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Articolo metodologico

Modello di topo sveglio di ictus ischemico con complicazioni neuropsichiatriche durante un'osservazione di sette giorni

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DOI:

10.3791/69194

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19 dicembre 2025

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1Branch of the Shemyakin-Ovchinnikov Institute of Bioorganic Chemistry of the Russian Academy of Sciences, Russian Federation, 2Pushchino Branch of the Federal State Budgetary Educational Institution of Higher Education, Russian Biotechnological University (BIOTECH University), 3Shemyakin-Ovchinnikov Institute of Bioorganic Chemistry, Russian Academy of Sciences

In questo articolo

Sommario

Viene proposto il nuovo modello di ictus ischemico focale nei ratti svegli. Questo è stato ottenuto iniettando un embolo atmosferico nell'arteria carotide interna dei ratti. Lo sviluppo dell'ictus ischemico focale è stato confermato tramite colorazione cerebrale con cloruro di trifeniltetrazolio, test funzionali e valutazione dei parametri fisiologici.

Abstract

Il modello traslazionale dell'ictus sperimentale nei ratti indotto da un'embolia gassosia è stato creato per chiarire le caratteristiche dello sviluppo dell'ictus e per valutare l'effetto neuroprotettivo di nuovi rimedi e farmaci comprovati. Il protocollo, che richiede moderatamente tempo e lavoro, permette di osservare la dinamica della rapida morte neuronale negli animali svegli, offrendo un'opportunità unica per valutare la fase acuta dell'ictus, incluso il delirio, oltre a monitorare disturbi autonomi come variazioni della pressione sanguigna, della temperatura corporea e del volume minimo respiratorio. L'aria atmosferica (100 μL) veniva somministrata tramite infusione tramite un catetere vascolare posizionato retrogradamente nell'arteria carotide comune tramite l'arteria carotide esterna, utilizzando una pompa per infusione. Ventiquattro ore dopo l'embolizzazione, gli animali mostrano deficit comportamentali, motori e differenze istopatologiche stereotipatiche. Entro il settimo giorno dell'esperimento, è stato osservato un miglioramento significativo dello stato neurologico e i risultati dei test comportamentali si avvicinavano a quelli dei valori di controllo. Contemporaneamente, si osserva una transizione dall'infiltrazione neutrofila a quella dei macrofagi nella lesione ischemica. Il modello proposto può essere utilizzato in studi preclinici, poiché riproduce le complicazioni neuropsichiatriche del periodo post-ictus, insieme ai relativi cambiamenti fisiologici, funzionali e istopatologici.

Introduzione

L'obiettivo di questa ricerca era sviluppare un modello di ictus ischemico cerebrale focale nei ratti svegli e raggiungere l'approssimazione più vicina di questo modello agli aspetti clinici dell'ictus ischemico negli esseri umani. Come dimostrato dalla ricerca di Söyland et al., il 62,6% dei pazienti ha mostrato sintomi significativi di ictus ischemico in stato di veglia, mentre solo il 19% ha sperimentato un ictus darisveglio 1. Di conseguenza, la verificarsi di uno stato di veglia durante l'embolizzazione delle arterie cerebrali negli animali è di grande interesse. I modelli classici impiegati per lo studio dell'ictus ischemico cerebrale focale includono: occlusione transcranica, occlusione dell'arteria cerebrale media del filamento endovascolare, occlusione embolica, occlusione dell'endotelina-1 e fototrombosimodello 2. I metodi classici di modellazione espongono gli animali agli effetti degli anestetici, che possono causare distorsione degli endpoint nel modello dell'ictus ischemico. L'isoflurano è ampiamente impiegato nella chirurgia dell'occlusione come metodo più efficace di anestesiagasso-anestesia 3,4,5. Tuttavia, il grado di deficit cerebrale seguito all'occlusione dell'arteria cerebrale media (MCAO) dopo 24 ore è stato riscontrato essere inversamente proporzionale alla durata dell'anestesia isoflurana negli animali. È stato dimostrato che l'isoflurano esercita un effetto su oltre 1.000 geni espressi differenzialmentecorrelati all'ischemia, un fattore che potrebbe portare a un modello di ictus ischemico non del tutto affidabile.

Una metodologia della modellizzazione dell'ictus ischemico nei ratti è l'iniezione del coagulo di sangue nell'arteria carotideinterna 7. Tuttavia, l'induzione dell'ictus ischemico in questo modello è stata eseguita 1 ora dopo la cateterizzazione con isoflurano. È concepibile che questo precondizionamento possa aver disturbato lo sviluppo delle conseguenze neurologiche e fisiologiche della somministrazione di trombo.

Viene proposto il metodo alternativo per modellare l'ictus ischemico tramite embolizzazione dell'arteria carotide interna nei ratti svegli, seguita da danni cerebrali focali nel bacino dell'arteria cerebrale media. Il cateterismo è stato eseguito 24 ore prima della modellazione dell'ictus ischemico. Questo garantiva che gli effetti della somministrazione dell'embolo non fossero influenzati dall'anestesia.

Il modello proposto non utilizza endotelina-18, filamento9 o pigmentocoagulabile 10 per l'ischemia. La selezione dell'agente da somministrare ai ratti tramite catetere si basava sul presupposto che questo metodo fosse fattibile, eliminando così la necessità di fissare l'animale in un sistema stereotassico e anestetizzarlo 8,10.

Inoltre, il modello consente l'osservazione di parametri fisiologici e neurologici negli animali immediatamente dopo l'embolizzazione; Metodi alternativi di modellazione dell'ictus ischemico sembrano incompatibili con questo. In letteratura, gli endpoint di danni cerebrali e compromissione neurologica dopo la modellazione dell'ictus ischemico vengono valutati più spesso 24 ore dopo l'occlusione 11,12,13,14.

L'utilizzo di ratti svegli nella modellazione dell'ictus ischemico ha il potenziale di fungere da ulteriore o alternativa al modello classico prevalente dell'ictus ischemico focale. Questo approccio facilita un'indagine più estesa sul potenziale neuroprotettivo degli agenti farmaceutici registrati o in via di sviluppo per il trattamento dell'ictus ischemico.

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Protocollo

Lo studio è stato condotto secondo le procedure operative standard del laboratorio ed è stato approvato dalla Commissione Bioetica del Comitato Istituzionale per la Cura e l'Uso degli Animali della Sezione dell'Istituto Shemyakin-Ovchinnikov di Chimica Bioorganica dell'Accademia Russa delle Scienze (Protocollo n. 1016/25, datato 17 gennaio 2025). In questo studio sono stati utilizzati 28 ratti maschi di Sprague-Dawley (SD), di età compresa tra 10 e 12 settimane, con un peso corporeo medio di 301 g e uno stato microbiologico di Specifico Patogeno Privo (SPF). I reagenti e le attrezzature utilizzate sono elencati nella Tabella dei Materiali.

1. Preparazione degli animali

  1. Usa 28 ratti maschi SD, di 10-12 settimane, con status SPF. Utilizzare 12 animali per il gruppo fittizio e 16 animali per modellare l'ictus ischemico con embolia gasosa arteriosa cerebrale (CAE).
  2. Sterilizza tutti gli strumenti per 24 ore nella soluzione disinfettante (0,5% di clorexidina bigluconato in etanolo al 70%).
  3. Anestetizzare i ratti tramite iniezione intramuscolare con una miscela di tiletamina 15 mg/kg e zolazepam 15 mg/kg + cloridrato di xilazina 10 mg/kg (seguendo protocolli approvati dall'istituzione).
  4. Assicurati che sia stata raggiunta la fase chirurgica dell'anestesia: tocca l'angolo dell'occhio dell'animale, pizzica la punta della coda.
    NOTA: L'animale è considerato anestetizzato quando non si osservano riflessi dopo queste manipolazioni.
  5. Pizzica il campo operatorio nella regione ventrale del collo.
  6. Fissa l'animale sul tavolo operatorio fissando gli arti e gli incisivi superiori con lacci emostatici morbidi.
  7. Tagliare tubi di polietilene di 0,8 mm di diametro in tubi lunghi 10 cm, poi ruotare una spirale stabilizzante larga circa 5 mm alla punta infilando la punta del tubo di polietilene su un tubo metallico e immergendolo in acqua calda (90 °C). Riempi il tubo con eparina (50 ME). Sigilla l'estremità opposta della spirale con un tappo fatto con un pezzo di filo da pesca.
    NOTA: Il catetere è realizzato con tubi di polietilene di grado medico. Evita di piegare o pizzicare il catetere mentre lo manipolo.

2. Cateterismo dell'arteria carotide

  1. Fai un'incisione lunga circa 5 mm sul lato ventrale del collo dell'animale.
  2. Disseziona il muscolo del collo usando una pinza. Apri l'area in cui l'arteria carotide si dirama nelle arterie carotide esterna e interna.
  3. Trova l'arteria che corre lungo la trachea. Rilascialo con attenzione con le pinze dalla guaina del tessuto connettivo senza toccare il nervo vago che corre lungo l'arteria.
  4. Usa le pinze per isolare una sezione dell'arteria carotide esterna.
  5. Posizionare una legatura temporanea caudale di 3-5 mm alla biforcazione dell'arteria carotide comune.
  6. Posizionare due legature sull'arteria carotide esterna, una subito dopo la biforcazione e una distale a 4 mm dalla biforcazione.
    NOTA: L'inserimento del catetere sarà eseguito tra queste due legature. La legatura posta immediatamente dopo la biforcazione fissa il catetere nel vaso.
  7. Sull'arteria carotide interna, si posiziona una legatura temporanea cranica alla biforcazione dell'arteria carotide comune.
  8. Posizionare una legatura sull'arteria pterigopalatina dopo la biforcazione.
    NOTA: Durante l'applicazione delle legature nei passaggi 2.7 e 2.8, può verificarsi sanguinamento a causa della presenza di collaterali nascosti dietro il tronco principale dell'arteria carotide comune. In questo caso, dovrebbero essere legati.
  9. Fai un'incisione sull'arteria carotide esterna tra le legature usando delle forbici. Inserire il catetere preparato (passo 1.7) nel foro formato nel vaso, guidandolo verso l'arteria carotide comune.
  10. Rilascia la legatura distale e spingi il catetere più in basso nel vaso finché non entra nell'arteria carotide comune. Lega con cura due legature sulla sezione dell'arteria carotide esterna con il catetere all'interno. Posiziona la terza legatura davanti al catetere e legalo anche.
    1. Fissa il catetere con delle legature all'anello di ammortizzazione. Rimuovere le legature dalle arterie carotide ed esterna.
      NOTA: Quando si spinge il catetere, il sangue può fuoriuscire dal vaso.
  11. Nel caso di fuga di sangue dal vaso, si inseriscono doppie legature tra il foro nel vaso e la terza legatura.
  12. Guida il catetere fisso verso il garrese con un direttore a ago scanalato.
  13. Sutura la ferita ventrale con materiale per suture 4.0. Usa una sutura continua.
  14. Sutura il lato dorsale della pelle con materiale per la sutura 4.0 stretto attorno al catetere. Usa una sutura continua. Fissa un pezzo di intonaco adesivo all'esterno del catetere e legalo alla sutura per una fissazione più sicura.
  15. Somministrare l'antibiotico ciprofloxacino a una dose di 5 mg/kg per via intramuscolare.

3. Modellazione dell'ischemia cerebrale focale negli animali del gruppo CAE

  1. Ventiquattro ore dopo il cateterismo del ratto, si colloca l'animale in stato di veglia nell'immobilizzatore da laboratorio per animali in modo che sia possibile accedere al catetere posto sul garrese.
  2. Inserire una siringa riempita con soluzione salina di 0,5 mL (0,9% NaCl) con un ago da 30 G nella pompa d'infusione.
  3. Collegare l'ago della siringa a un catetere in polietilene vuoto (capacità di 100 μL). Collega l'altra estremità del catetere in polietilene al catetere impiantato usando un adattatore.
    NOTA: L'impianto corretto del catetere e l'assenza di un trombo sono dimostrate quando l'eparina dal catetere impiantato viene trasferita nel catetere contenente aria, causando una leggera compressione dell'aria. La ragione è che la pressione sanguigna del ratto supera quella dell'aria nel catetere collegato.
  4. Imposta la velocità di iniezione della pompa d'infusione a 10 μL/min. Imposta il volume di iniezione sulla pompa d'infusione a 120 μL.
  5. Avvia la pompa di infusione. Iniettare 100 μL d'aria dal catetere di polietilene e 20 μL di soluzione salina (0,9% NaCl).
    NOTA: L'iniezione dura 10 minuti. In questo momento, osserva l'animale. Durante l'iniezione, l'animale può vocalizzare, rosicchiare o scavare l'immobilizzatore.
  6. Togli l'animale dall'immobilizzatore.
  7. Valuta immediatamente la condizione neurologica dell'animale utilizzando una scala da 0 a 5 punti: 0 = nessun deficit neurologico, 1 = incapacità di raddrizzare completamente l'arto anteriore, 2 = rotazione, 3 = perdita del supporto dell'arto, 4 = nessuna camminata spontanea con livello di coscienza depresso e 5 = morte.
    NOTA: Per una descrizione più dettagliata, si rifera alla fonte15. È possibile che un animale non mostri un deficit neurologico immediatamente dopo la somministrazione dell'aria. Ciò indica che l'occlusione non si è verificata a causa delle caratteristiche anatomiche dell'animale o dell'aumento della pressione sanguigna.
  8. Escludere l'animale dall'esperimento in assenza di sintomi neurologici.
    NOTA: I ratti con CAE mostrano 1-4 punti sulla scala del deficit neurologico. Più spesso, si tratta di perdita del supporto degli arti o dell'assenza di camminare spontaneamente con un livello di coscienza depresso.
  9. Somministrare l'antibiotico ciprofloxacino a una dose di 5 mg/kg per via intramuscolare.

4. Valutazione dei parametri fisiologici

  1. Un'ora dopo l'ACE, valutare la condizione neurologica dell'animale utilizzando una scala da 0 a 5 punti: 0 = nessun deficit neurologico, 1 = incapacità di raddrizzare completamente l'arto anteriore, 2 = rotazione, 3 = perdita del supporto dell'arto, 4 = nessuna camminata spontanea con livello di coscienza depresso, e 5 = morte15.
    NOTA: Dopo 1 ora, l'animale potrebbe non mostrare alcun sintomo a causa del rapido riassorbimento della bolla d'aria, indicando che l'embolizzazione arteriosa è stata insufficiente.
  2. Escludere l'animale dall'esperimento in assenza di sintomi neurologici 1 ora dopo l'ACE (ratti con 0 punti sulla scala del deficitneurologico 15).
  3. Somministrare l'antibiotico ciprofloxacina a una dose di 5 mg/kg per via intramuscolare a 24 ore e 48 ore dopo l'ACE.
  4. Randomizzare gli animali del gruppo sham e del gruppo CAE per la valutazione dei parametri fisiologici.
  5. Pesa gli animali immediatamente prima dell'ACO e 3 ore, 24 ore, 4 giorni e 7 giorni dopo l'ACO su una scala Sartorius con precisione di grammi.
  6. Misurare la temperatura corporea rettale dei ratti immediatamente prima della CAE, e 3 ore, 24 ore, 4 giorni e 7 giorni dopo la CAE utilizzando un termometro digitale con un intervallo di funzionamento da 32 °C a 42 °C.
  7. Misurare la pressione sistolica e la frequenza cardiaca in modo non invasivo immediatamente prima della CAE, e 3 ore, 24 ore, 4 giorni e 7 giorni dopo la CAE utilizzando un codardo su un sistema computerizzato per registrare la pressione sanguigna e i parametri respiratori.
    1. Accendi la borsa riscaldante e scaldala a una temperatura di 40 °C.
    2. Metti l'animale nell'immobilizzatore e posizionalo sulla borsa riscaldante. Lascia che l'animale si calmi per 3-5 minuti.
    3. Poi, posizionare un polsino con sensore per misurare i parametri cardiovascolari sulla coda dell'animale, a 2-3 cm dalla base della coda.
    4. Regola la posizione del trasduttore direttamente sotto l'arteria ventrale della coda.
    5. Assicurati che il segnale sia stabile e che la frequenza cardiaca venga mostrata nel programma. Inizia a registrare il segnale.
    6. Attiva l'accumulo di pressione sulla manetta.
    7. Registra il polso e la pressione sistolica finché la pressione del bracciale non viene completamente rilasciata.
    8. Assicurati che il segnale di recupero della frequenza cardiaca dell'animale sia chiaramente mostrato.
    9. Ripeti i passaggi 4.4.3-4.4.5. Altre due volte e libera l'animale dall'immobilizzatore animale.
    10. Calcola il polso medio e la pressione sistolica da tre misurazioni.
  8. Misurare la frequenza respiratoria e il volume respiratorio immediatamente prima della CAE, e 3 ore, 24 ore, 4 giorni e 7 giorni dopo la CAE utilizzando un sistema computerizzato per registrare la pressione sanguigna e i parametri respiratori.
    1. Fissa l'animale in una mano in una posizione naturale per l'animale.
    2. Posiziona una maschera con un tubo collegato al naso dell'animale.
      NOTA: Ci vorrà tempo perché l'animale si abitui a respirare nella maschera.
    3. Assicurati che l'animale sia calmato.
    4. Registra il volume e la frequenza respiratoria per 10 secondi.
    5. Assicurati che l'animale non abbia sospirato o ingoiato durante la registrazione.
    6. Ripeti i passaggi 4.5.2-4.5.3 altre due volte.
    7. Calcola il volume respiratorio medio e la frequenza respiratoria da tre misurazioni.
    8. Calcola il volume di minuti respiratori usando la formula:
      Volume respiratorio minuto = Frequenza respiratoria × Volume respiratorio.

5. Valutazione dei parametri funzionali e comportamentali

  1. Valutare la condizione neurologica dell'animale utilizzando una scala da 0 a 5 punti: 0 = nessun deficit neurologico, 1 = incapacità di raddrizzare completamente l'arto anteriore, 2 = rotazione, 3 = perdita del supporto dell'arto, 4 = nessuna camminata spontanea con livello di coscienza depresso e 5 = morte15.
  2. Valutare la funzione motoria e la coordinazione su un Rota-Rod immediatamente prima della CAE, e 3 ore, 24 ore, 4 giorni e 7 giorni dopo la CAE.
    1. Addestrare gli animali per i test sul dispositivo Rota Rod.
      1. Metti l'animale su una canna fissa per 5-30 secondi.
      2. Gli animali capaci di tenere una barra ferma per almeno 10 secondi, la fanno girare su una barra che ruota con una minima accelerazione per circa 30 secondi.
      3. Continua ad addestrare gli animali finché non saranno in grado di stare liberamente su una barra che ruota a un'accelerazione adeguata.
    2. Posizionare gli animali su una barra orizzontale rotante di 7 cm di diametro a una velocità minima di 1 giri/min.
    3. Avvia l'accelerazione di 1 giri/min ogni 10 secondi fino a una velocità massima di 60 giri/min.
    4. Annota il tempo in cui il ratto è stato sulla barra rotante.
  3. Valutare l'attività locomotoria del ratto immediatamente prima della CAE, e 3 ore, 24 ore, 4 giorni e 7 giorni dopo la CAE utilizzando un sistema computerizzato.
    1. Posiziona l'animale al centro di un campo aperto e registra per 5 minuti la distanza percorsa e il tempo di attività del ratto.
  4. Valuta la forza di presa dell'arto anteriore 3 ore, 24 ore, 4 giorni e 7 giorni dopo la CAE sul Grip Strength Meter.
    1. Tieni l'animale per la coda e lascia che afferri le sbarre con gli arti anteriori.
    2. Tira l'animale parallelo alla griglia finché il ratto non la rilascia.
    3. Fai tre tentativi e seleziona il risultato più alto.

6. Valutazione del livello della proteina B legante al calcio S100 (S100b)

  1. Misurare i livelli sierici di S100b nei ratti prima della modellazione CAE, 24 ore e 7 giorni dopo la CAE.
    1. Metti l'animale nell'immobilizzatore per animali da laboratorio.
    2. Accendi la borsa riscaldante e scaldala a una temperatura di 40 °C.
    3. Posiziona l'animale nell'immobilizzatore per animali da laboratorio sul cuscinetto riscaldante. Aspetta un periodo di 5 minuti per permettere all'animale di calmarsi.
    4. Metti l'animale su un fianco.
      NOTA: La vena caudale dovrebbe essere visibile sulla coda.
    5. Inserire un catetere endovenoso nella vena caudale.
    6. Preleva 1 mL di sangue in un tubo da 1,5 mL.
    7. Lascia riposare il sangue a temperatura ambiente per un periodo di 40 minuti.
    8. Centrifuga il campione di sangue a 4 °C per 15 minuti a 1500 x g.
    9. Raccogli il siero con una pipetta automatica in un tubo separato da 1,5 mL.
      NOTA: Il siero deve essere trasparente e trasparente, senza alcuna miscela rossa di eritrociti.
    10. Analizzare il siero tramite un test immunoenzimatico legato (ELISA) utilizzando un kit ELISA appropriato.

7. Rimozione del catetere

  1. Eseguire la procedura di rimozione del catetere 24 ore dopo la CAE, dopo gli esami nel passo 5.
    1. Posizionare gli animali nella camera di inalazione con un sistema di anestesia gassolenta collegata e un concentratore di ossigeno per 1-2 minuti con l'apporto di isoflurano nella camera a un volume del 2,5%-3,5% con un tasso di ossigeno di 3 L/min.
    2. Trasferire l'animale a una borsa riscaldante (37,5 °C) con una maschera di gas in modalità dosificazione isoflurano 2%-3% con portata di ossigeno di 1,0-2,0 L/min.
    3. Taglia la bandiera senza tagliare la sutura della ferita o danneggiare il catetere.
    4. Pulire l'estremità esterna del catetere, trattare con soluzione disinfettante (0,5% clorexidina bigluconato in etanolo al 70%).
    5. Rimuovere la sutura dell'intervento precedente dal lato ventrale del collo. Durante l'incisione, usa una pinza per isolare delicatamente l'elica del catetere.
    6. Tira fuori l'estremità lunga del catetere attraverso l'incisione ventrale.
    7. Posizionare una legatura con nodo, senza stringere, sull'arteria carotide esterna tra la biforcazione e il sito di inserimento del catetere.
    8. Taglia con cura i nodi che legano il catetere, tira fuori il catetere con la pinza, stringi il nodo sul vaso e rilega.
    9. Taglia le estremità della legatura e sutura la ferita. Usa una sutura continua.

8. Valutazione della colorazione al cloruro di trifeniltetrazolio

  1. Fornire anestesia terminale a 6 animali del gruppo sham e 6 animali del gruppo CAE 24 ore dopo l'occlusione, e 6 animali del gruppo sham e 10 animali del gruppo CAE al settimo giorno dopo l'ACE utilizzando iniezioni intramuscolari di tiletamina 15 mg/kg e zolazepam 15 mg/kg + cloridrato di xilazina 10 mg/kg.
  2. Verifica che la fase chirurgica dell'anestesia sia stata raggiunta come descritto nel passo 1.3.
  3. Effettuare un prelievo totale di sangue dalla vena cava caudale con una siringa da 2 mL e un ago da 24 G.
  4. Apri la volta dorsale del cranio senza danneggiare il tessuto cerebrale.
  5. Esamina la dura madre.
  6. Taglia il cervello con una lama a microtomo in tagli frontali spessi 2 mm partendo dal lobo frontale.
  7. Metti le sezioni su un vetrino per microscopio.
  8. Posiziona le fette in una soluzione di cloruro trifeniltetrazolio (TTC) all'1% e mettile in un termostato a 37 °C per 10-12 minuti.
  9. Esamina tutte le sezioni cerebrali. Osserva il cambiamento di colore della colorazione TTC.
    NOTA: Il tessuto non danneggiato macchierà di rosa brillante, mentre i tessuti con lesioni macchieranno di rosa pallido.
  10. Fotografa le fette da entrambi i lati.
  11. Fissa le fette in una soluzione di formalina al 10% neutra e tamponata.
  12. Stima l'area della lesione focale nel software per l'analisi scientifica delle immagini.

9. Valutazione della colorazione di ematossilina ed eosina

  1. Disidratato fissava le sezioni cerebrali in una batteria crescente di etanolo (70%, 80%, 100%).
  2. Immergi le fette disidratate nella paraffina e prepara le fette spesse 7 mm.
  3. Tingere le sezioni con ematossilina ed eosina.
  4. Effettuare analisi microscopiche delle sezioni utilizzando un microscopio a luce trasmessa.

10. Analisi statistica

  1. Esegui analisi statistiche nel programma statistico.
  2. Applicare la statistica descrittiva (calcolare la media ± l'errore standard della media) e creare grafici per visualizzare i risultati.
  3. Dopo aver verificato la normalità di ciascun gruppo, eseguire confronti multipli utilizzando il criterio di rango di Duncan.
  4. Determinare le differenze al livello di significatività del 5%.

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Risultati

Sopravvivenza e condizioni generali
Immediatamente dopo la somministrazione della bolla d'aria, tutti i ratti hanno mostrato uno stato di disturbo e un forte tremore per diversi secondi, seguito dalla cessazione di ogni attività motoria e dalla perdita di coscienza per 1-2 minuti. Alcuni animali hanno perso il supporto sulle zampe per 10-15 minuti dopo aver ripreso conoscenza.

Il tasso di sopravvivenza degli animali 3 ore dopo l'ACE era del...

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Discussione

La MCAO è un metodo comune per modellare l'ictus ischemico focale nei ratti, ottenuto tramite formazione di trombo, spasmo locale dell'arteria cerebrale media e occlusione temporanea da parte delfilamento 2. L'obiettivo di tali modelli è (1) ottenere l'apoptosi focale del tessuto cerebraleneurale 16 con volume lesionistico e area17 standardizzati, (2) monitorare il deficit neurologico degli animali per 2-7 giorni

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Dichiarazioni

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Ringraziamenti

Questo studio è stato sostenuto dalla Fondazione Russa per la Scienza, progetto n. 25-15-00037.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Siringa a 3 componenti con ago da 2 mL  LEIKO52322223G
Pompa di infusione Aladdin SingleStrumenti di Precisione MondialeAL-1000
CiprofloxacinaPharmavet3897744Soluzione al 5% di ciprofloxacina
Sistema computerizzato PowerLab 8/35 ADInstruments3508-1090
DezinApteka.ru0,5% clorexidina bigluconato in etanolo al 70%
Termometro digitaleB.Well Swiss AGLOTTO 0413
Misuratore della forza di presa con dinamometro elettronicoBioMed Easy Technologies007231024415MC01
Kit ELISA per la proteina B che lega il calcio S100 (S100B)CLOUD-CLONE CORP. (CCC)SEA567Ra48T
Lenza da pescaDiametro 0,9 mm
Sistema di anestesia gassogesticaUGO BASILE 21100
Software statistico GraphPadPrismav.10
Direttore dell'ago scanalatoFisher ScientificNumero di catalogo 11-0012,7 cm
EparinaEndopharm. Impianto Endocrino di Mosca30122
ImageJIstituti Nazionali di Salute e il Laboratorio per la Strumentazione Ottica e Computazionale
Siringa per insulinaProdotti ospedalieri SFM1603030,5 mL, U-100, 30G
Catetere endovenosoKD MedicinaG24
Isoflurano (Isoflurin)Vetpharma100 mL, 1000 mg/kg
Immobilizzatore per animali da laboratorioScienza apertaAE1001-R1
Microscopio otticoZEISSAxio Scope.A1
Lamina di microscopia luminosaThermo Scientific15442933
Microtubi in polietilene di grado medicoScientific Commodities Inc.BB31695-PE/4Diametro interno 0,76 mm
Salviette mediche sterili con garzaNuova vita 45x29 CM
MicrotuboSARSEDT AG & Co. KGS0443781,5 mL
Micropipette Eppendorf Research PlusEppendorf200 & micro; L
Vedute per microscopioFisher Scientific11562203
Pinze microchirurgiche (curve)Stabilimento di Strumenti Medici di KazanF0106
Pinze microchirurgiche (dritte)Scienze della Vita RWDF11029-11
Lame a microtomoThermo Scientific3052835MX35 Premier+
Sistema di MulticondizionamentoSistemi TSE131202-10
Formalina tamponata a neutroEhm1072024pH 6,8-7,2 
Sutura chirurgica non assorbibile LavsanLintex2022-01
Forbici oftalmiche per l'iridicectomiaCM InstrumenteAJ-410-05
Concentratore di ossigenoArmatiYYT327009607F-3L
Tampone fosfaticoAMRESCO2120C462
Punte per pipteServicebio200 & micro; L
Rattiottenuto dal Vivaio di Animali da Laboratorio " Pushchino" (www.spf-animals.ru), Istituto Shemyakin-Ovchinnikov di Chimica Bioorganica dell'Accademia Russa delle Scienze.
Centrifuga multifunzionale da laboratorio refrigeratoEppendorf5804 R
Rota-Rod Rotamex-5 COLUMBUS INSTRUMENTS210426
Forbici METZENBAUM Medstandart-InstrumentMT-H-256
Materiale per suture chirurgicheRIPROMED114/0042011124Kaproag 4/0
Tavolo chirurgicoVetKormTorgVETBOT STL-1, TD00472
TelazolZoetis67291350 mg/mL di tiletamina e 50 mg/mL di zolazepam in 5 mL
Cloruro di trifeniltetrazolioDia-MTTC1809
XilazinaNITA-FARM1512% di cloridrato di xilazina in 50mL

Riferimenti

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