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Alcuni patogeni batterici gram-negativi entrano in contatto con le cellule ospiti e impiegano sistemi di secrezione per iniettare proteine effettrici, facilitando l'invasione cellulare.
Per somministrare proteine effettrici in cellule di mammifero in vitro, pipettare le cellule di mammifero in una cuvetta refrigerata. Aggiungere proteine effettrici batteriche marcate con peptidi leganti la streptavidina e mescolare.
Eseguire l'elettroporazione. Durante la corsa, brevi impulsi elettrici interrompono il doppio strato lipidico della membrana della cellula ospite per formare pori transitori, facilitando l'ingresso cellulare delle proteine effettrici. Placcare le cellule su una lastra di vetro contenente un terreno, in modo che le cellule si riprendano e aderiscano alla piastra. I pori si richiudono, intrappolando le proteine all'interno.
Dopo il recupero cellulare, fissare e permeabilizzare le cellule per l'accesso degli anticorpi ai bersagli intracellulari. Incubare con una soluzione bloccante contenente proteine per prevenire il legame di anticorpi non specifici. Aggiungere anticorpi primari che si legano specificamente al tag peptidico legante la streptavidina sulle proteine effettrici intracellulari.
Introdurre anticorpi secondari marcati con fluorofori che si legano agli anticorpi primari legati alle proteine effettrici per la visualizzazione. Aggiungere l'agglutinina del germe di grano coniugata con fluorofori e il DAPI per colorare rispettivamente le glicoproteine della membrana cellulare e il DNA.
Utilizzando un microscopio confocale, visualizza i segnali di fluorescenza provenienti da proteine effettrici, membrane cellulari e DNA.
Le cellule elettroporate con successo mostrano significativi segnali fluorescenti intracellulari dalle proteine effettrici, suggerendo la loro localizzazione intracellulare.
Per iniziare questa procedura, trasferire 400 microlitri di sospensione cellulare in una cuvetta pre-raffreddata, quindi aggiungere 20 microgrammi di proteina selezionata per raggiungere una concentrazione finale di 50 microgrammi per millilitro. Agitare delicatamente la cuvetta, circa 10 volte per mescolare e per evitare di danneggiare le cellule. Successivamente, asciugare l'esterno della cuvetta con un tovagliolo di carta per evitare la formazione di archi elettrici nell'elettroporatore.
Posizionare il campione nell'elettroporatore e impostarlo a 0,3 kilovolt per 1,5-1,7 millisecondi. Subito dopo l'elettroporazione, muovere delicatamente la cuvetta, circa 10 volte, per miscelare accuratamente il campione prima di procedere alla fissazione e alla colorazione in immunofluorescenza o alla purificazione per affinità.
Dopo quattro ore di recupero dall'elettroporazione, lavare le cellule con PBS sterile. Quindi, fissare le celle in metanolo al 100% per due minuti a temperatura ambiente. Successivamente, lavare le cellule con PBS sterile altre tre volte. Permeabilizzare le cellule con Triton X-100 allo 0,4% in PBS per 15 minuti. Regolare la lunghezza della permeabilizzazione e la forza di Triton X-100 in base all'epitopo e alla posizione della proteina bersaglio. Quindi, bloccare le celle con il 5% di BSA in PBS per un'ora a temperatura ambiente.
Successivamente, lavali tre volte con PBS. Quindi, incubarli con l'anticorpo primario nella soluzione legante gli anticorpi durante la notte, a 4 gradi Celsius con un leggero dondolio.
Il giorno successivo, lavare le celle altre quattro volte con PBS. Quindi, incubarli con l'appropriato anticorpo secondario coniugato fluorescente nella soluzione legante l'anticorpo. Aggiungere altre macchie secondo necessità, come 5 micromolari di Agglutinina di Germe di Grano, o WGA, coniugata ad Alexa 647 o DAPI per un'ora a temperatura ambiente e al riparo dalla luce. Quindi, lavare le celle con PBS cinque volte e conservarle a 4 gradi Celsius, al riparo dalla luce fino a quando non sono pronte per essere visualizzate.