Articolo metodologico

Stabilimento di un modello di peri-implantite ratto tramite posizionamento di impianti in titanio mascellare e induzione di Porphyromonas gingivalis

DOI:

10.3791/69682

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6 marzo 2026

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1Department of Prosthodontics, The Affiliated Stomatological Hospital, Southwest Medical University, 2School of Stomatology, Southwest Medical University, 3Institute of Stomatology, Southwest Medical University, 4Orofacial Reconstruction and Regeneration Laboratory, Southwest Medical University, 5The First People's Hospital of Yibin, 6The Second People's Hospital of Deyang, 7Department of Periodontics & Oral Mucosal Diseases, The Affiliated Stomatology Hospital, Southwest Medical University

* These authors contributed equally

In questo articolo

Sommario

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Questo studio ha stabilito un modello di peri-implantite su ratto utilizzando impianti in titanio mascellare, che prevede l'estrazione dei denti, l'impianto chirurgico di dispositivi in titanio e la successiva induzione della perdita ossea infiammatoria tramite il posizionamento di legature imbevuto di Porphyromonas gingivalis attorno al collo dell'impianto dopo la guarigione.

Abstract

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La peri-implantite (PI) è una delle principali cause di fallimento degli impianti dentali, caratterizzata da lesioni infiammatorie dei tessuti molli e una progressiva perdita ossea, rendendo necessari modelli animali affidabili per la ricerca meccanicistica e terapeutica. Questo studio ha stabilito un nuovo modello di ratto che combina sinergicamente l'irritazione meccanica con l'infezione batterica per imitare meglio la patogenesi dell'infeczione corporea umana. Dopo l'estrazione dei primi molari mascellari in 12 maschi di ratti Sprague-Dawley (4 settimane) e un periodo di guarigione di 8 settimane, sono stati inseriti impianti in titanio. Dopo 4 settimane di osseointegrazione, il gruppo PI (n = 6) ha ricevuto le legature imbevbite di Porphyromonas gingivalis (P. gingivalis) intorno ai colli dell'impianto, mentre il gruppo controllo negativo (NC) (n = 6) non ha ricevuto alcun trattamento con legatura. Due settimane dopo l'induzione, le analisi tramite tomografia microcomputerizzata (micro-TC) e istologia hanno rivelato una significativa perdita ossea alveolare e una grave infiammazione dei tessuti molli, inclusa marcata infiltrazione infiammatoria delle cellule e distruzione dei tessuti, nel gruppo PI rispetto al gruppo NC. Questo modello convalidato ricapitolava efficacemente caratteristiche chiave del PI clinico. Le sue limitazioni includono una sfida monopatogena semplificata e un decorso accelerato della malattia rispetto all'incognito umano. Tuttavia, fornisce uno strumento solido e clinicamente rilevante per studi investigativi e terapeutici.

Introduzione

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Con i progressi nella protesiatria, gli impianti dentali vedono un'applicazione clinica in continuaespansione. Tuttavia, la peri-implantite (PI), come complicanza più diffusa, compromette significativamente la sopravvivenza a lungo termine degli impianti dentali e porta a effetti dannosi persistenti sulla salute oraledei pazienti 2. L'IP è una condizione infiammatoria patologica dei tessuti peri-implanti, principalmente causata dalla disbiosi del microbioma biofilm della placca, ed è caratterizzata da un'infiammazione progressiva dei tessuti molli peri-implanti e la conseguente perdita dell'ossodi supporto 3,4. Con tassi di prevalenza a livello di paziente e impianto stimati rispettivamente al 19,53% e al 12,53%5, e considerando la natura complessa e costosa della sua gestione, il PI rappresenta un onere clinico e sanitario pubblicosignificativo 6.

L'elucidazione della complessa patogenesi dell'IP e lo sviluppo di terapie efficaci si basano fondamentalmente su modelli animali robusti che replicano fedelmente la malattiaumana 7,8. Sebbene modelli animali di grandi dimensioni come cani e minimaiali offrano somiglianze anatomiche, il loro utilizzo nell'indagine meccanicistica profonda è limitato da costi elevati, preoccupazioni etiche e abitative, e dalla mancanza di strumenti molecolari specifici perspecie 9. I modelli di roditori, al contrario, presentano vantaggi in termini di costo-efficacia, facilità di gestione e abbondante manipolabilità genetica, facilitando un'indagine dettagliata delle viemolecolari 10. Il modello murino, tuttavia, è spesso limitato dalle sue dimensioni ridotte e dalle sfide tecniche delle procedurechirurgiche 11. Queste limitazioni sono aggravate da problemi procedurali nei metodi consolidati, come la natura focale e la perdita prematura della legatura comune nei modelli12 di parodontite murina. Il ratto emerge come un compromesso pragmatico, offrendo un campo operativo più ampio, un'utilità consolidata nella ricerca sulla guarigione ossea e la disponibilità di ceppi transgenici per sondare specifici fattorigenetici 13, rendendolo un candidato altamente adatto per la modellizzazione PI. Nonostante il suo potenziale, l'adozione dei modelli PI sui ratti è limitata dalle complessità tecniche delle procedure chirurgiche, tra cui l'estrazione affidabile dei denti e la posa costante degli impianti.

Le tecniche di induzione esistenti nei modelli di ratto includono la posazione di legature di seta14,15, l'inoculazione locale con patogeni16 e l'iniezione di lipopolisaccaridi17. I precedenti modelli di infezione che si basavano sul lavaggio batterico orale spesso portano a una formazione di biofilm instabile e risposte infiammatorieincoerenti 18. Il metodo della legatura di seta è comune per favorire l'accumulo rapido di placca. Tuttavia, la legatura da sola rappresenta un insulto meccanico non fisiologico e non incorpora una sfida patogena controllata, rappresentando in modo inadeguato l'eziologia delle malattie infettive di PI19. La monoinfezione da patogeni come P. gingivalis, invece, spesso fatica a stabilire un biofilm stabile e potrebbe non indurre costantemente un'infiammazionerobusta 20. Ipotizziamo che la procedura di legatura provochi doppi insulti: la sutura di seta agisca come irritante meccanico e impalcatura per la formazione di biofilm complessi, mentre il patogeno chiave di volta, P. gingivalis, innesca e perpetua una risposta infiammatoriadisbiotica 21. Per riassumere visivamente questo approccio integrato dual-patogeno e la sua progressione temporale, viene fornita una panoramica schematica della procedura sperimentale e della tempistica per stabilire questo modello combinato di ratto con legazione P. gingivalis (Figura 1). Questo articolo dettaglia l'istituzione e la validazione di questo modello combinato di legatura P. gingivalis, progettato per riprodurre in modo affidabile la patologia critica ossea e dei tessuti molli dell'IP umano, aumentando così la rilevanza clinica e l'utilità del modello per la ricerca preclinica.

Figura 1
Figura 1: Diagramma schematico della timeline della procedura sperimentale per stabilire un modello di peri-implantite nel ratto indotto dal metodo di legatura con suture cariche di batteri. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

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Protocollo

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La dimensione del campione è stata determinata in base alle pratiche comuni nei modelli di peri-implantite (PI) dei roditori precedentemente pubblicati e ai vincoli delle risorse disponibili22. Dodici maschi di ratti Sprague-Dawley di 4 settimane (forniti dall'Experimental Animal Center della Southwest Medical University, Licenza: SCXK (Chuan) 2024-0046) sono stati utilizzati per l'estrazione dei denti, il posizionamento di impianti e l'induzione per PI. Tutti i ratti sono stati mantenuti in una struttura standard di barriera specifica e priva di patogeni (SPF), con animali di diversi gruppi sperimentali ospitati separatamente. Le posizioni delle gabbia all'interno del rack venivano randomizzate settimanalmente. I ratti sono stati assegnati al gruppo controllo negativo (NC) o PI (n = 6 per gruppo) utilizzando un generatore di numeri casuali. L'ordine delle procedure chirurgiche per tutti i ratti è randomizzato. Tutte le procedure sono approvate dal Comitato Etico della Ricerca Animale della Southwest Medical University (Approvazione n. 20241111-012) e rispettano le linee guida per il benessere animale. Questo studio è condotto in conformità con i principi delle 3R (Sostituzione, Riduzione, Rifinamento) per la ricerca etica sugli animali. I reagenti e le attrezzature utilizzate sono elencati nella Tabella dei Materiali.

1. Preparazione pre-estrazione

  1. Sterilizza tutti gli strumenti chirurgici (#5 dentista esploratore, portaago, pinze oftalmiche, cotton cotton cotton bags medici, pinze tissultatrici, ecc.) tramite autoclaving. Esegui tutte le procedure successive all'interno di un armadietto di biosicurezza di Classe II per mantenere condizioni asettiche.
  2. Somministrare iniezione intraperitoneale di tribromoetanolo (250 mg/kg) per anestetizzare iratti 23 (seguendo i protocolli istituzionalmente approvati). Confermare la profondità anestetica assenza di riflesso di astinenza in risposta a una pizzicatura della zampa posteriore.
  3. Applicare lubrificante oftalmico per prevenire la disidratazione corneale durante le procedure.
  4. Disinfetta accuratamente tutte le superfici di lavoro usando una soluzione di etanolo al 75%.
  5. Posizionare il ratto in posizione supina su una piattaforma chirurgica stabile. Ritrae gli incisivi mascellari e mandibolari usando elastici per ottenere e mantenere la massima apertura della bocca. Illumina la cavità orale con un faro chirurgico.
  6. Afferra delicatamente la lingua con una pinza di tessuto e ritragila da un lato. Assicurati che la lingua sia tenuta saldamente per mantenere una vista chiara e senza ostacoli dei molari mascellari.

2. Procedura di estrazione del dente

  1. Disinfetta il sito chirurgico con povidone-iodio. Posizionare un esploratore dentale #5 sulla superficie distale del primo molare mascellare (spazio interprossimale tra il primo e il secondo molare) e applicare la forza mesiodistale per ottenere la lussazione iniziale (Figura 2A).
  2. Riposizionare l'esploratore sulla superficie mesiale del primo molare e riapplicare la forza mesiodistale per mobilitare ulteriormente il dente (Figura 2B).
  3. Inserire la punta dell'esploratore nel solco gengivale palatale. Applica una combinazione di movimento rotazionale bucco-palatale delicato e pressione occlusale sostenuta lungo l'asse lungo il dente. Continuare finché il dente non è completamente slogato dall'alveolo (Figura 2C,D).
  4. Ispezionare attentamente il dente estratto in vista diretta per confermare che tutte le radici siano intatte e che non ci siano fratture presenti. Irrigare delicatamente l'alveolo vuoto con un getto di soluzione salina normale da una siringa sterile per rimuovere eventuali coaguli di sangue o detriti residui (Figura 2E,F).
  5. Raggiungere l'emostatica applicando una pressione sterile con un cotton fiampon per 1 minuto. Riporta la lingua alla posizione anatomica. Mantieni l'animale sulla borsa riscaldante fino al completo recupero dall'anestesia.
  6. Fornisci una dieta morbida e acqua potabile con integrazione antibiotica (Amoxicillina 250 mg/kg) per una settimana.
    NOTA: Applicare una forza controllata e progressiva durante la lussazione ed evitare movimenti bruschi per prevenire fratture radicali o danni all'osso alveolare.

Figura 2
Figura 2: Procedura di estrazione del dente. Una sonda dentale è stata inserita negli aspetti distali e prossimale del primo molare mascellare del ratto per rilasciare i legamenti parodontali (A,B). Applicazione palatale delle forze rotazionali e occlusi per lussare il dente (C,D). L'alveolo è stato esaminato accuratamente per eventuali frammenti residui della radice (E). Viene mostrato un primo molare mascellare del ratto intatto (F). Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

3. Chirurgia di posizionamento dell'impianto

  1. Otto settimane dopo l'estrazione, si crea un'incisione mesiodistale di 5 mm sopra la cresta edentula utilizzando una lama sterile 12c, penetrando fino alla superficie ossea (Figura 3A).
  2. Utilizzare #5 explorer per la dissezione contusa per elevare i lembi mucoperiostali a spessore completo, esponendo il sito chirurgico (Figura 3B).
  3. Collegare un trapano in carburo di tungsteno (diametro 1,5 mm) a un adattatore di cacciavite manuale ed eseguire l'osteotomia con rotazione manuale in senso orario con irrigazione salina intermittente per il controllo termico, preparando un sito di impianto profondo 4 mm all'interno della presa di estrazione guarita mantenendo un feedback tattile continuo per prevenire perforazioni corticali (Figura 3C).
  4. Inserire impianto di titanio su misura (diametro 1,8 mm, lunghezza 3,2 mm, superficie lavorata) utilizzando la rotazione in senso orario. Verifica la stabilità in assenza di mobilità sull'applicazione esploratrice (Figura 3D-F).
  5. Consentire un periodo di guarigione di una settimana con una dieta morbida e un regime antibiotico come descritto in precedenza.
    NOTA: Impiegare una tecnica chirurgica delicata ed evitare forze assiali eccessive per prevenire la perforazione iatrogena del pavimento del seno mascellare.

Figura 3
Figura 3: Procedura di posizionamento dell'impianto. È stata effettuata un'incisione mesiodistale utilizzando una lama curva n. 12 (A). Il lembo mucoso è stato riflesso con una sonda dentale (B). Un'osteotomia è stata eseguita utilizzando una punta in carburo di tungsteno da 1,5 mm collegata a un trapano manuale (C). L'impianto è stato inserito nell'osso mascellare tramite un portatore dell'impianto personalizzato (D). Dopo l'impianto, è stata utilizzata una sonda per verificare la mobilità (E,F). Impianto di titanio su misura (filettatura liscia, diametro 1,8 mm, lunghezza 3,2 mm), corrispondente portatore dell'impianto (G,H) e mini trapano manuale (I). Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

4. Preparazione dei punti legati di P. gingivalis

  1. Coltura anaerobica di P. gingivalis a 37 °C in brodo di infusione cardiaca cerebrale (BHI) da 5 mL fino a raggiungere10,9 CFU/mL (OD600 = 1,0).
  2. Trasferire la sospensione a diluizione 1:20 a 10 mL di medium BHI fresco.
  3. Immergere completamente le suture di seta sterili 3-0 in un mezzo inoculato. Incubare anaerobicamente a 37 °C per 48-72 ore per stabilire un biofilm maturo.

5. Induzione PI

  1. Quattro settimane dopo l'impianto, legata una sutura imbestata di P. gingivalis intorno al collo dell'impianto usando un portaago sterile. Fissare con un nodo triplo adiacente al tessuto gengivale (Figura 4A-D).
  2. Mantieni la legatura per 2 settimane monitorando la progressione infiammatoria.
  3. Esegui un'ispezione giornaliera delle legature. Sostituisci se si è allentato o perso usando una tecnica asetttica.
    NOTA: Quando si legano i nodi, separare delicatamente i tessuti molli per evitare strappi e assicurarsi che il nodo di sutura sia posizionato in modo subgingivo.

Figura 4
Figura 4: Procedura PI indotta da sutura: Il filo di sutura preparato e intriso di batteri (3-0) è stato posizionato nella posizione subgingivole all'estremità distale dell'impianto (A). Il primo nodo veniva annodato e fissato con un portaago per evitare la lussazione del nodo (B). Successivamente, si annoda un nodo triplo per evitare lo scivolamento della sutura (C,D). Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

6. Eutanasia e raccolta di campioni

  1. Dopo un periodo di induzione di 2 settimane, si sopporta l'eutanasia degli animali tramite lussazione cervicale sotto anestesia profonda di isoflurano (seguendo i protocolli istituzionalmente approvati). Dissezionare le mascellari intatte con gli impianti utilizzando strumenti affilati.
  2. Immergi immediatamente i campioni nel paraformaldeide al 4% per una fissazione di 24 ore. Rimuovere i residui di tessuto molle con l'irrigazione PBS e conservare il 70% di etanolo.
    NOTA: L'esperimento può essere sospeso in questa fase con una conservazione a lungo termine in etanolo al 70% a 4 °C.

7. Analisi della tomografia microcomputerizzata (micro-TC)

  1. Scansionare i campioni utilizzando la tomografia microcomputerizzata secondo la metodologiaconsolidata 24.
  2. Accendi lo scanner e il computer. Avvia il software di acquisizione. Clicca sull'icona della sicurezza radiologica e prevedi un riscaldamento di 15 minuti.
  3. Apri la camera di scansione. Montare il campione in un tubo conico da 15 mL stabilizzato con schiuma a bassa densità, poi fissare il tubo sulla fase rotante e posizionarlo all'interno della camera di scansione.
  4. Avvia la sorgente a raggi X (90 kV, 80 μA). Clicca sull'icona di anteprima per confermare il posizionamento ottimale. Imposta i parametri: risoluzione 12 μm , esposizione a 20 Hz , 4000 fotogrammi totali.
  5. Ricostruisci le immagini usando il software Recon 1.7.4.0.
  6. Analizza i seguenti parametri ossei nel software Avatar 1.7.4.0 delineando un ROI nella regione molare mascellare primo: frazione volumetrica ossea (BV/TV), rapporto superficie-volume osseo (BS/BV), spessore trabecolare (Tb.Th) e numero trabecolare (Tb.N).

8. Elaborazione istologica

  1. Decalcifica i campioni fissi in EDTA al 10% (pH 7,4) con cambi di soluzione ogni 72 ore per 4 settimane. Verifica il completamento con un test di penetrazione con ago.
  2. Campioni disidratati tramite serie di etanolo: 75% etanolo per 4 ore, 85% etanolo per 2 ore, 90% etanolo per 2 ore, 95% etanolo per 1 ora e due variazioni di etanolo al 100% per 30 minuti ciascuno.
  3. Esemplari trasparenti in xilene con due cambiamenti per 10 minuti ciascuno. Infiltra con la paraffina usando tre cambiamenti per 1 ora ciascuno.
  4. Immergi i tessuti in paraffina fusa e raffredda su uno stadio di congelamento a -20 °C. Taglia i blocchi e conserva a 4 °C per 10 ore prima di sezionare.
  5. Blocchi di paraffina a 5 μm di spessore. Posizionare le sezioni galleggianti su un bagno d'acqua a 45 °C e montare su vetri di vetro. Scivola a secco a 37 °C per 1 ora.
  6. Deparafinizza le sezioni attraverso due cambi di xilene per 5 minuti ciascuno. Reidrata tramite una serie di etanolo gradato: 100% etanolo per 5 minuti, 90% etanolo per 5 minuti, 80% etanolo per 5 minuti e 70% etanolo per 5 minuti.
  7. Risciacqua le sezioni in acqua distillata per 1 minuto. Tingi con l'ematossilina per 8 minuti, poi risciacqua con acqua corrente del rubinetto.
  8. Differenzia con alcol acido all'1% per 3 secondi. Risciacquo con acqua corrente del rubinetto per l'inbluzionamento. Controtindi con eosina per 5 minuti.
  9. Sezioni disidratanti tramite serie di etanolo classificato: 70% etanolo per 10 secondi, 80% etanolo per 10 secondi, 90% etanolo per 10 secondi e 100% etanolo per 10 secondi. Liberare in due cambi di xilene per 5 minuti ciascuno.
  10. Montare i coperchi con balsamo neutro e esaminare al microscopio ottico.
    NOTA: Lo xilene è pericoloso. Da usare in una cappa con DPI appropriati.

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Risultati

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Tutti e dodici i ratti Sprague-Dawley di 4 settimane arruolati nello studio hanno completato con successo tutte le procedure chirurgiche e hanno mostrato osseointegrazione stabile prima della legazione, soddisfacendo il criterio di inclusione predefinito per il recupero senza complicazioni. Nessun animale è escluso dall'analisi. I ratti vengono assegnati casualmente al gruppo NC o PI (n = 6 per gruppo) utilizzando un generatore di numeri casuali. I ricercatori che effettuano quantificazioni micro-CT e valutazioni istopat...

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Discussione

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Il presente studio dimostra la fattibilità di induire la PI in un modello di ratto utilizzando suture imbevitate di P. gingivalis e fornisce una documentazione dettagliata delle procedure chirurgiche associate. I modelli di roditori, in particolare nei ratti, sono ben affermati nella ricerca odontoiatrica per lo studio della parodontite e della PI, grazie alla loro accessibilità, al basso costo di manutenzione e all'elevata efficienza riproduttiva, come supportato dalla letterat...

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Dichiarazioni

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Gli autori affermano che non ci sono potenziali conflitti di interesse che possano aver influenzato il lavoro riportato in questo articolo.

Ringraziamenti

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Questo lavoro è sostenuto da sovvenzioni dell'Associazione Medica del Sichuan (Grant n. S2024052); l'Ufficio Scienza e Tecnologia di Luzhou (Grant n. 2024JYJ070) e l'Ospedale di Stomatologia Affiliato della Southwest Medical University (Grant No. 2025DS03). Gli autori ringrazionano inoltre con gratitudine l'assistenza tecnica fornita dall'Animal Experiment Center della Southwest Medical University. Il diagramma scientifico è stato creato con BioRender.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
#5 Esploratore DentaleZhengzhou Kangdetai Medical Co., Ltd., Zhengzhou, CN6970327120856Lussazione e estrazione del dente
Alcol acido al 1%Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd, Shanghai, CN10000018 (etanolo) & 10000118 (Hcl)Differenziazione dell'ematossilina
10% EDTA (pH 7,4)Servicebio Technology Co., Ltd, Wuhan, CNG1105Decalcificazione ossea
Soluzione al 100% etanoloMacklin Biochemical Technology Co., Ltd., Shanghai, CinaE708068Disidratazione completa e preparazione dei solventi
Lama 12C e bisturi chirurgicoTianda Medical Co., Ltd., Huaian, CN6951933811154Creazione di lembo mucoperiosteale
Legature di seta 3-0Jinhuan Medical, Shanghai, CNNC9201232Legatura
4% di paraformaldeideBiosharp, Hefei, CNBL539AFissazione dei tessuti
70% etanoloPreparazione di laboratorio-Memorizzazione dei campioni
Soluzione di etanolo al 75%Macklin Biochemical Technology Co., Ltd., Shanghai, CinaE885996Disinfezione superficiale e disidratazione iniziale
Amoxicillina 50 e mu; g/mLNorth China Pharmaceutical Co., Ltd, Shijiazhuang, CNH13020635Integrazione antibiotica nell'acqua potabile
Software AvatarAvatar Integrated Systems Inc, Monaco, DE-Analisi dei parametri ossei
Medio BHICrown Lab Supplies Inc, British Columbia, CA110052Cultura P. gingivalis
CT-VoxelBruker Corporation, Billerica, MA, USA-Visualizzazione micro-CT delle immagini
EosinaBeijing Solarbio Science & Technology Co., Ltd, Pechino, CN
G1100		Colorazione citoplasmatica
Serie di etanolo (80%, 90%, 95%)Preparazione di laboratorioDisidratazione/reidratazione graduale dei tessuti
GraphPad PrismGraphPad Software, Inc., San Diego, CA, USAVersione 9.0.0Analisi statistica e generazione di grafici
Fario frontaleShenzhen Supfire Lighting Co., Ltd, Shenzhen, CNHL23-XIlluminazione intraorale
EmatossilinaBeijing Solarbio Science & Technology Co., Ltd, Pechino, CNH8070Colorazione nucleare
Portatore di impiantoSichuan Weisida Medical Device Co., Ltd, Sichuan, CNProdotto unicoPosizionamento manuale dell'impianto
IsofluranoRWD Life Science Co., Ltd, Shenzhen, CNR510-22-10 Mantenimento dell'anestesia inalatoria
Adattatore manuale di cacciaviteDiqin Decorative Materials Co., Ltd, Hangzhou, CNDQ-80013Osteotomia
Cotton cotton cotton bags mediciKekang Pharmaceutical Co., Ltd, Suzhou, CNHN-02Emostasi
Micro-CT scannerServicebio Technology Co., Ltd, Wuhan, CNVNC-102μ TAC
PortaaghiShanghai Medical Instruments Co., Ltd, Shanghai, CNJ32110Legatura delle suture
Balsamo neutroBeijing Solarbio Science & Technology Co., Ltd.
Pechino, CN		G8590Montaggio della sezione istologica
Pinze oftalmicheSolingmed Technology Co., Ltd, Shenzhen, CNSS-5002Posizionamento della legatura
ParaffinaAmin Noori General Trading LLC, Dubai, AE8012-95-1Incassamento dei tessuti
PBSProcell Life Science & Scienze della Vita Technology Co., Ltd, Wuhan, CNPB180327Irrigazione dei tessuti
Porphyromonas gingivalisEquivalente-Induzione dell'infiammazione
PovidoneiodinaChengdu Yong'an Pharmaceutical Co., Ltd, Chengdu, CNH51023539Disinfezione
Software di ricognizioneRecon Technology Ltd, Isole Cayman, GBVersione 1.7.4.0Ricostruzione dell'immagine Micro-CT
ElasticoZhejiang Yueyi Rubber Products Co., Ltd, Taizhou, CNVYR43*1.4Trazione e fissazione della mascella
SD RatsCentro Sperimentale per Animali della Southwest Medical University, Luzhou, CNSCXK(Chuan)2024-0046Procedure chirurgiche
Forbici chirurgiche affilateHunan Cofoe Medical Technology Co., Ltd., Changsha, CN1.0806E+13Taglio del filo
Pinze tissutaliStrumenti scientifici di qualità, Foster City, CA, USA11000-12Trazione e fissazione della lingua
Impianti di titanio (& Oslash; 1,8 e volte; 3,2mm)Sichuan Weisida Medical Device Co., Ltd, Sichuan, CNProdotto unicoImpianto di titanio
Tribromoetanolo (Avertin)Henan Saihou Biotechnology Ltd., Zhengzhou, CN-Anestesia intraperitoneale
XyleneSinopharm Chemical Reagent Co., Ltd, Shanghai, CN10023418Pulizia e deceratura dei tessuti

Riferimenti

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