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Immunologia
0 visualizzazioni • 5:27 min • July 8th, 2025
Prendi una coltura di cellule tumorali con proteine citoplasmatiche marcate in fluorescenza.
Aggiungi cellule killer indotte da citochine o CIK - cellule T effettrici con caratteristiche simili a cellule natural killer - che possiedono attività antitumorale.
I recettori D o NKG2D del gruppo 2 natural killer sulle cellule CIK si legano alle proteine inducibili dallo stress sulle cellule tumorali.
Il legame induce le cellule CIK a rilasciare tossine dei granuli citoplasmatici - perforine e granzimi.
Le perforine formano pori nella membrana delle cellule tumorali, consentendo l'ingresso di granzimi, che attivano le caspasi, inducendo l'apoptosi.
Dopo l'incubazione, raccogliere le cellule. Aggiungere un colorante fluorescente per la vitalità cellulare legante l'acido nucleico.
Il colorante entra attraverso la membrana cellulare danneggiata e si lega al DNA, dando luogo a cellule morte a doppia colorazione.
Con una membrana cellulare intatta, le cellule vive sono impermeabili al colorante.
Far passare le cellule attraverso un citometro a flusso per rilevare le cellule vive che mostrano una singola fluorescenza e le cellule morte con doppia fluorescenza.
Crea un grafico a dispersione per misurare la percentuale di cellule tumorali morte, quantificando l'effetto citotossico delle cellule CIK.
Per eseguire il test citotossico, co-coltura di cellule CIK e leucemia mieloide cronica umana K562, aggiungendo 1 millilitro di cellule K562 a ciascun pozzetto in una piastra a 6 pozzetti a una densità di 0,5 milioni di cellule per millilitro. Quindi, aggiungere 1 millilitro di terreno basale con o senza cellule CIK alla piastra a 6 pozzetti, come elencato nel protocollo di testo. Miscelare le sospensioni cellulari pipettando delicatamente su e giù almeno tre volte.
Mettere la piastra nell'incubatrice per 24 ore. Ora, co-coltivare cellule CIK e OC-3 ovariche aggiungendo 1 millilitro di terreno basale con o senza cellule CIK alla piastra a 6 pozzetti, come elencato nel protocollo di testo. Mescolare le sospensioni cellulari pipettando delicatamente su e giù almeno tre volte con la lama nell'incubatore per 24 ore. Dopo l'incubazione, raccogliere la sospensione cellulare CIK-K562 direttamente in una provetta sterile da 15 millilitri.
Per prelevare sia la sospensione che le cellule aderenti dai gruppi CIK-OC-3, trasferire innanzitutto la sospensione cellulare in una provetta sterile da 15 millilitri. Lavare il pozzetto con 1 millilitro di PBS sterile. Raccogli il PBS e aggiungilo al tubo. Quindi, aggiungere 0,5 millilitri di soluzione di enzima di dissociazione cellulare e incubare per cinque minuti a 37 gradi Celsius.
Aggiungere 1 millilitro di soluzione dalla stessa provetta al pozzetto corrispondente e mescolare delicatamente le cellule pipettando su e giù almeno tre volte con una pipetta sterile da 1 millilitro. Raccogli tutte le cellule nella stessa provetta. Centrifugare a 300 x g per 10 minuti. Aspirare il surnatante e risospendere le cellule in 1 millilitro di PBS sterile. Pellettare le celle a 300 x g per 10 minuti. Quindi, aspirare il surnatante e risospendere le cellule in 100 microlitri di PBS sterile.
Aggiungere 5 microlitri di colorante 7-AAD alla sospensione cellulare. Mescolare delicatamente le cellule pipettando su e giù almeno tre volte con una pipetta sterile da 1 millilitro. Incubare per 10 minuti e lasciare al buio prima dell'analisi.
Per eseguire il saggio di capacità citolitica, mescolare la sospensione cellulare e ripetere la preparazione per la citometria a flusso. Fare clic sul pulsante Nuovo campione per aggiungere un campione e una provetta all'esperimento. Assegnare un nome ai tubi come elencato nel protocollo di testo.
Per creare un sistema di dispersione per il saggio citolitico, selezionare prima la provetta 1 e fare clic sul pulsante Dot Plot. Per creare un grafico FSC-A/SSC-A, disegnare un gate rettangolare su tutti gli eventi con una soglia FSC-A maggiore di 50.000 per escludere i detriti cellulari. Selezionare il parametro SSC-A/CFSE per il nuovo grafico a punti. Quindi, selezionare il parametro 7-AAD/CFSE per il nuovo grafico a punti e disegnare una porta a quattro quadranti per definire le quattro sottopopolazioni.
Fare clic sul pulsante Carica campione per analizzare prima il campione di controllo vuoto. Regolare la tensione di SSC-A e FSC-A. Identificare la popolazione di cellule morte utilizzando i parametri dei canali CFSE e 7-AAD. Registrare i dati provenienti da più di 20.000 cellule CFSE-positive in ciascun campione. Aprire i file contenenti i valori statistici di ogni singolo campione per analizzare le popolazioni cellulari non vitali ed esportare i dati in file di analisi.
Questo studio analizza gli effetti citotossici delle cellule killer indotte da citochine (CIK) sulle cellule tumorali, in particolare le cellule di leucemia mieloide cronica K562 e le cellule ovariche OC-3. La metodologia comprende la citometria a flusso per quantificare la vitalità cellulare e l'apoptosi indotta dalle cellule CIK.
Questo saggio citotossico in vitro consente ai team di ricerca e sviluppo biofarmaceutici di valutare quantitativamente la funzione delle cellule effettrici immunitarie, supportando la validazione del bersaglio e la riduzione dei rischi meccanicistici nello sviluppo di immunoterapie. Misurando l'induzione dell'apoptosi nelle cellule tumorali mediante citometria a flusso, il metodo fornisce un'elevata affidabilità predittiva per l'identificazione dei candidati principali e la selezione del portafoglio di terapie a base di citochine. Il flusso di lavoro standardizzato favorisce la collaborazione interfunzionale e una valutazione riproducibile del potenziale citotossico in modelli rilevanti per le malattie.
Il saggio si inserisce nel percorso di scoperta dell'immunoterapia, collegando la caratterizzazione precoce degli effettori immunitari all'identificazione dei composti promettenti e ai test di efficacia preclinica attraverso letture quantitative basate sulla citometria a flusso.
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Ultimo aggiornamento: 29 agosto 2026