Immunoistochimica per studiare la relazione tra macrofagi e cellule immunitarie infiltrate

0 visualizzazioni4:00 min • July 8th, 2025

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Iniziare con un vetrino contenente sezioni di biopsia dell'arteria temporale fissate in formalina, deparaffinizzate e reidratate con cellule immunitarie infiltrate, inclusi linfociti e macrofagi.

I macrofagi attivati esprimono il recettore beta dei folati o FR-β, un marcatore correlato alla malattia, che differenzia i macrofagi dalle altre cellule immunitarie.

Trasferire il vetrino in un tampone preriscaldato per recuperare i recettori di superficie.

Trattare la sezione con perossido di idrogeno, bloccando l'attività della perossidasi intracellulare.

Introdurre un mix di anticorpi primari che hanno come bersaglio CD3, CD68 e FR-β, che si legano alle cellule immunitarie che esprimono queste proteine.

Aggiungere gli anticorpi secondari biotinilati, che interagiscono con gli anticorpi primari, e lavare.

Sovrapporre con enzimi coniugati con streptavidina che si legano alla biotina.

Trattare con un substrato cromogenico che interagisce con gli enzimi, producendo precipitati marroni localizzati.

Introdurre un colorante di contrasto, l'ematossilina, che colora i nuclei di blu.

Identificare al microscopio le cellule piccole, rotonde, colorate di marrone come linfociti che esprimono CD3 e le cellule grandi, irregolari, colorate di marrone come macrofagi che esprimono CD68 e FR-β.

Quantificare i macrofagi nella sezione per trovare il loro rapporto tra le cellule immunitarie infiltrate totali.

Per il recupero dell'antigene, trasferire il rack in un contenitore di vetro con 200 microlitri di 95 gradi Celsius, 10 millimolari per litro, tampone citrato per 30 minuti. Al termine dell'incubazione, lasciare raffreddare i vetrini a temperatura ambiente per 20 minuti prima di risciacquare con acqua corrente per cinque minuti.

Per rimuovere l'attività endogena della perossidasi, in primo luogo, utilizzare un marcatore idrofobico per disegnare un cerchio attorno a ciascun campione di tessuto, prima di incubare i campioni in 200 microlitri di perossido di idrogeno al 3% per 10 minuti, seguiti da tre lavaggi in 200 microlitri di soluzione salina tamponata Tris o TBSS per lavaggio. Dopo l'ultimo lavaggio, tamponare delicatamente ogni vetrino per rimuovere il tampone in eccesso e aggiungere 200 microlitri del cocktail di anticorpi primari di interesse e un vetrino coprioggetti a ciascun vetrino per un'incubazione di un'ora in una camera umida a temperatura ambiente.

Al termine dell'incubazione, scartare i vetrini coprioggetti e sciacquare i vetrini con tre lavaggi di due minuti in TBSS fresco. Dopo aver rimosso il tampone in eccesso, aggiungere 200 microlitri di un'appropriata soluzione di anticorpi secondari biotinilati e un vetrino coprioggetti a ciascun vetrino per un'incubazione di 45 minuti nella camera umida a temperatura ambiente. Dopo aver scartato i vetrini, sciacquare i vetrini con TBSS, come dimostrato. Rimuovere il tampone in eccesso.

Abilitare le sezioni con 200 microlitri di tampone substrato DAB per 10 minuti a temperatura ambiente. Al termine dell'incubazione, lavare i vetrini con TBSS e acqua corrente del rubinetto per 10 minuti, prima di controcolorare con ematossilina per tre minuti. Quindi, aggiungere 70 microlitri di un supporto di montaggio appropriato a ciascun vetrino e inclinare lentamente un vetrino coprioggetti di vetro sul supporto di montaggio per evitare di creare bolle mentre il vetrino coprioggetti viene abbassato in posizione.

Per l'analisi istopatologica, posizionare il vetrino sul tavolino di un microscopio ottico e valutare l'architettura vascolare della prima sezione di tessuto. Quindi, quantificare il numero di macrofagi rispetto al numero di linfociti per sezione.

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Ultimo aggiornamento: 1 agosto 2026