Normotermico arresto cardiaco e rianimazione cardiopolmonare: un modello murino di ischemia-riperfusione

Un modello potente per perioperatoria e critica lesioni legate ai reni per acuti è presentato. Utilizzando tutto il corpo ipoperfusione indotta da arresto cardiaco è possibile replicare quasi alterazioni istologiche e funzionali del clinico AKI.

L'obiettivo generale di questa procedura è quello di modellare la riperfusione globale di ischemia Norm Themic per valutare l'effetto degli interventi su questo importante e comune stato patologico. In primo luogo, un topo strumentato anestetizzato viene preparato per l'arresto cardiaco e la rianimazione o RCP. Viene indotto l'arresto cardiaco successivo.

Quindi il topo viene rianimato dall'arresto cardiaco utilizzando compressioni toraciche ed epinefrina. In definitiva, per valutare il danno d'organo sostanziale possono essere eseguiti test funzionali come l'urea nel sangue, l'azoto, la creatinina sierica, l'Alan transferasi, l'aspartato e le transferasi minori e l'istologia. Può essere misurata anche la presenza di biomarcatori precoci come la lipo callin associata alla gelatina neutrofila.

Infine, qui viene valutato l'esito della rianimazione, dimostrato come un trans cardio, perfusione e prelievo renale di 24 ore. Il vantaggio principale di questo modello rispetto agli altri metodi, come i modelli animali più grandi di arresto cardiaco e rianimazione cardiopolmonare, è che i topi da laboratorio sono a basso costo, ubiquitari e disponibili in molti ceppi transgenici. Per iniziare, lubrificare gli occhi di un topo anestetizzato e posizionare l'animale in posizione supina su un termoforo.

Quindi immobilizzare le estremità dell'animale usando del nastro adesivo, posizionando i pori posteriori in una posizione neutra, ma fissando i quattro pori il più vicino possibile alla parete toracica per consentire l'escursione completa della parete toracica durante le compressioni toraciche. Quindi lubrificare e posizionare una sonda di temperatura rettale. Intubare la trachea utilizzando un catetere in teflon calibro 22 e un introduttore angolato.

Il posizionamento endotracheale del tubo può essere confermato utilizzando una pressione positiva o negativa. Utilizzando una pressione positiva, un piccolo volume d'aria viene forzato nel tubo. Se il tubo è travestito piuttosto che posizionato esofageo, il torace si solleva simmetricamente usando la pressione negativa.

Una piccola quantità di liquido viene inserita in un tubo trasparente, che è attaccato al tubo endotracheale. Lo sforzo respiratorio spontaneo del topo sposta il fluido all'interno del tubo. Fissare il catetere endotracheale con un anello di filo all'incisivo, mantenendo una leggera tensione sull'incisivo per mantenere la testa immobilizzata durante le compressioni toraciche.

Ventilare meccanicamente il topo con il ventilatore per roditori impostato a 140 microlitri 150 respiri al minuto. Utilizzando una tecnica sterile e un microscopio operatorio, posizionare un catetere PE 10 pre-lavato nella vena giugulare. Fissare il catetere PE 10 nella chiusura cutanea con adesivo chirurgico cianoacrilato.

Posizionare tre elettrodi ECG sottocutanei, uno vicino a ciascun assio e uno nel quadrante inferiore sinistro dell'addome. Assicurarsi che tutti i cavi siano fissati alla superficie operativa. Ridurre al minimo gli attraversamenti del segnale e ridurre al minimo gli isolanti all'interno del percorso del segnale.

Una volta connesso, ottimizzare il segnale ECG sul monitor. Assicurati che il mouse sia normale. Somministrare 40 microlitri di cloruro di potassio a temperatura ambiente, 0,5 molari per via endovenosa e osservare il tracciato isoelettrico sull'ECG.

Avvia il timer di arresto. Quindi, scollegare il ventilatore e interrompere il vapore anestetico. Spegnere il termoforo e qualsiasi altra apparecchiatura che produca rumore elettronico e possa interferire con il monitoraggio dell'ECG.

Metti una coperta isolante sopra il mouse. Registrare la temperatura ogni minuto durante l'arresto cardiaco. Se necessario, utilizzare una lampada riscaldante per portare la temperatura interna al normale intervallo tematico.

Dopo sette minuti e 30 secondi di arresto cardiaco, ricollegare il ventilatore e aumentare la frequenza a 180 respiri al minuto. L'esecuzione di compressioni toraciche per ripristinare la circolazione spontanea è la parte più complicata di questo modello. Il mouse è piuttosto piccolo, quindi il posizionamento e la pressione sono fondamentali.

Una pressione eccessiva provocherà lesioni polmonari ed epatiche e ridurrà la sopravvivenza. Una pressione insufficiente ridurrà la probabilità di ritorno della circolazione spontanea. Il torace deve essere compresso da un terzo a metà della fila ANA.

La distanza posteriore e il rinculo completo dovrebbero essere consentiti tra le compressioni. L'incapacità di raggiungere la sopravvivenza in questo modello è quasi sempre dovuta a una RCP non ottimale a otto minuti. Avviare le compressioni toraciche a 300 battiti al minuto.

La compressione toracica deve essere erogata con il dito indice. Cinque millimetri sopra il processo xifoideo e leggermente a sinistra dell'infuso della linea mediana. 0,5 millilitri di adrenalina diluiti a 15 microgrammi per millilitro.

Nei primi 30 secondi della RCP, osservare attentamente l'ECG per il ritorno della circolazione spontanea o ROSC, nei primi due minuti si osservano frequenti contrazioni ventricolari premature e cambiamenti nell'asse ECG. ROSC e quasi sempre si risolve in tachicardia sinusale costante. A due minuti, registrare il tempo totale di rianimazione e la dose di epinefrina.

Registrare la temperatura ogni minuto per 10 minuti. Dopo che gli elettrocateteri R-O-S-C-E-K-G possono essere rimossi Quando inizia la respirazione spontanea, di solito entro 12-50 minuti dopo la ROSC, rimuovere il catetere giugulare e utilizzare la pressione diretta per ottenere l'emostasi, estubare la trachea quando la frequenza respiratoria spontanea è superiore a 60 al minuto. Infine, posizionare il topo in una gabbia di recupero su una superficie a temperatura controllata impostata a 37 gradi Celsius per le prime due ore dopo la procedura o più a lungo se necessario per il completo recupero dall'anestesia, la gabbia può essere spostata in condizioni di alloggio postoperatorie standard 24 ore dopo C-A-C-P-R anestetizzare il topo ed eseguire la perfusione transcardio prima con soluzione salina e poi con formalina Dopo la fissazione, Viene eseguita una laparotomia per verificare l'adeguatezza della fissazione renale.

I reni adeguatamente perfusi e fissati sono ben sbollentati. L'arresto cardiaco induce una perdita istantanea della perfusione. Pressione qui rappresentata come pressione arteriosa media o mappa.

Questa perdita di pressione di perfusione provoca la cessazione quasi completa del flusso sanguigno corticale renale regionale o RR CBF durante il periodo di arresto cardiaco nell'area ombreggiata. Come si vede qui, la rianimazione con compressioni toraciche e ritorni di epinefrina è tornata alla normalità e il CBF RR aumenta costantemente nel periodo post-rianimazione. In questa figura, si può vedere come 24 ore dopo la procedura l'azoto ureico nel sangue o la creatinina sierica BUN e l'entità della morte delle cellule tubulari siano tutti significativamente elevati negli animali sottoposti a CA RCP rispetto agli animali trattati con una procedura fittizia ca CPR induce un insulto ischemico pan-organismico qui, evidenza da un massiccio aumento degli enzimi della funzionalità epatica, Alan transferasi o un LT e aspartato a minoro transferasi o un ST in ca, topi CPR rispetto agli animali trattati con sham.

Qui, un western blot eseguito utilizzando un anticorpo policlonale contro la lipo callin associata gelatinosa ai neutrofili o end gal. Viene mostrato un indicatore sensibile di danno ischemico renale. I campioni di urina sono stati ottenuti immediatamente prima del pre e 24 ore dopo C-A-C-P-R in quattro animali rappresentati come A, B, C e D. Questa cifra mostra che l'N gal è massicciamente sovraregolato nelle urine di topo dopo C-A-C-P-R.

Questa figura mostra una colorazione di emato, toin ed eoin di una sezione ilare dell'asse corto del tessuto renale 24 ore dopo la rianimazione cardiopolmonare a chiazze, ma si può vedere un chiaro danno ai tubuli midollari e corticomidollari con ostruzione tubolare una colorazione B di giada fluorurata della stessa regione nello stesso animale. 24 ore dopo C-A-C-P-R può essere visto in questa figura, la fluoro giada B colora le cellule necrotiche di un verde brillante, mostrando una necrosi midollare della tubulina cortico a chiazze. Questi risultati sono sostanzialmente simili ai risultati della biopsia renale negli esseri umani che sviluppano un danno renale acuto o un KI e a differenza di quelli prodotti da altri modelli animali di un KI, durante il tentativo di questa procedura, è importante ricordare di posizionare attentamente il topo prima di un riposo per ridurre al minimo il rumore del segnale ECG e di erogare compressioni toraciche con una pressione ottimale.