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Articolo metodologico

Monitoraggio continuo della pressione arteriosa nei roditori coscienti mediante telemetria impiantabile e confronto con il metodo Tail-Cuff

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DOI:

10.3791/69652

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14 novembre 2025

 ,  ,  , 
1Advanced Institute for Medical Sciences, Dalian Medical University, 2School of Basic Medical Sciences, Xi'an Jiaotong University, 3East China Normal University Health Science Center

In questo articolo

Sommario

Questo protocollo descrive in dettaglio l'applicazione della telemetria impiantabile per il monitoraggio continuo e affidabile della pressione arteriosa nei roditori coscienti, coprendo l'impianto chirurgico, l'assistenza postoperatoria, l'acquisizione dei dati e il confronto con il metodo della cuffia della coda.

Abstract

La radiotelemetria consente un monitoraggio affidabile e continuo della pressione arteriosa (BP) nei roditori coscienti in condizioni fisiologiche, riducendo al minimo gli artefatti correlati all'operatore. Il trasmettitore impiantabile include un catetere sensibile alla pressione e la procedura di impianto varia a seconda della specie utilizzata e dello scopo dello studio. Nei roditori, gli approcci più comuni sono l'impianto attraverso l'arteria carotide o l'aorta addominale. L'approccio dell'arteria carotide è spesso favorito per il suo percorso diretto verso l'arco aortico, facilitando un'accurata misurazione della pressione centrale, mentre l'approccio dell'aorta addominale è ampiamente utilizzato anche per gli studi cronici. Rispetto ai metodi non invasivi come la cuffia di coda, la telemetria impiantabile fornisce misurazioni più accurate e coerenti, rendendola particolarmente utile per gli studi sull'ipertensione che richiedono un monitoraggio preciso della pressione arteriosa a lungo termine. Questo protocollo descrive in dettaglio l'anestesia, le tecniche di impianto chirurgico e l'assistenza postoperatoria, nonché le procedure per l'acquisizione e l'analisi dei parametri emodinamici - pressione arteriosa sistolica, diastolica e media e frequenza cardiaca (HR) - insieme a una valutazione comparativa rispetto alle misurazioni della cuffia della coda.

Introduzione

Il monitoraggio accurato e continuo della pressione arteriosa (BP) nei roditori coscienti è essenziale per la ricerca cardiovascolare, in particolare negli studi sull'ipertensione in cui i cambiamenti emodinamici dinamici richiedono una misurazione precisa 1,2,3. I metodi tradizionali non invasivi, come il metodo del tail-cuff, sono ampiamente utilizzati ma limitati dal campionamento intermittente, dagli artefatti legati allo stress e dall'incapacità di catturare le variazioni circadiane della pressione arteriosa 4,5. Questi problemi compromettono l'accuratezza e la riproducibilità, limitandone l'uso negli studi emodinamici a lungo termine6.

I sistemi di radiotelemetria offrono misurazioni della pressione arteriosa più accurate e coerenti. Consente un monitoraggio continuo e di alta qualità della pressione arteriosa negli animali in movimento libero, eliminando la variabilità dovuta alla movimentazione dell'operatore e lo stress causato dal sistema di ritenuta 7,8,9,10. Questo approccio è particolarmente utile nella ricerca sull'ipertensione, dove è importante catturare l'insorgenza, l'entità e la stabilità dell'aumento della pressione arteriosa, nonché i modelli circadiani 11,12,13. Inoltre, la telemetria continua consente di rilevare le fluttuazioni transitorie durante la progressione della malattia e fornisce una valutazione dettagliata degli interventi farmacologici, vantaggi che i metodi tradizionali di tail-cuff non possono offrire14.

Il sistema di radiotelemetria utilizza un trasmettitore impiantabile con un catetere sensibile alla pressione, che viene posizionato chirurgicamente in siti anatomici scelti in base alla specie e al disegno dello studio. Nei topi, il catetere viene tipicamente inserito attraverso l'arteria carotide nell'arco aortico per garantire segnali stabili9. Per alcuni esperimenti, come studi a lungo termine su topi più anziani o più pesanti, può essere preferito il posizionamento nell'aorta addominale. Nei ratti, l'aorta addominale è il sito standard per registrazioni affidabili a lungo termine15. Queste strategie di impianto consentono di misurare con precisione la pressione arteriosa sistolica, diastolica e media, nonché la frequenza cardiaca (HR), rendendo il sistema di telemetria uno strumento prezioso per la fenotipizzazione di modelli ipertesi e la valutazione degli interventi terapeutici16.

Questo protocollo delinea procedure dettagliate per l'anestesia, l'impianto chirurgico (comprese le opzioni di posizionamento del catetere), l'assistenza postoperatoria e l'acquisizione e l'analisi dei dati, oltre a una valutazione comparativa con il metodo della cuffia di coda.

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Protocollo

Tutte le procedure sperimentali sono state approvate dal Comitato Istituzionale per la Cura e l'Uso degli Animali (IACUC) dell'Università di Xi'an Jiaotong (n. XJTUAE2025-2784) e sono stati condotti in conformità alle linee guida istituzionali e nazionali per la cura e l'uso degli animali da laboratorio. Negli esperimenti sono stati utilizzati ratti maschi spontaneamente ipertesi (SHR) di otto settimane e topi C57BL/6.

1. Preparazione degli animali

  1. Condizioni di stabulazione: Alloggiare tutti gli animali in locali a controllo ambientale. Mantenere una temperatura ambiente di 21 °C e un'umidità relativa del 60%. Impostare un ciclo di 12 ore luce/12 ore buio. Fornire cibo da laboratorio standard e acqua ad libitum.
  2. Peso consigliato per l'impianto di telemetria: selezionare topi di peso compreso tra 20 e 35 g per garantire un'adeguata lunghezza di impianto del catetere e adattarsi alle dimensioni del trasmettitore di telemetria (HD-X11: 33 x 33 x 14 mm; HD-S10: 42 x 42 x 18 mm). Scegli topi di 20 g o più per il cateterismo dell'arteria carotidea e usa topi di circa 30 g per l'impianto dell'aorta addominale. Per i ratti, selezionare animali di peso ≥ 170 g per garantire una vestibilità corretta e ridurre al minimo le complicanze chirurgiche. Utilizzare l'approccio dell'impianto dell'aorta addominale per i ratti.
    NOTA: Questa gamma di peso bilancia la fattibilità chirurgica con le considerazioni sul benessere degli animali per il monitoraggio cronico della telemetria.

2. Preparazione preoperatoria

  1. Verifica del modello di impianto di telemetria: per i topi, utilizzare il trasmettitore HD-X11. Per i ratti, utilizzare il trasmettitore HD-S10. Confermare il numero del modello e la codifica sui trasmettitori (Figura 1).
  2. Preparazione chirurgica asettica: prima dell'intervento chirurgico, disinfettare accuratamente l'area chirurgica e sterilizzare tutti gli strumenti in autoclave a 121 °C per 20 minuti (Figura supplementare 1A). Preparare teli sterili, soluzione fisiologica chirurgica e i reagenti necessari (Tabella dei materiali). Indossare adeguati dispositivi di protezione individuale (guanti, maschera e cappuccio) e disporre gli strumenti su un vassoio sterile, confermando gli indicatori di sterilità prima dell'uso. Mantenere una rigorosa tecnica asettica durante tutta la procedura. Dopo l'intervento chirurgico, garantire il corretto smaltimento dei materiali contaminati e la pronta risterilizzazione degli strumenti riutilizzabili.
  3. Pretrattamento dei trasmettitori
    1. Staccare il coperchio bianco della confezione dal vassoio di plastica trasparente per aprire la confezione sterile.
    2. Sollevare il coperchio del vassoio trasparente, inondare il canale del catetere con soluzione fisiologica sterile e riposizionare immediatamente il coperchio. Evitare il contatto con il trasmettitore o il vassoio interno per mantenere la sterilità.
    3. Mettere da parte la confezione e lasciare idratare il catetere per 15 minuti prima di trasferirlo nel campo sterile. Assicurarsi che la punta del catetere appaia uniformemente traslucida e riempita di gel. Identificare eventuali punte opache o bianche come non sufficientemente idratate e reidratarle prima di procedere.
    4. Conservare il coperchio bianco (contiene i dati di calibrazione) e la confezione sterile (per un eventuale ritorno).
      NOTA: Garantire una corretta idratazione del catetere grazie alle sue proprietà idrofile. L'impianto in uno stato non idrato fa sì che il catetere assorba l'acqua dal sangue, portando all'espansione. Questa espansione provoca la recessione del gel e la formazione di vuoti sulla punta del catetere, aumentando così il rischio di formazione di trombi.
  4. Induzione dell'anestesia
    1. Anestesia inalatoria: Posizionare l'animale in una camera di induzione e anestetizzarlo con isoflurano al 5% in ossigeno a una velocità di flusso di 0,5 L/min. Una volta perso il riflesso di raddrizzamento, trasferire l'animale su una piattaforma chirurgica a temperatura controllata (37 °C) e mantenere l'anestesia con un ogiva che eroga isoflurano al 2% con un flusso di ossigeno di 0,5 L/min per tutta la procedura17.
    2. Anestesia iniezionale: anestetizzare i topi mediante iniezione intramuscolare di una miscela di zoletil-xilazina (1:2 v/v) alla dose di 20 μl per 20 g di peso corporeo18.
    3. Usa un unguento veterinario sugli occhi per prevenire la secchezza durante l'anestesia.
  5. Preparazione del sito chirurgico: fissare gli arti con del nastro adesivo e rimuovere i peli del collo con una crema depilatoria, quindi pulire l'area. Disinfettare il sito dell'incisione con bromuro di benzalconio utilizzando tre scrub circolari, seguiti da due scrub con iodio povidone dopo aver posizionato un telo sterile.

3. Impianto chirurgico di trasmettitore telemetrico

NOTA: Eseguire l'impianto chirurgico attraverso il cateterismo dell'arteria carotide o dell'aorta addominale (Figura 2).

  1. Impianto dell'arteria carotide
    1. Praticare un'incisione di 1-1,5 cm lungo la linea mediana della pelle sotto il mento e creare spazi sottocutanei bilaterali utilizzando la dissezione smussata.
    2. Ritrarre delicatamente la ghiandola parotide e sottomandibolare utilizzando strumenti smussati per esporre i muscoli tracheali. Identificare l'arteria carotide sinistra adiacente alla trachea utilizzando la dissezione contundente (Figura 3A).
    3. Libera l'arteria carotide dai tessuti circostanti. Sezionare con cura il nervo vago di accompagnamento, un caratteristico filamento bianco, lontano dalla parete arteriosa su un segmento di 10 mm per esporre la biforcazione.
      NOTA: Sezionare con cura il nervo vago senza trazione per evitare compromissioni funzionali, poiché è essenziale per la regolazione autonomica.
    4. Passare tre suture 6-0 imbevute di soluzione salina e non assorbibili sotto il segmento isolato dell'arteria carotide e posizionarle rispettivamente nelle posizioni cranica, caudale e centrale (Figura 3B). Sollevare con cautela il recipiente per evitare lesioni vascolari.
    5. Posizionare la sutura più anteriore adiacente alla biforcazione carotidea e quindi legare saldamente il vaso con un nodo permanente. La sutura caudale fornisce un'occlusione vascolare temporanea, mentre la sutura centrale forma un anello libero per la stabilizzazione del catetere dopo l'inserimento. Sollevare entrambe le estremità delle suture con pinze vascolari per distendere il vaso (Figura 3C).
      NOTA: La biforcazione delle arterie carotidi interne ed esterne funge da punto di riferimento importante per determinare la lunghezza di inserimento appropriata del catetere impiantato.
    6. Piegare la punta di un ago da siringa da 1 ml a circa 100° e perforare con cura la parete arteriosa vicino alla legatura cranica. Utilizzare l'ago come guida per far avanzare il catetere nell'arteria, facendolo scorrere delicatamente lungo il vaso con una pinza portacatetere (Figura supplementare 1B-C).
    7. Estrarre l'ago con una mano ferma e sostituirlo con una pinza sottile per far avanzare delicatamente il catetere più in profondità nel vaso. Monitorare i marcatori di profondità sul catetere, interrompere l'inserimento una volta raggiunta la posizione predeterminata (Figura supplementare 2A-B). Stringere la sutura centrale per fissare il catetere in posizione. Legare saldamente la sutura distale per un ulteriore fissaggio. Avvolgere la sutura prossimale attorno alla parte esterna del catetere e fissarla per evitare lo spostamento. Tagliare le estremità delle suture il più corte possibile (Figura 3D).
    8. Confermare la profondità del catetere utilizzando il pennarello e assicurarsi che raggiunga l'arco aortico. Verificare la presenza di perdite di sangue o bolle nel sito di puntura o intorno al catetere. Applicare immediatamente un'azione correttiva in caso di perdite. Tirare delicatamente il catetere per assicurarsi che rimanga saldamente in posizione mediante suture o adesivo.
    9. Usando una pinza smussata, creare una tasca sottocutanea dall'incisione verso il fianco addominale sinistro. Iniettare 200 μl di soluzione fisiologica preriscaldata (37 °C) per espandere lo spazio, quindi inserire il trasmettitore di telemetria nella tasca e posizionarlo per via sottocutanea nella regione addominale sinistra (Figura 4A-C).
    10. Opzionale: eseguire questo passaggio quando si utilizzano impianti con elettrocateteri ECG (HD-X11). Posizionare il cavo ECG incolore per via sottocutanea sopra il muscolo pettorale destro e fissare il filo rosso nello spazio sottocutaneo addominale inferiore sinistro. Chiudere l'incisione con suture interrotte per prevenire la deiscenza della ferita (Figura 4D-E).
      NOTA: La procedura mostrata è stata eseguita in un animale sottoposto a eutanasia. Tutti gli interventi chirurgici di sopravvivenza sono stati condotti in condizioni rigorosamente asettiche con teli sterili per garantire il benessere degli animali e il successo della sperimentazione.
    11. Mantenere l'incisione chiusa pulita e apposita. Verificare la presenza di sanguinamento sottocutaneo attivo, come gonfiore rapido, formazione di ematomi o infiltrazioni di sangue attraverso la linea di sutura.
  2. Impianto di aorta addominale
    1. Posizionare l'animale in posizione supina con la testa rivolta lontano dal chirurgo.
    2. Praticare un'incisione della pelle addominale della linea mediana di 3-4 cm, seguita da una dissezione smussata tra la pelle e la parete addominale.
    3. Incidere la linea alba lungo la linea mediana e ritrarre delicatamente l'intestino con una garza umida per esporre lo spazio retroperitoneale.
    4. Identificare l'aorta addominale pulsatile adiacente alla vena cava inferiore, quindi sezionare attentamente il tessuto adiposo/connettivo circostante con tamponi di cotone per esporre il segmento aortico dalla vena renale sinistra (superiormente) alla biforcazione iliaca (inferiormente), liberando tutto il tessuto superficiale ventrale (Figura 5A).
      NOTA: La vena renale sinistra che attraversa la superficie aortica ventrale funge da punto di riferimento critico per la mobilizzazione dell'aorta prossimale.
    5. Passare due suture 4-0 non assorbibili inumidite con soluzione salina sotto l'aorta addominale isolata. Posizionare la sutura cranica all'incrocio vena-aorta renale sinistra e la sutura caudale alla biforcazione iliaca. Stringere temporaneamente entrambe le suture per occludere il flusso sanguigno (Figura 5B).
    6. Piegare la punta di un ago da siringa da 5 ml a circa 100°, quindi perforare con cura la parete aortica appena sotto l'arteria mesenterica caudale. Usando l'ago come guida, far avanzare il catetere nell'aorta attraverso il sito di ingresso con una pinza speciale per il supporto del catetere, facendolo scorrere delicatamente rostralmente lungo il vaso.
    7. Estrarre l'ago e far avanzare con cautela il catetere cranialmente fino a quando la sua punta distale incontra una leggera resistenza alla sutura dell'occlusione anteriore (Figura 5C e Figura supplementare 2C-D).
    8. Applicare una goccia di adesivo tissutale sul sito di ingresso del catetere e lasciarlo indurire per 30 s. Rilasciare gradualmente la sutura di trazione caudale monitorando attentamente eventuali sanguinamenti nel sito di inserimento (Figura supplementare 3A). Verificare che la punta del catetere sia posizionata cranialmente rispetto alla vena renale sinistra.
    9. Preparare un cerotto a membrana fibrosa di 5 mm x 3 mm e posizionarlo sul sito di inserimento del catetere (Figura 3B supplementare), quindi fissarlo con adesivo biocompatibile per stabilizzare il catetere (Figura 5D).
    10. In condizioni di visualizzazione chiara, verificare la presenza di perdite di sangue attive dal sito di puntura o intorno al catetere. Arrestare immediatamente se si verificano bolle o infiltrazioni e applicare un'azione correttiva. Tirare delicatamente il catetere per assicurarsi che rimanga saldamente in posizione grazie alle suture e/o all'adesivo.
      NOTA: Quando si eseguono procedure su animali ipertesi, iniziare con pinze atraumatiche. Ripristinare la pressione gradualmente utilizzando un protocollo di rilascio a stadi: rilasciare prima la pinza distale per testare la tenuta a bassa pressione, quindi rilasciare la pinza prossimale solo dopo aver confermato l'emostasi.
    11. Togliete tutta la garza addominale e riposizionate delicatamente l'intestino. Sciacquare la cavità addominale con soluzione fisiologica preriscaldata (37 °C) e quindi confermare l'emostasi nel sito di ingresso del catetere.
    12. Posizionare il trasmettitore intra-addominale tra le anse intestinali e fissarlo al peritoneo parietale utilizzando suture 6-0 non assorbibili (Figura 6A).
    13. Opzionale: eseguire questo passaggio quando si utilizzano impianti con elettrocateteri ECG (HD-X11). Inserire un ago da 18 G attraverso la parete addominale vicino all'incisione laterale destra (lato destro dell'animale) nella cavità peritoneale, evitando gli organi interni. Infilare l'elettrocatetere negativo (catetere trasparente) attraverso l'ago ed esteriorizzarlo dall'addome. Estrarre l'ago mantenendo la posizione dell'elettrocatetere. Ripetere la procedura sul lato opposto per esteriorizzare l'elettrocatetere positivo (catetere rosso) (Figura 6B-C).
    14. Chiusura della parete addominale: suturare la parete addominale utilizzando un semplice schema interrotto con suture 5-0 o 6-0 non assorbibili.
    15. Preparazione e posizionamento del piombo: Tagliare la lunghezza del cavo in eccesso, lasciando una piccola bobina; Rimuovere ~1 cm di silicone terminale per esporre i fili e fissare il tubo con suture 5-0/6-0. Tunnellare l'elettrocatetere positivo alla costola caudale sinistra e l'elettrocatetere negativo al muscolo pettorale destro, ancorando ciascuno con suture di stazionamento (Figura 6D).
    16. Chiudere l'incisione con suture interrotte per prevenire la deiscenza della ferita (Figura 6E).
      NOTA: Questo studio esegue la procedura su un animale soppresso per dimostrazione. Condurre tutti gli interventi chirurgici di sopravvivenza in condizioni rigorosamente asettiche con teli sterili per garantire il benessere degli animali e il successo delle procedure.

4. Recupero chirurgico

  1. Interruzione dell'anestesia: interrompere l'anestesia gassosa e rimuovere l'apparecchio di erogazione. Trasferire l'animale in un cuscinetto riscaldante a 37 °C per mantenere la normotermia fino a quando il movimento spontaneo non riprende completamente. Non lasciare l'animale incustodito fino a quando non ha riacquistato sufficiente coscienza per mantenere la decubito sternale.
  2. Analgesia postoperatoria: somministrare meloxicam per via sottocutanea a 5 mg/kg di peso corporeo per alleviare il dolore postoperatorio 19,20,21,22.
    NOTA: Per prevenire il dolore in modo proattivo, può essere somministrata un'analgesia preventiva prima dell'intervento chirurgico.
  3. Monitoraggio del recupero: monitora sistematicamente i topi per dolore e infezione dopo l'intervento chirurgico. Valuta il dolore spontaneo utilizzando la scala della smorfia del topo (MGS) valutando il restringimento orbitale, il rigonfiamento del naso, il rigonfiamento delle guance, la posizione dell'orecchio e il cambiamento dei baffi. Registra le osservazioni cliniche quotidiane, tra cui perdita di peso, riduzione dell'assunzione di cibo o acqua, postura curva, piloerezione, diminuzione dell'attività e isolamento sociale. Esaminare quotidianamente il sito chirurgico per rilevare eventuali arrossamenti, gonfiori, calore o secrezioni (Tabella supplementare 1). Somministrare analgesici o consultare un veterinario in base a endpoint umani predefiniti se si osservano comportamenti o aspetti anomali 23,24,25,26,27. Dopo il completo recupero (in genere 10 giorni dopo l'intervento chirurgico), ospitare individualmente i topi in gabbie standard su piastre riceventi di telemetria per l'acquisizione continua dei dati.

5. Registrazione e analisi dei dati

  1. Impianto e funzionamento del trasmettitore: controllare il trasmettitore impiantabile utilizzando un potente magnete per accenderlo o spegnerlo. Confermare l'avvenuta attivazione verificando la presenza di un segnale acustico su una radio FM nelle vicinanze.
  2. Configurazione del trasmettitore e acquisizione dati
    1. Acquisisci i dati utilizzando il software (Ponemah v5.00). Fare riferimento al File supplementare 1 per le opzioni di configurazione.
    2. Apri Ponemah v5.00, crea un nuovo esperimento o aprine uno esistente. Andare su Configurazione > hardware e fare clic su Modifica configurazione APR per selezionare un ricevitore vuoto.
    3. Aprire Hardware > modificare la configurazione MX2 per collegare l'impianto. Selezionare il ricevitore associato all'impianto e configurare i seguenti parametri: nome, modello dell'impianto, tipo di segnale, frequenza di campionamento e numero di serie.
    4. Fare clic su Cerca impianto HD. Attivare l'impianto utilizzando un magnete e posizionarlo sulla piastra di rilevamento designata fino a quando il sistema non riconosce il segnale. Fare clic su Salva per confermare.
    5. Configura i dettagli del soggetto impostando il nome, il sesso e la specie del soggetto, quindi seleziona gli elementi di rilevamento corrispondenti al tipo di impianto.
    6. Selezionare i trasmettitori target, fare clic e scegliere il pulsante Riproduci (simbolo iniziale del triangolo) per avviare l'acquisizione del segnale. Fare clic su OK per confermare.
    7. Fare clic sul pulsante di pausa per terminare la registrazione.
    8. Per la raccolta dei dati sperimentali, campionare in base ai requisiti sperimentali.
  3. Analisi dei dati
    1. Caricare i dati di telemetria. Nel software, accedere a File > Carica dati. Selezionare Parametri di destinazione. Scegliere Trasmettitori dall'elenco dei moduli e impostare l'intervallo di tempo dell'analisi in base ai tempi di avvio/arresto registrati.
    2. Determinare l'offset della pressione arteriosa: estrarre i dati dal periodo di 30 minuti precedente la terminazione del campionamento. Calcola e riporta i valori come Media ± SEM.
    3. Esporta i parametri cardiovascolari, tra cui la pressione del polso, la pressione sistolica (SBP), la pressione diastolica (DBP), la pressione arteriosa media (MAP), la frequenza cardiaca e i conteggi delle attività (Figura 7A). Utilizzare il metodo del bracciale di coda 5,6,28 (File supplementare 2) per misurare la pressione arteriosa nei topi tramite il principio della registrazione della pressione del volume (VPR) e generare curve di pressione per l'analisi (Figura 7B).
    4. Analisi statistica: esprimi i dati come media ± SEM. Conduci analisi statistiche utilizzando GraphPad Prism 8.0. Valutare le differenze tra le medie di gruppo con un test t di Student non accoppiato e analizzare i dati continui 24 ore mediante ANOVA bidirezionale seguita dal test post hoc di Bonferroni. Si ritiene che un valore p < 0,05 indichi la significatività statistica.

6. Recupero dei trasmettitori

  1. Eutanasia dell'animale utilizzando tecniche standard. Non utilizzare la lussazione cervicale, poiché potrebbe danneggiare il catetere.
  2. Incidere la tasca sottocutanea contenente il trasmettitore con le forbici chirurgiche fini. Iniziare dall'estremità caudale della tasca ed estendere l'incisione cranialmente, evitando il contatto con il catetere. Rimuovere il trasmettitore dalla tasca e continuare l'incisione craniale verso la regione del collo ventrale, facendo attenzione a non danneggiare il catetere.
  3. Liberare il catetere da tutto il tessuto connettivo. Sollevare delicatamente il trasmettitore e posizionarlo sul campo chirurgico vicino alla testa dell'animale per evitare la trassezione accidentale del catetere.
  4. Praticare un'incisione addominale sulla linea mediana con sottili forbici chirurgiche ed estenderla cranialmente per sezionare il diaframma e lo sterno. Creare incisioni bilaterali attraverso la gabbia toracica laterale per esporre completamente la cavità toracica.
  5. Identifica il cuore. Sezionare e rimuovere con cura la ghiandola del timo, che appare come tessuto bianco, per visualizzare l'arco aortico. Afferrare solo il timo durante la dissezione per evitare di danneggiare i vasi sottostanti, poiché il catetere si trova all'interno dell'arco aortico sotto il timo.
  6. Individuare l'arco aortico dopo la rimozione del timo. Isolarlo delicatamente dai tessuti circostanti e posizionare una pinza a punta fine sotto l'arco per individuare la punta del catetere. Incidere l'arco aortico in questo sito per esporre la punta del catetere, facendo attenzione a non danneggiare il catetere.
  7. Tracciare la punta del catetere e incidere con cura l'aorta retrograda verso l'arteria carotide comune fino al sito della sutura di legatura. Tagliare delicatamente il nodo di sutura per esporre il punto di inserimento e recuperare l'intero catetere.

7. Pulizia e risterilizzazione in loco dei trasmettitori

  1. Rimozione di tessuti e detriti: Preparare una soluzione di Tergazima all'1%. Immergere il trasmettitore nella soluzione per 24 ore per rimuovere sangue, proteine sieriche e detriti tissutali. Sciacquare abbondantemente sotto l'acqua corrente.
  2. Decontaminazione: Lavorare sotto una cappa aspirante. Immergere il trasmettitore in glutaraldeide all'interno di una provetta da centrifuga sigillata da 50 ml per 24 ore. Sciacquare abbondantemente con soluzione fisiologica sterile e conservare in una confezione sterile.

8. Preparazione della siringa Regel e riempimento del catetere

  1. Indossare guanti puliti. Spurgare l'aria dalla siringa esprimendo una piccola quantità di gel dalla punta dell'ago.
  2. Per HD-S10, inserire la punta dell'ago nel catetere senza toccarne i bordi. Farlo avanzare sotto la superficie di qualsiasi materiale residuo. Iniettare il gel con una leggera pressione mentre si ritira lentamente l'ago fino a quando la punta non è completamente riempita e priva di bolle o detriti.
  3. Per HD-X11, evitare l'inserimento dell'ago. Metti una piccola goccia di gel su una superficie sterile. Comprimere delicatamente il bulbo del catetere per espellere l'aria o i trombi. Toccare l'orifizio con la gocciolina di gel. Rilascio per consentire il riempimento retrogrado tramite azione capillare e pressione negativa.

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Risultati

Registrazione telemetrica continua di BP e HR nei topi C57BL/6
Topi maschi C57BL/6 di otto settimane sono stati randomizzati a sottoporsi a impianto di trasmettitore mediante incannulamento dell'arteria carotidea (CAC) o incannulamento dell'aorta addominale (AAC). Dopo 10 giorni di recupero, è stata registrata la pressione arteriosa basale. Il monitoraggio continuo 24 ore su 24 ha confermato segnali stabili e affidabili con il ritmo circadiano atteso, mostrando valori notturni leggermente più alti di ...

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Discussione

Passaggi critici all'interno del protocollo
La telemetria impiantabile è ampiamente riconosciuta come il gold standard per il monitoraggio cardiovascolare continuo e ad alta fedeltà nei roditori coscienti e in movimento libero31,32. Una fase critica è la selezione del sito di impianto del catetere, l'arteria carotide o l'aorta addominale, in base agli obiettivi sperimentali. L'impianto dell'arteria carotide of...

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Dichiarazioni

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Ringraziamenti

Questo lavoro è stato sostenuto dalla Natural Science Foundation of China (sovvenzione 82230012, 81830015 a N. Wang, sovvenzione 91939108 82570478 a L. Xiao).

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Riferimento della pressione ambiente APR-1Data Sciences International (DSI)Il Riferimento di Pressione Ambiente APR-1 è un componente obbligatorio di ogni sistema di telemetria DSI in cui vengono monitorate le misurazioni di pressione per compensare dinamicamente gli effetti della variazione della pressione barometrica sulle misurazioni assolute (rispetto al vuoto) effettuate dagli impianti di telemetria
Kit per cerotti di cellulosaData Sciences International (DSI)370-0036-001
GlutaraldeideMetriCide89132-856
Pinza Graefe curva, con dentiData Sciences International (DSI)11054-10
Impianto (HD-S10)Data Sciences International (DSI)825969
Impianto (HD-S10)Data Sciences International (DSI)910265
Impianto (HD-X11)Data Sciences International (DSI)1315981
Impianto (HD-X11)Data Sciences International (DSI)1315986
isofluranoScienze della Vita RWDR510-22-10
Lexar-Forbici per neonati - dritto, 10 cmData Sciences International (DSI)14078-10
Matrix 2.0 (MX2) Data Sciences International (DSI)La Matrix 2.0 (MX2) gestisce la comunicazione tra impianti di telemetria HD PhysioTel e PhysioTel e il computer di acquisizione.
Involucro per strumenti MoriaData Sciences International (DSI)20311-21
Soluzione fisiologica normaleKelong PharmaceuticalC1250213B1
Portaaghi Olsen-Hegar - extra delicatoData Sciences International (DSI)12002-12
Pentobarbital sodioSigma-AldrichP3761
Ricevitori RPC-1Data Sciences International (DSI)34668Il ricevitore RPC-1 è usato più spesso per monitorare gli animali alloggiati in gabbie di plastica che possono essere posizionate sopra il ricevitore. Il ricevitore RPC-1 fornisce una ricezione affidabile dei dati trasmessi tramite telemetria digitale e dispone di due antenne riceventi orientate ad angolo retto per minimizzare le interruzioni dovute alla direzionalità del pattern di trasmissione.
Ricevitori RPC-1Data Sciences International (DSI)34669
TergazymeSigma-AldrichZ273287
Pinza di canulazione del vaso, lunga 11 cmData Sciences International (DSI)00608-11
Dilatatore del vaso - punta angolata a 45 gradi, lunga 13,5 cmData Sciences International (DSI)00276-13
Adesivo tissutale VetbondMinnesota Mining and Manufacturing Company (3M)1469SB
Xylazine 20Sigma-AldrichX1251
Zoletil 50Laboratori Virbac

Riferimenti

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