Il test di fagocitosi: una tecnica di immunocolorazione per visualizzare l'inghiottimento delle cellule apoptotiche nelle cellule embrionali di Drosophila melanogaster

0 visualizzazioni4:48 min • July 8th, 2025

I macrofagi sono cellule immunitarie specializzate che eliminano le cellule sottoposte ad apoptosi, la morte cellulare programmata per fagocitosi.

Per valutare l'inghiottimento delle cellule apoptotiche, iniziare con un vetrino contenente cellule embrionali di Drosophila fisse, compresi i corpi apoptotici inghiottiti dagli emociti, i macrofagi invertebrati.

Innanzitutto, trattare le cellule con un reagente bloccante che blocca i siti non specifici. Aggiungere anticorpi primari che legano i recettori di Croquemort - marcatori fagocitici degli emociti. Lavare via gli anticorpi in eccesso.

Aggiungere anticorpi secondari marcati con fosfatasi alcalina che si legano agli anticorpi primari. A questo punto, aggiungere un'appropriata soluzione di substrato cromogenico sul vetrino e incubare. Durante l'incubazione, la fosfatasi alcalina reagisce con il substrato cromogenico per produrre granuli colorati di viola negli emociti.

Successivamente, aggiungere una miscela di reazione comprendente la deossinucleotidiltransferasi terminale, l'enzima TdT e i nucleotidi legati alla digossigenina. La TdT catalizza l'attaccamento dei nucleotidi legati alla digossigenina alle estremità 3' OH esposte del DNA frammentato nei corpi apoptotici.

Successivamente, aggiungere anticorpi anti-digossigenina coniugati al reporter della perossidasi che si legano ai nucleotidi nel sito del danno al DNA. Trattare le cellule con una soluzione di substrato cromogenico specifico per la perossidasi e incubare. La perossidasi catalizza l'ossidazione del substrato, generando precipitati colorati e colorando di marrone i corpi apoptotici.

Infine, visualizza le cellule al microscopio ottico. La co-presenza di granuli viola e segnali marroni dalle cellule indica che gli emociti contengono corpi apoptotici fagocitati.

Per immunocolorare le cellule con l'anticorpo anti-Croquemort, in primo luogo, immergere in serie il vetrino in metanolo, quindi PBS integrato con Triton X-100 allo 0,2%, seguito da PBS da solo. Successivamente, bloccare il legame aspecifico con 20 microlitri di siero di suino intero al 5% in PBS + 0,2% Triton X-100, per 20 minuti a temperatura ambiente. Rimuovere la soluzione bloccante in eccesso ed etichettare le cellule con 20 microlitri di antisiero anti-Croquemort a 4 gradi Celsius durante la notte.

La mattina successiva, lavare il vetrino in PBS + Triton X-100 per cinque incubazioni di 10 minuti. Dopo l'ultimo lavaggio, sciacquare il vetrino in PBS per 10 minuti. Quindi, etichettare le cellule con 20 microlitri di IgG anti-ratto marcate con fosfatasi alcalina a temperatura ambiente per 1 ora.

Al termine dell'incubazione, lavare il vetrino cinque volte in PBS + Triton X-100 come dimostrato, seguito da un ammollo di 10 minuti in soluzione tampone. Quindi, etichettare le cellule con una soluzione di substrato di fosfatasi e osservare le cellule al microscopio ottico.

Quando compaiono forti segnali viola nei granuli dell'emocita, rimuovere il substrato in eccesso e immergere il vetrino in un tampone integrato con EDTA per 5-10 minuti. Al termine dell'incubazione, sciacquare le cellule con due lavaggi PBS da 5 minuti e trattarle con tampone di equilibratura per 10 minuti.

Dopo aver rimosso la soluzione, etichettare le cellule con 20 microlitri di soluzione terminale di desossinucleotidiltransferasi a 37 gradi Celsius per 1 ora. Quindi, rimuovere la soluzione dal vetrino e immergere le cellule in 0,5 millilitri di tampone di lavaggio in 17 millilitri di acqua, per 10 minuti. Successivamente, sciacquare le cellule con tre lavaggi PBS di 5 minuti ed etichettarle con 20 microlitri di anti-digossigenina perossidasi per 30 minuti a temperatura ambiente.

Al termine dell'incubazione, lavare le cellule quattro volte in PBS, come dimostrato, e immergere il vetrino nel substrato di perossidasi per incrementi di 30 secondi fino a quando le cellule apoptotiche diventano marroni. Una volta ottenuta una colorazione ottimale, immergere il vetrino in acqua per arrestare la reazione della perossidasi.

10:43

Valutazione In Vitro del DNA danni utilizzando test della cometa

Video correlati

0 Visualizzazioni

07:37

Utilizzando Terminal transferasi-mediata dUTP Nick End-labelling (TUNEL) e caspasi 3/7 saggi alla morte delle cellule epidermiche di misura in rane con Chytridiomycosis

Video correlati

0 Visualizzazioni

06:15

Quantificazione del fagosoma da microscopia di fluorescenza di cella singola

Video correlati

0 Visualizzazioni

08:35

Immagini dal vivo di Drosophila melanogaster Migrazioni Hemocyte embrionali

Video correlati

0 Visualizzazioni

05:16

Singolo Drosophila Ommatidium Dissection e Imaging

Video correlati

0 Visualizzazioni

04:57

Saggio di efferocitosi cellulare fissa: un metodo per studiare l'assorbimento efferocitico delle cellule apoptotiche da parte dei macrofagi utilizzando la microscopia a fluorescenza

Video correlati

0 Visualizzazioni

04:50

Un test in vivo per quantificare la fagocitosi batterica nelle mosche adulte di Drosophila

Video correlati

0 Visualizzazioni

08:59

Vivere Imaging di apoptotica delle cellule libera nel corso

Video correlati

0 Visualizzazioni

10:10

Sonicazione-facilitato immunofluorescenza colorazione di ritardo-fase embrionale e larvale

Video correlati

0 Visualizzazioni

10:06

Analisi della fagocitosi per le cellule apoptotiche in Drosophila Embrioni

Video correlati

0 Visualizzazioni

Ultimo aggiornamento: 29 agosto 2026