Quantificazione di microrganismi e virus ambientali mediante qPCR

L’avvento della reazione a catena quantitativa della polimerasi, o qPCR, ha permesso di determinare quantitativamente la quantità di qualsiasi microrganismo in un campione ambientale.

Come la PCR standard, la qPCR identifica i microrganismi rilevando la presenza o l’assenza di sequenze di DNA specifiche per gli organismi di interesse. Ciò consente il rilevamento di microbi che non possono essere coltivati in laboratorio, rendendo possibile il dosaggio di una gamma molto più ampia di organismi ambientali. Inoltre, la qPCR consente di valutare quantitativamente la quantità di DNA. Ma allo stesso tempo, le metodologie PCR rilevano il DNA da tutti gli organismi vivi o morti, limitando la capacità di cercare solo microbi in crescita attiva nel campione.

Questo video esaminerà le innovazioni chimiche che distinguono la qPCR dalla PCR regolare, spiegherà come la qPCR può essere utilizzata per misurare quantitativamente il DNA, dimostrerà un protocollo per l’utilizzo della qPCR per rilevare un virus a RNA da campioni di suolo e, infine, mostrerà come la qPCR viene applicata alla microbiologia ambientale oggi.

I principi di base alla base della qPCR sono gli stessi della normale PCR: cicli ripetuti di ricottura del primer al modello, allungamento del prodotto PCR e denaturazione del prodotto dal modello, portando all’amplificazione esponenziale di una sequenza target di interesse, nota come amplicon, da un pool di materiale di partenza.

L’innovazione della qPCR sta nell’aggiunta di sostanze chimiche fluorescenti nella reazione, che consente di visualizzare direttamente la sintesi del prodotto PCR ad ogni ciclo in “tempo reale” da termociclatori specializzati, rendendo possibile quantificare la quantità di sequenza del modello nel campione originale. La quantità viene solitamente misurata in termini di ciclo di soglia, abbreviato C_t, noto anche come ciclo di quantificazione o C_q, che è il ciclo PCR in cui la quantità di prodotti fluorescenti supera il livello di fondo.

La quantificazione può essere relativa, dove il valore C_t di una sequenza viene confrontato con quello di un’altra sequenza standard o di controllo; la quantità relativa è pari a due elevata alla potenza della differenza in C_t. In alternativa, se una serie di DNA di quantità nota viene eseguita insieme ai campioni nella reazione, è possibile produrre una curva standard che confronta il valore di fluorescenza con la quantità di DNA e consente di quantificare assolutamente il DNA del campione.

Esistono due grandi tipi di molecole fluorescenti utilizzate nella qPCR. In un caso, i coloranti fluorescenti che si legano specificamente al DNA a doppio filamento sono inclusi nella reazione. Il colorante fluoresce solo quando legato al DNA, consentendo così di quantificare la quantità di prodotto a doppio filamento di DNA.

Nell’altro metodo, un breve tratto di DNA, noto come sonda, è progettato contro una specifica sequenza target di interesse. La sonda è chimicamente attaccata a un colorante fluorescente e a una molecola “quencher” che sopprime il segnale di fluorescenza dal colorante quando si trova nelle immediate vicinanze. L’enzima polimerasi, che sintetizza il prodotto del DNA, ha un’attività di degradazione del DNA che causerebbe il “rilascio” della molecola fluorescente dalla sonda, separando così il colorante dal quencher e consentendo di rilevare il segnale di fluorescenza.

Ora che hai capito i principi alla base della qPCR, diamo un’occhiata a un protocollo per l’utilizzo di questa tecnica per identificare un virus a RNA che infetta le piante, il virus della chiazzare lieve del pepe, da campioni di suolo.

In questa dimostrazione, il campione sarà raccolto dalla rizosfera, la zona di terreno di circa 7 mm intorno alle radici delle piante che è influenzata dalle radici e dai loro microrganismi simbiotici.

Per raccogliere il terreno della rizosfera, prima estrai con cura la pianta di interesse dal terreno e colpiscila per rimuovere il più possibile il terreno sfuso in eccesso. Imballare l’impianto per un’ulteriore lavorazione in laboratorio.

Dopo aver riportato i campioni in laboratorio, utilizzare una spatola sterile per rottamare il terreno desiderato in un recipiente di raccolta. Quindi, raccogliere il virus dal terreno ed estrarre l’RNA.

Una volta che l’RNA viene raccolto dal campione, convertirlo in complementare o cDNA tramite trascrizione inversa. Si prega di fare riferimento al video JoVE SciEd sulla trascrizione inversa-PCR per i dettagli di questa procedura.

Quando sei pronto per eseguire la qPCR, scongelare i reagenti congelati a temperatura ambiente all’interno di una cappa a flusso laminare dedicata e metterli sul ghiaccio una volta scongelati. I componenti del reagente contenenti l’enzima DNA polimerasi devono essere sempre tenuti sul ghiaccio.

Scongelare il cDNA campione e un DNA di controllo positivo, come un pezzo circolare di DNA noto come plasmide che ha l’amplicon di interesse clonato in esso.

Prima di assemblare le reazioni in una piastra qPCR a 96 pozzetti, preparare un modello di tabella a 96 celle su carta ed etichettare ogni cella con la reazione che verrà caricata nella piastra. Includere reazioni per ogni campione e standard in triplice copia, nonché per il controllo positivo e il controllo negativo, come una reazione senza DNA.

Calcolare i volumi di reagenti necessari per una reazione “master mix”, che include tutti i reagenti che sono costanti tra le reazioni. Preparare un mix master sufficiente per le reazioni triplicate per tutti i campioni più i controlli e un ulteriore 10% per tenere conto dell’errore di pipettaggio.

Una volta scongelati i reagenti, assemblare la miscela principale in un tubo microfugo a basso adsorbimento da 1,5 mL. Per fare ciò, vortice brevemente ogni reagente per mescolare accuratamente, raccogliere qualsiasi liquido sul lato dei tubi usando una mini-centrifuga e pipettare il reagente nel tubo del microfugo. Assicurarsi di utilizzare nuove punte per pipette per ogni componente di reazione. Dopo che tutti i reagenti sono stati aggiunti, vortice per mescolare e centrifugare. Quindi, aliquotare la quantità appropriata di miscela master nei pozzi designati sulla piastra PCR.

Successivamente, vortice e centrifuga ogni tubo con campione e DNA di controllo e pipetta la quantità appropriata nei rispettivi pozzi sulla piastra PCR. Una volta aggiunti i campioni, sigillare la piastra con un foglio sigillante e utilizzare lo strumento di tenuta per appiattire completamente la guarnizione ed estrarre eventuali bolle d’aria. Strappare con cura le linguette non adesive dalle estremità del sigillo.

Per raccogliere completamente la miscela di reazione sul fondo dei pozzetti, posizionare la piastra di reazione in una centrifuga con un supporto per piastre e bilanciare correttamente il rotore con una piastra di contrappeso. Centrifugare a impulsi la piastra fino a 1.000 giri /min, quindi lasciare che la centrifuga si fermi lentamente senza freni.

Posizionare la piastra di reazione nella macchina qPCR. Impostare il programma PCR in base alle specifiche del produttore, impostando la temperatura di fusione in base alla coppia di primer utilizzata. Impostare il programma di reazione per l’esecuzione.

Una volta completato il programma qPCR, il software sarà in grado di utilizzare le concentrazioni note del controllo positivo per calcolare la quantità di cDNA in ogni reazione. È quindi possibile calcolare la quantità di virus nel campione originale.

Una volta completato il programma qPCR, il software sarà in grado di utilizzare le concentrazioni note del controllo positivo per calcolare la quantità di cDNA in ogni reazione.

Con i risultati della qPCR, il volume trasferito nei pozzi, l’estrazione dal suolo e il fattore dalla trascrizione inversa, è possibile calcolare il numero di virus nel campione di terreno iniziale.

Ora che sai come viene eseguita la qPCR, diamo un’occhiata a come può essere utilizzata per analizzare diversi campioni ambientali.

qPCR può essere utilizzato per quantificare la quantità di virus recuperati da molti diversi tipi di campioni. In questa applicazione, due diversi tipi di adenovirus sono stati concentrati da campioni di acqua con una serie di metodi diversi. Il DNA è stato quindi estratto dai virus e sottoposto a qPCR, per valutare l’efficienza relativa dei metodi di concentrazione.

Un’altra applicazione per l’enumerazione microbica basata su qPCR è quantificare il contenuto batterico in campioni alimentari e agricoli – in questo esempio, campioni fecali e di rifiuti provenienti da allevamenti di polli. Piuttosto che prendere di mira singole specie, gli scienziati hanno eseguito la qPCR utilizzando primer contro un gene altamente conservato trovato in tutti i batteri e quantificato la comunità batterica totale trovata nei campioni.

Infine, come accennato in precedenza, uno svantaggio della metodologia qPCR tradizionale è che i microbi vivi e morti non possono essere distinti. Tuttavia, aggiungendo una sostanza chimica nota come monoazide di propidio, o PMA, che può entrare nelle cellule morte solo dove si lega al DNA per inibire le successive reazioni enzimatiche come la PCR, i ricercatori qui sono stati in grado di distinguere tra colture vive e morte di E. coli O157: H7, un ceppo patogeno comune trovato in alimenti e acqua contaminati.

Hai appena visto l’introduzione di JoVE alla quantificazione di microrganismi e virus ambientali utilizzando qPCR. Ora dovresti capire come funziona qPCR, come usare qPCR per misurare la quantità di un microbo in un campione ambientale e alcune applicazioni di questa tecnica. Grazie per l’attenzione!