Misurazione dell'attività dell'elicasi di una proteina bersaglio utilizzando duplex di RNA marcati con biotina

0 visualizzazioni4:10 min • July 8th, 2025

Le proteine con attività di RNA elicasi possono aiutare a svolgere e separare le singole molecole di RNA in un duplex di RNA.

Per determinare l'attività dell'elicasi di una proteina, prendere provette contenenti una miscela di duplex di RNA marcati con biotina con una sporgenza di 5', ATP e trappole di RNA, filamenti non marcati complementari ai filamenti biotinilati dei duplex.

Aggiungere la proteina con attività elicasica a ciascuna provetta e incubare per durate diverse. La proteina si lega alla sporgenza di 5' dei duplex.

Utilizzando molecole di ATP, rompe i legami idrogeno tra due filamenti duplex, provocando il loro svolgimento e il rilascio dell'RNA biotinilato a singolo filamento. Le trappole dell'RNA interagiscono con i filamenti marcati con biotina, impedendo la ricottura con i filamenti separati.

Terminare la reazione utilizzando un buffer di terminazione.

Caricare i campioni in diversi pozzetti di un gel di poliacrilammide nativo. Eseguire l'elettroforesi. L'RNA a singolo filamento a basso peso molecolare si muove più velocemente dei duplex ad alto peso molecolare. Questo spostamento di mobilità genera due bande distinte.

Tamponare il gel su una membrana di nylon, trasferendo gli RNA sulla membrana. Dopo il blotting, esporre la membrana alla luce UV, reticolando gli RNA sulla membrana.

Aggiungere streptavidina coniugata con l'enzima chemiluminescente, che interagisce con la biotina sui duplex e sui filamenti a filamento singolo. Utilizzare substrati chemiluminescenti per produrre prodotti a chemiluminescenza.

Dopo l'imaging, l'intensità della banda a basso peso molecolare aumenta nel tempo, correlandosi con l'attività dell'elicasi della proteina bersaglio.

Per il saggio di attività dell'elicasi MOV10, mescolare i reagenti secondo le indicazioni del manoscritto e aggiungere acqua per un volume di reazione finale di 20 microlitri. Incubare la reazione a 37 gradi Celsius per 10 minuti, 30 minuti e 60 minuti, quindi aggiungere 5X Stop Buffer per fermare la reazione. Quindi, preparare un gel di poliacrilammide nativo al 20% e caricare da 20 a 25 microlitri di ciascun campione in ciascun pozzetto. Far scorrere il gel a 100 volt su un bagno di ghiaccio fino a quando il marcatore blu di bromofenolo non è migrato nel quarto inferiore del gel.

L'acrilammide è dannosa e tossica. È importante maneggiarlo con adeguati dispositivi di protezione individuale.

Smontare le piastre di gel e tagliare il gel rimuovendo i pozzetti di carico e le corsie inutilizzate. Mettere il gel in un tampone TBE 0,5X. Tagliare la carta da filtro e la membrana di nylon alle dimensioni del gel, pre-bagnare la carta e la membrana e assemblare la pila per il trasferimento.

Trasferire i campioni dal gel alla membrana in un apparecchio elettroforetico semi-secco a 90 milliampere per 20 minuti. Quindi, reticolare i campioni irradiando la membrana a 120 millijoule per centimetro quadrato per 45-60 secondi.

Per la rilevazione della chemiluminescenza, iniziare aggiungendo 20 millilitri di tampone bloccante alla membrana e incubandola per 15-30 minuti agitando delicatamente. Rimuovere con cautela il tampone di blocco e sostituirlo con un tampone di blocco coniugato. Incubare nuovamente la membrana per 15 minuti.

Lavare la membrana quattro volte agitando per 5 minuti per lavaggio. Quindi, aggiungere 30 millilitri di tampone di equilibrio del substrato alla membrana e incubarla per 5 minuti agitando a 20-25 giri/min.

Coprire l'intera superficie della membrana con la soluzione di lavoro del substrato e incubare per 5 minuti. Dopo l'incubazione, scansionare la membrana in un sistema di imaging chemiluminescente per 1-3 secondi.

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Ultimo aggiornamento: 29 agosto 2026