Un test di citometria a flusso per identificare sottogruppi di cellule immunitarie nelle cellule mononucleate del sangue periferico

0 visualizzazioni4:57 min • July 8th, 2025

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Prendiamo le cellule mononucleate del sangue periferico o PBMC, una popolazione di cellule miste che comprende linfociti e monociti.

Aggiungi un colorante fluorescente per discriminare le cellule morte e un cocktail di anticorpi marcati in fluorescenza per identificare diversi tipi di cellule.

Gli anticorpi coniugati con fluorocromo A si legano ai marcatori di superficie: CD3 sulle cellule T, recettore delle cellule T γδ o TCR sulle cellule T γδ e CD56 sulle cellule natural killer o NK.

Gli anticorpi coniugati con fluorocromo B si legano a CD4 e CD8 sulle cellule T, CD19 sulle cellule B e CD14 sui monociti.

Utilizzando la citometria a flusso, identificare i sottogruppi di cellule vive.

Mentre le cellule T CD8+ e CD4+ sono CD3+, le cellule CD4+ si trovano tra le cellule CD3 single-positive e le cellule CD3-CD8 double-positive.

Le cellule T γδ esprimono γδ TCR e CD3 più elevati rispetto alle cellule CD4+ e CD8+.

Le cellule B e le cellule NK sono CD3- ma sono identificate dal CD19 sulle cellule B e dal CD56 sulle cellule NK.

I monociti sono identificati dall'espressione di CD14.

Per preparare i PBMC per la colorazione, trasferire 100 microlitri di ciascun campione in una piastra con fondo a V a 96 pozzetti. Centrifugare la piastra a 350 volte g per tre minuti a temperatura ambiente. Aspirare con cautela il surnatante senza disturbare il pellet cellulare. A ciascun pozzetto, aggiungere 100 microlitri di PBS contenente un colorante fissabile vivo/morto che reagisce con l'ammina libera sulle proteine e risospendere accuratamente la miscela di PBMC.

Successivamente, lasciare riposare la piastra per 10 minuti a temperatura ambiente per l'etichettatura delle cellule morte. Per ogni campione, preparare 30 microlitri di una miscela contenente tutti e sette gli anticorpi. In questa fase, possono essere aggiunti anche anticorpi titolati contro diverse molecole bersaglio e in diversi fluorocromi. Centrifugare la piastra a 96 pozzetti a 350 volte g per tre minuti a temperatura ambiente e aspirare accuratamente il surnatante senza disturbare il pellet della cella.

Aggiungere il cocktail di anticorpi a ciascun pozzetto e risospendere con cura senza generare bolle. Incubare per 30 minuti a temperatura ambiente al buio. Dopo 30 minuti, aggiungere 150 microlitri di tampone colorante a ciascun pozzetto e centrifugare la piastra a 350 volte g per tre minuti a temperatura ambiente. Aspirare con cura il surnatante senza disturbare il pellet cellulare e risospendere le cellule in 200 microlitri di PBS. Le cellule sono ora pronte per l'analisi di citometria a flusso.

Per iniziare questa strategia di gating a due fluorocromi e sette marcatori, selezionare il gate dei linfociti e creare un dot-plot con uno dei due fluorocromi utilizzati in questo protocollo su ciascun asse. Gate su cellule T CD8-positive, identificate come cellule CD3 e CD8 doppie positive nell'angolo in alto a destra del dot-plot. Escludere la popolazione CD8 debole, che potrebbe contenere cellule T NK. Gate su cellule T CD4-positive, identificate come la popolazione tra le cellule T CD8-positive e le popolazioni CD3 single-positive.

Gate su cellule T gamma-delta, identificate come cellule CD3 alte. Suddividere le cellule T gamma-delta in CD8-positive e CD8-negative. Gate sulle cellule NK, identificate come la popolazione tra le cellule CD3-positive e CD3-negative. Suddividere le cellule NK in Gate CD8-positivo e CD8-negativo sulle cellule B, identificate come la popolazione CD3-negativa e CD19-positiva nell'angolo in basso a destra del dot-plot.

Seleziona il gate del monocita e crea un dot-plot con uno dei due fluorocromi utilizzati in questo protocollo su ciascun asse. Gate sulla popolazione CD3-negativa, CD14-positiva.

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Ultimo aggiornamento: 1 agosto 2026