multiparametrico
ElettrocauterizzazioneSpecialista Bovie ProANNI 1250In genere impostarne 2, se possibile
Isoflurano, USPDechraDosaggio: 0,75%-3,0%
PortatileHP MicrosoftN/APuò utilizzare qualsiasi laptop preferito dall'individuo
Coltello LebscheIntegra300-425N/A
STERISFERE di lutezioBioPAL, Inc.C-15E20Quantità: 5 cc per intervento chirurgico
Mini anse bianche per vasi (rilevabili ai raggi X)DeRoyal30-711Per isolare l'arteria femorale e l'IVC
Siringhe multiple da 5 ccTerumoSS-05LPer lavaggi e iniezioni di microsfere
PacemakerOsypka Medical2428001Un pacer temporaneo
Cateteri ad ansa PVTransonicoModello: FDH-5018B-E3450 e S/N: 50-679per l'acquisizione di loop fotovoltaici
Programma per computer PV LoopScienza transonicaADV500 SoftwareProgramma sul tuo laptop
Sistema di acquisizione dati PV LoopTransonic e ADInstrumentsModelli: FY097B e PowerLab 8/35Collega i cateteri e il computer
STERISFERE di SamarioBioPAL, Inc.C-15A20Quantità: 5 cc per intervento chirurgico
Mazzuolo piccoloIntegra410-335N/A
Guanti steriliBis820955Consiglierei comunque guanti e camice sterili
Soluzione salina sterileBAXTERG171328Diluire per ottenere vampate saline eparanizzate
Sistema di aspirazioneGOMCO4042Meglio se aspirazione a parete della propria struttura
Punta di aspirazione: YankauerMedlineDYND50130Importante mantenere il campo libero durante la resezione del cuore
Eparina sistemicaCovetrus82496Dosaggio: 80 UI/kg
Rubinetto a tre vieLaboratori Jorgensen, Inc.200820Per iniezioni di microsfere
Bagno di acqua caldaPescatorePer riscaldare i cateteri prima dell'uso
Pompa di prelievoApparato di Harvard70-2002Per prelevare il sangue periferico a velocità costante
Suini dello YorkshireCBSET, Inc.N/AI suini avranno già subito la procedura chirurgica iniziale

Riferimenti

  1. Tsao, C. W., et al. Heart disease and stroke statistics-2022 update: a report from the American Heart Association. Circulation. 145 (8), e153-e639 (2022).
  2. Mohebi, R., et al. Cardiovascular disease projections in the United States based on the 2020 census estimates. J Am Coll Cardiol. 80 (6), 565-578 (2022).
  3. Stone, C. R., et al. Crafting a rigorous, clinically relevant large animal model of chronic myocardial ischemia: what have we learned in 20 years. Methods Protoc. 7 (1), 17(2024).
  4. Jia, H., Chang, Y., Song, J. The pig as an optimal animal model for cardiovascular research. Lab Anim (NY). 53 (6), 136-147 (2024).
  5. Marso, S. P., et al. Semaglutide and cardiovascular outcomes in patients with type 2 diabetes. N Engl J Med. 375 (19), 1834-1844 (2016).
  6. Aggarwal, R., et al. Effect of sotagliflozin on major adverse cardiovascular events: a prespecified secondary analysis of the SCORED randomised trial. Lancet Diabetes Endocrinol. 13 (4), 321-332 (2025).
  7. Stonko, D. P., et al. A technical and data analytic approach to pressure-volume loops over numerous cardiac cycles. JVS Vasc Sci. 3, 73-84 (2022).
  8. Cannon, P. J. Radioisotopic studies of the regional myocardial circulation. Circulation. 51 (6), 955-963 (1975).
  9. Domenech, R. J., et al. Total and regional coronary blood flow measured by radioactive microspheres in conscious and anesthetized dogs. Circ Res. 25 (5), 581-596 (1969).
  10. Roth, D. M., et al. Development of coronary collateral circulation in left circumflex Ameroid-occluded swine myocardium. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 253 (5 Pt 2), H1279-H1288 (1987).
  11. Elmadhun, N. Y., Sadek, A. A., Sabe, A. A., Lassaletta, A. D., Sellke, F. W. Alcohol and the heart: a proteomics analysis of pericardium and myocardium in a swine model of myocardial ischemia. Ann Thorac Surg. 100 (5), discussion 1635 1627-1635 (2015).
  12. Harris, D. D., et al. Proteomic analysis and sex-specific changes in chronically ischemic swine myocardium treated with sodium-glucose cotransporter-2 inhibitor canagliflozin. J Am Coll Surg. 238 (6), 1045-1055 (2024).
  13. Harris, D. D., et al. Proteomic profiling of SGLT-2 inhibitor canagliflozin in a swine model of chronic myocardial ischemia. Biomedicines. 12 (3), 558(2024).
  14. Sabe, A. A., et al. Investigating the effects of resveratrol on chronically ischemic myocardium in a swine model of metabolic syndrome: a proteomics analysis. J Med Food. 18 (1), 60-66 (2015).
  15. Sabe, S. A., et al. Effects of canagliflozin on myocardial microvascular density, oxidative stress, and proteomic profile. J Mol Cell Cardiol Plus. 6, 100052(2023).
  16. Xu, C. M., et al. Proteomic assessment of hypoxia-pre-conditioned human bone marrow mesenchymal stem cell-derived extracellular vesicles demonstrates promise in the treatment of cardiovascular disease. Int J Mol Sci. 24 (2), 1674(2023).
  17. Billig, S., et al. Transesophageal echocardiography in swine: evaluation of left and right ventricular structure, function and myocardial work. Int J Cardiovasc Imaging. 37 (3), 835-846 (2021).
  18. Hocum Stone, L. L., et al. Magnetic resonance imaging assessment of cardiac function in a swine model of hibernating myocardium 3 months following bypass surgery. J Thorac Cardiovasc Surg. 153 (3), 582-590 (2017).

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Ristampe e permessi

Tag

Modello su suinocostrittore ameroidcardiopatia coronaricaloop pressione-volumeflusso sanguigno miocardicomicrosfere marcate con isotopi

Questo articolo è stato pubblicato

Video in arrivo

Contattaci
Consiglia alla biblioteca

Privacy

Termini di utilizzo

Politiche

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tutti i diritti riservati.