Articolo metodologico

Progressi nella profilazione metabolica degli sferoidi tridimensionali dei tumori cerebrali per lo screening dei farmaci

DOI:

10.3791/68833

⸱

5 settembre 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Institute of Medical Innovation and Research, Peking University Third Hospital, 2Cancer Center of Peking University Third Hospital, 3Biobank, Peking University Third Hospital

* These authors contributed equally

In questo articolo

Sommario

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Qui, stabiliamo una piattaforma di profilazione metabolica che integra gliomi sferoidi tridimensionali (3D) e normalizzazione basata sull'imaging tramite analisi del flusso extracellulare. Questo approccio consente una valutazione più accurata delle risposte metaboliche dei tumori ai trattamenti farmacologici e fornisce informazioni sui potenziali meccanismi di resistenza.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

I tumori cerebrali, in particolare i gliomi, sono difficili da trattare a causa della loro natura aggressiva, del complesso microambiente tumorale e della resistenza alle terapie convenzionali. Le tradizionali colture cellulari bidimensionali (2D) spesso non riescono a replicare il vero ambiente tumorale, portando a previsioni imprecise dell'efficacia dei farmaci. La tecnologia di analisi del flusso extracellulare, tipicamente utilizzata per l'analisi metabolica in tempo reale in colture 2D, misura i parametri metabolici chiave, come il tasso di acidificazione extracellulare (ECAR) e il tasso di consumo di ossigeno (OCR), fornendo informazioni sul metabolismo cellulare. L'uso di modelli 3D rappresenta un progresso significativo, in quanto imitano più accuratamente l'ambiente tumorale in vivo . L'analizzatore di flusso extracellulare è stato adattato a modelli cellulari di glioma tridimensionali (3D), consentendo l'analisi di vie metaboliche critiche, tra cui la glicolisi e la fosforilazione ossidativa, in un contesto fisiologicamente più rilevante.

Le cellule U87 sono state seminate a densità appropriate in una piastra a 96 pozzetti a basso attaccamento e coltivate per 5 giorni. Il giorno 5, la formazione di sferoidi 3D è stata osservata tramite imaging ad alto contenuto. Gli sferoidi formati con successo sono stati quindi trasferiti in una piastra di analisi metabolica rivestita con poli-L-lisina per l'analisi metabolica. Per migliorare l'accuratezza di queste misurazioni, i sistemi di imaging ad alto contenuto valutano le dimensioni delle cellule 3D, consentendo una normalizzazione precisa dei dati del flusso extracellulare e riducendo al minimo le variazioni metaboliche dovute alle differenze nelle dimensioni delle cellule. Questo approccio integrato fornisce un'analisi più affidabile delle risposte metaboliche delle cellule di glioma ai trattamenti farmacologici, rivelando potenziali meccanismi di resistenza ai farmaci. In definitiva, questa metodologia offre preziose informazioni sulle dinamiche metaboliche dei gliomi e supporta lo sviluppo di nuove strategie terapeutiche clinicamente rilevanti.

Introduzione

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

I gliomi, una forma prevalente e aggressiva di tumore cerebrale, pongono sfide cliniche significative a causa della loro rapida progressione, del microambiente tumorale altamente eterogeneo e della marcata resistenza alle terapie convenzionali1. Queste complessità richiedono modelli sperimentali più rilevanti dal punto di vista fisiologico per migliorare l'accuratezza delle valutazioni terapeutiche. I tradizionali sistemi di coltura cellulare bidimensionale (2D) non riescono a ricapitolare l'architettura tumorale in vivo e le interazioni cellula-cellula2, portando spesso a conclusioni fuorvianti riguardo all'efficacia dei farmaci e alla biologia dei tumori3.

Per affrontare queste limitazioni, i modelli tumorali tridimensionali (3D) sono emersi come un'alternativa superiore, offrendo una maggiore rilevanza biologica imitando le caratteristiche strutturali e funzionali dei tumori in vivo 4,5. Allo stesso tempo, la riprogrammazione metabolica è sempre più riconosciuta come un segno distintivo della progressione del glioma e della resistenza al trattamento 6,7,8. L'analisi del flusso extracellulare è diventata una tecnica ampiamente adottata per la misurazione in tempo reale di parametri metabolici chiave, come il tasso di acidificazione extracellulare (ECAR, che misura l'efflusso di protoni principalmente dalla produzione di lattato glicolitico) e il tasso di consumo di ossigeno (OCR, quantificazione dell'utilizzo dell'ossigeno mitocondriale nella fosforilazione ossidativa), fornendo informazioni critiche sulle vie di fosforilazione glicolitica e ossidativa 9,10,11.

In questo studio, l'analisi del flusso extracellulare è stata adattata per analizzare gli sferoidi di glioma 3D, consentendo lo studio delle vie metaboliche in un contesto che assomiglia molto alle condizioni tumorali in vivo . Le cellule di glioma U87 sono state seminate a una densità di 1.500 cellule per pozzetto in piastre trasparenti a fondo tondo a bassissimo attacco da 96 pozzetti e coltivate per 5 giorni a 37 °C con il 5% di CO2 per facilitare la formazione di sferoidi. L'imaging ad alto contenuto è stato impiegato per confermare la morfologia degli sferoidi e valutare le dimensioni delle cellule. Prima dell'analisi metabolica, gli sferoidi cellulari 3D densi e circolari con un diametro di circa 220 μm sono stati trasferiti su piastre di saggio pre-rivestite con poli-L-lisina per garantire l'adesione e la stabilità della misura. È importante sottolineare che la normalizzazione dei dati metabolici sulla base delle dimensioni degli sferoidi è stata condotta tramite imaging integrato ad alto contenuto, riducendo la variabilità e migliorando l'affidabilità dei dati.

Questa piattaforma integrata, che combina la coltura 3D, la tecnologia di analisi del flusso extracellulare e la normalizzazione basata sull'imaging, consente una valutazione più accurata delle risposte metaboliche del glioma agli interventi terapeutici. Questo studio fornisce un solido quadro per lo studio delle basi metaboliche della resistenza ai farmaci e contribuisce allo sviluppo di strategie di trattamento più efficaci e clinicamente traducibili per i gliomi.

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Protocollo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

NOTA: Le specifiche complete di tutti i reagenti e i materiali di consumo sono dettagliate nella Tabella dei materiali.

1. Coltura cellulare 2D

  1. Mantenere le cellule U87 nel terreno essenziale minimo (MEM) integrato con il 10% (v/v) di siero fetale bovino (FBS) in condizioni sterili. Eseguire le procedure di passaggio standard una volta che le celle raggiungono l'80% di confluenza.
    NOTA: Durante tutto il processo di coltura, monitorare attentamente lo stato cellulare ed escludere le cellule che presentano una crescita anormale o cambiamenti morfologici dagli esperimenti successivi.
  2. Seminare le cellule U87 in piastre di coltura cellulare da 10 cm e incubare in un incubatore sterile per colture cellulari a 37 °C con il 5% (v/v) di CO2 e il 90-95% di umidità relativa.
    NOTA: Il terreno deve essere sostituito regolarmente per mantenere le condizioni di crescita ottimali.

2. 3D formazione di sferoidi cellulari

  1. Preparazione sperimentale
    1. Esaminare l'intero flusso di lavoro nella Figura 1 prima di iniziare le procedure sperimentali.
      ATTENZIONE: Attenersi rigorosamente alle tecniche asettiche durante l'esperimento per garantire la salute delle cellule e prevenire la contaminazione.
  2. Dissociazione e conteggio cellulare
    1. Rimuovere il terreno esaurito dalla piastra di coltura cellulare e lavare le cellule U87 tre volte con 9 mL di soluzione salina tamponata con fosfato (PBS) (3 mL per lavaggio). Smaltire i reagenti usati in una soluzione di candeggina al 20-25% (v/v) per inattivare tutti i materiali bioattivi.
    2. Aggiungere 1 mL di soluzione di tripsina alla piastra e incubare a 37 °C per 2-3 minuti. Neutralizzare la tripsina con 2 mL di DMEM contenente il 10% di FBS preriscaldato a 37 °C una volta che tutte le cellule sono state staccate sotto osservazione microscopica.
    3. Trasferire la sospensione cellulare in una provetta da centrifuga da 15 mL e centrifugare a 200 × g per 3 minuti. Scartare il surnatante e risospendere il pellet cellulare in 1 mL di DMEM integrato con il 10% di FBS. Pipettare delicatamente le cellule per garantire una sospensione uniforme delle cellule. Quindi contare tramite un emocitometro o un contatore automatico di cellule e registrare la conta cellulare iniziale.
      NOTA: Maneggiare delicatamente le celle durante il lavaggio e l'aggiunta del supporto per evitare danni meccanici. La forza di pipettaggio può essere controllata per prevenire la formazione di bolle, che possono influire sulla vitalità cellulare e sull'accuratezza del conteggio.
  3. Diluizione della sospensione cellulare
    1. Preriscaldare il terreno inutilizzato a 37 °C. Mantenere le sospensioni cellulari a temperatura ambiente (RT; 25 ± 2 °C) per 30 minuti.
    2. Sulla base della conta cellulare iniziale, diluire la sospensione cellulare con DMEM contenente il 10% di FBS fino a un volume finale di 20 mL, garantendo circa 200.000 cellule.
      NOTA: Prima della diluizione finale, pipettare delicatamente la sospensione cellulare per evitare la sedimentazione. Il terreno inutilizzato è stato mantenuto a 37 °C e le sospensioni cellulari sono state incubate a RT. Se sono stati seminati 96 pozzetti con 1.500 cellule per pozzetto, è stato preparato un volume totale di 22 mL per tenere conto dell'eccesso. La sospensione cellulare diluita è stata trasferita in una provetta da centrifuga sterile da 50 mL e miscelata accuratamente.
  4. Semina cellulare in piastre a 96 pozzetti con attacco ultrabasso
    1. Miscelare accuratamente la sospensione cellulare finale con una pipetta da 200 μl. Aggiungere lentamente 200 μl di sospensione (1.500 cellule/pozzetto) a ciascun pozzetto di una piastra trasparente a fondo tondo con attacco ultrabasso a 96 pozzetti lungo il bordo.
      NOTA: Per motivi di efficienza, prendere in considerazione l'uso di una pipetta multicanale.
    2. Scartare le sospensioni rimanenti dopo che tutti i pozzetti sono stati riempiti per evitare contaminazioni.
  5. Centrifugazione
    1. Sigillare ermeticamente la piastra con parafilm per evitare perdite durante la centrifugazione. Centrifugare la miscela a 200 × g per 2 minuti per pellettare le celle sul fondo di ogni pozzetto.
    2. Rimuovere la piastra dalla centrifuga, rimuovere con cautela il parafilm e posizionare la piastra in un incubatore a 37 °C, 5% CO2 .

3. Rivestimento in poli-D-lisina delle piastre per saggi metabolici

NOTA: La micropiastra per saggi metabolici è una micropiastra specializzata progettata per l'adesione cellulare degli sferoidi durante l'analisi del flusso extracellulare.

  1. Preparare una soluzione di rivestimento sciogliendo 5 mg di poli-D-lisina in 50 ml di acqua sterile. Mescolare accuratamente.
  2. Aggiungere 30 μl della soluzione di rivestimento a ciascun pozzetto della piastra del saggio metabolico. Assicurarsi dell'assenza di bolle agitando delicatamente o aspirando la soluzione in eccesso.
  3. Incubare la piastra e coprirla per 20 minuti a RT. Aspirare la soluzione di rivestimento e lavare i pozzetti due volte con 200 μl di acqua sterile.
  4. Asciugare la piastra all'aria per almeno 30 minuti e poi riscaldare a 37 °C senza CO2 per 30 minuti per stabilizzare il rivestimento.
  5. Aggiungere 175 μl di terreno preriscaldato a ciascun pozzetto e mantenere la piastra a 37 °C in un incubatore privo di CO2 fino a quando non è pronta per il trasferimento cellulare degli sferoidi.

4. Monitoraggio della crescita degli sferoidi

  1. Trasferire le piastre sferoidi in un sistema di imaging ad alto contenuto dopo 5 giorni di coltura.
  2. Configurazione dei parametri di imaging: impostare la temperatura a 37 °C e la CO2 al 5% e regolare il tipo di piastra, i canali e l'intervallo di messa a fuoco.
  3. Acquisizione di immagini sferoidi tramite un microscopio confocale con obiettivi 10x e un software di imaging.
  4. Identificare i pozzetti contenenti sferoidi intatti (ad esempio, Figura 2A-C) e registrare le loro posizioni per il trasferimento. Escludere i pozzetti con sferoidi irregolari (ad esempio, Figura 2D)."

5. Trattamento degli sferoidi

NOTA: Il trattamento farmacologico è stato eseguito su sferoidi 3D maturi per valutare le risposte metaboliche.

  1. Assegnazione del gruppo di sferoidi
    1. Assegna gli sferoidi intatti a due gruppi:
      Gruppo di controllo: 6 pozzetti di replica
      Gruppo di trattamento: 6 pozzetti replicati (trattati con fenofibrato)
  2. Preparazione di soluzioni farmacologiche
    1. Preparare la soluzione di lavoro del fenofibrato in un terreno fresco preriscaldato alla concentrazione ottimale (ad es. 100 μM).
      NOTA: I gruppi di trattamento sono stati ricostituiti in DMSO al 100% per creare soluzioni madre, che sono state successivamente diluite in un terreno fresco preriscaldato. Ai gruppi di controllo è stata somministrata la stessa concentrazione finale di DMSO (0,1% v/v) presente nei campioni trattati con farmaco. La concentrazione finale è stata determinata mediante saggi dose-risposta.
  3. Ricambio medio
    1. Aspirare lentamente 100 μl di terreno da ciascun pozzetto lungo la parete.
      NOTA: Evitare di entrare in contatto con il fondo del pozzo per evitare disturbi sferoidi.
    2. Aggiungere 100 μl di terreno fresco ai pozzetti di controllo.
    3. Aggiungere 100 μl di soluzione di lavoro di fenofibrato ai pozzetti di trattamento.
  4. Incubazione post-trattamento
    1. Riportare delicatamente la piastra a 37 °C in un incubatore al 5% di CO2 . Cultura per 72 h.
  5. Valutazione morfologica
    1. Valutare l'integrità degli sferoidi seguendo la procedura di imaging al punto 4.

6. Trasferimento di sferoidi cellulari

  1. Rimuovere con cautela la piastra a basso attacco contenente sferoidi dal sistema di imaging e posizionarla su una superficie sterile all'interno di una cappa di biosicurezza. Posizionare la piastra del saggio rivestita di poli-L-lisina una accanto all'altra per il trasferimento.
  2. Tagliare la punta di una pipetta da 20 μl per facilitare l'aspirazione delicata degli sferoidi cellulari senza danni.
  3. Aspirare delicatamente ogni sferoide intatto dal fondo del pozzetto e trasferirlo nel pozzetto corrispondente della piastra cellulare, lasciandolo riposare per 20 s. Confermare l'adesione per l'assenza di frammenti galleggianti al microscopio a 10×.
  4. Ripetere l'operazione per tutti gli sferoidi e verificare l'efficienza del trasferimento tramite il sistema di imaging descritto nel passaggio 4.

7. Dosaggio metabolico

  1. Degasaggio del campione
    1. Collocare la piastra di dosaggio degli sferoidi trattata con il farmaco in una camera di idratazione prebilanciata a 37 °C priva di CO2.
      NOTA: Il degasaggio continuo è stato eseguito per 1 ora con un rigoroso controllo ambientale per garantire l'accuratezza della misurazione metabolica.
  2. Preparazione dei reagenti e somministrazione dei farmaci
    1. Parallelamente preparare il reagente e caricare il farmaco durante il periodo di degasaggio di 1 ora.
      NOTA: L'obiettivo principale di questo esperimento è valutare lo stress mitocondriale; Tutte le procedure devono essere meticolosamente allineate con questo obiettivo. Protocolli specifici devono essere seguiti per tipi sperimentali distinti per garantire l'accuratezza e l'affidabilità dei dati.
    2. Preparazione del farmaco: Utilizzare i seguenti composti:
      Oligomicina (inibitore del complesso mitocondriale V)
      Cianuro di carbonile-4 (trifluorometossi) fenilidrazone (FCCP, disaccoppiatore)
      Una miscela di rotenone (un inibitore del complesso I) e antimicina A (un inibitore del complesso III)
      NOTA: I farmaci sono stati ottenuti dal kit per il test da sforzo mitocondriale utilizzato in questo studio. Alcuni composti sono a rischio biologico; Devono essere utilizzati rigorosi protocolli di biosicurezza (dispositivi di protezione individuale e preparazione alle emergenze).
    3. Formulazione del farmaco
      1. Preparare le soluzioni madre dei farmaci in polvere come mostrato nella Tabella 1.
      2. Diluire le soluzioni madre alle concentrazioni di lavoro specificate nella tabella 2.
        NOTA: Le soluzioni vengono agitate o agitate accuratamente per garantire l'omogeneità tra i gradienti di concentrazione.
  3. Caricamento di composti nelle cartucce della sonda di rilevamento
    NOTA: La cartuccia della sonda di rilevamento è una cartuccia monouso contenente sonde biosensore per la misurazione in tempo reale di ossigeno e pH.
    1. Attivazione della cartuccia della sonda (deve precedere il caricamento del composto):
      NOTA: Assicurarsi che il sensore si attivi completando questi passaggi almeno 12 ore prima dell'uso:
      1. Aggiungere 200 μl della soluzione calibrante a ciascun pozzetto della piastra di idratazione.
      2. Posizionare con cautela la cartuccia della sonda di rilevamento sulla piastra di idratazione, assicurandosi che tutte le sonde siano immerse completamente nella soluzione calibrante.
      3. Incubare l'unità assemblata in un incubatore privo di CO2 a 37 °C per 12-24 ore per attivare i sensori.
        NOTA: L'immersione incompleta o l'idratazione insufficiente causano una deriva della misurazione (errore OCR del ±15%).
    2. Utilizzate pipette multicanale o elettroniche per erogare volumi precisi nei pozzetti, evitando goccioline residue ai bordi dei pozzetti.
      NOTA: Poiché la stimolazione acuta del farmaco non è necessaria, seguire le sequenze di carico standard.
    3. Posizionare la piastra della sonda su una superficie stabile dopo il caricamento per evitare disturbi durante il trasporto.
      NOTA: La precisione di caricamento influisce in modo significativo sui risultati.
  4. Configurazione del software
    1. Avvia il software e seleziona il protocollo del test da sforzo mitocondriale.
    2. Assegna i gruppi in base al raggruppamento sperimentale predefinito.
    3. Impostare il nome del file e fare clic su Avvia esecuzione.
  5. Taratura delle cartucce delle sonde di rilevamento.
    1. Inserire delicatamente la piastra della sonda caricata nello slot dello strumento secondo il prompt del sistema.
    2. Avviare la calibrazione (15-20 min). Mantenere condizioni stabili; Evitare le vibrazioni.
    3. Rimuovere la piastra di idratazione prontamente dopo la calibrazione (seguendo le istruzioni sullo schermo).
      NOTA: Rimuovere il coperchio della piastra prima della calibrazione.
  6. Profilazione metabolica di sferoidi 3D
    1. Trasferire la piastra di analisi degli sferoidi 3D degassata nella fessura di misurazione dello strumento. Garantire un allineamento preciso con l'array di sonde confermando quanto segue: (i) L'angolo della piastra corrisponde alle guide delle fessure; (ii) il pozzo A1 si allinea con la posizione indicizzata; (iii) Nessuna fessura visibile tra la piastra e la superficie dello strumento
    2. Fare clic su Avvia per avviare i saggi da stress mitocondriale (durata: ~1,5 ore). Monitora i parametri dello strumento per tutto il tempo.
      NOTA: Rimuovere i coperchi delle piastre per il saggio degli sferoidi 3D prima della misurazione.
  7. Analisi dei dati
    1. Analisi di imaging
      1. Trasferimento di piastre per saggi sferoidi 3D a un sistema di imaging ad alto contenuto.
        NOTA: Le immagini sono state acquisite come descritto al punto 4. L'imaging ha rivelato che la maggior parte degli sferoidi è rimasta intatta, mentre una minoranza ha subito danni durante il processo di trasferimento, come mostrato nella Figura 3.
      2. Analizza i dati morfologici (ad esempio, area, lunghezza, larghezza) degli sferoidi cellulari tramite il software Harmony versione 5.2, seguendo i passaggi 7.7.1.3-7.7.1.7.
      3. Applicate grossolanamente il modulo Regione texture per separare gli sferoidi 3D dallo sfondo dividendo il contenuto dell'immagine in tre cluster sulla base delle caratteristiche di texture degli oggetti nelle immagini.
      4. Applica il modulo Trova regione immagine per perfezionare la separazione di sferoidi 3D pre-isolati tramite caratteristiche dimensionali basate sul volume per rimuovere le impurità e mantenere intatti gli sferoidi.
      5. Misura i parametri morfologici degli sferoidi 3D tramite il modulo Proprietà morfologiche .
      6. Applica il modulo Seleziona popolazione per filtrare gli sferoidi cellulari 3D autentici.
      7. Esportare i risultati dei dati morfologici, come mostrato nella Tabella 3.
    2. Elaborazione dati
      NOTA: Normalizzare i dati delle celle tramite i parametri delle uscite di imaging per ridurre al minimo gli artefatti sperimentali.
      1. Aprire i dati metabolici grezzi tramite il software di analisi.
      2. Selezionare l'opzione di normalizzazione per accedere all'interfaccia di modifica della modalità di normalizzazione.
      3. Inserire l'area della sezione trasversale degli sferoidi contenuta in ciascun pozzetto corrispondente della piastra di analisi nel campo Valori di normalizzazione .
      4. Impostare il parametro del fattore di scala su 1.000.000.
      5. Fare clic sul pulsante Applica per finalizzare il processo di normalizzazione. I risultati finali sono mostrati nella Figura 4.

8. Smaltimento dei rifiuti

  1. Smaltire tutti i rifiuti sperimentali (terreni, reagenti, materiali di consumo e sospensioni cellulari) secondo i protocolli di gestione dei rifiuti di laboratorio e di rischio biologico. Autoclavare o disinfettare chimicamente i rifiuti bioattivi prima dello smaltimento per prevenire la contaminazione ambientale.

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Risultati

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Le tre fasi più critiche nel processo di rilevamento del metabolismo energetico degli sferoidi cellulari 3D sono la coltura di sferoidi cellulari 3D, il processo di trasferimento degli sferoidi e l'imaging e la quantificazione degli sferoidi dopo il rilevamento (Figura 1). Inoltre, osservare lo stato degli sferoidi cellulari è molto importante. Quando gli esperimenti sono stati condotti secondo le procedure sperimentali sopra menzionate, gli sferoidi sono stati rilevati il 5° giorno (

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Discussione

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

L'adattamento dell'analisi del flusso extracellulare a modelli 3D di glioma rappresenta un progresso metodologico fondamentale nello studio del metabolismo delle cellule tumorali. Sebbene le colture 2D tradizionali siano state a lungo la base per la sperimentazione in vitro , non riescono a catturare l'architettura spaziale, le interazioni cellula-cellula e cellula-matrice e i gradienti di ossigeno e nutrienti caratteristici dei tumori in vivo 12...

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Dichiarazioni

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Ringraziamenti

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Questa ricerca è stata finanziata dalla National Natural Science Foundation of China, con un numero di sovvenzioni 82471329 e 82001248.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Piatto da 10 cmCorning430167
Provetta da centrifuga da 15 mLCorning430791
Provetta da centrifuga da 50 mLCorning430828
Calcein, AMInvitrogenVisualizzazione del materiale C1430
Contessa 3Thermo FisherContatore automatico di celle
Siero fetale bovinoGibcoA5669701
Armonia 5.2PerkinElmerSoftware di imaging
Hoechst 33342Distretto di SolarbioCodice C0031
MEM EBSS MediumHyCloneSH30024.01
Operetta CLSPerkinElmerSistema di analisi di immagini ad alto contenuto
PBSHyCloneSH30256.01
Bromidrato di lisina poli-DSigma P7280
Piastre a 96 pozzetti con attacco ultrabasso a fondo tondoCorning4515
Software per desktop Seahorse WaveAgilent
Cavalluccio marino XFe96AgilentMacchina per test metabolici extracorporei
Sorvall ST8RThermo FisherCentrifuga
TRIPSINA 0,25% EDTAGibco25200072
Linea cellulare U87MG Infrastruttura nazionale delle risorse cellulari
XF 1.0 M Soluzione di glucosio, 50 mLAgilent103577-100
XF 100 mM Soluzione di piruvato, 50 mLAgilent103578-100
XF 200 mM Soluzione di glutammina, 50 mLAgilent103579-100
XF Soluzione Calibrante 500 mL Agilent100840-000
Kit per test da sforzo XF Cell MitoAgilent103015-100
XF DMEM Terreno, pH 7,4, 500 mLAgilent103575-100
XFe96/XF Pro Fluxpak-Array di sonde di rilevamentoAgilent103792-100
Piastre per saggi metabolici XFe96/XF Pro FluxpakAgilent103792-100

Riferimenti

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
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