Stabilire una configurazione a cellula intera per l'imaging del calcio a due fotoni di fette di cervello

0 visualizzazioni3:44 min • July 8th, 2025

Prendi una pipetta di stimolazione contenente fluorofori rossi insensibili al calcio nel liquido cerebrospinale artificiale, o ACSF.

Posizionare la pipetta vicino al neurone bersaglio in una fetta di ippocampo.

Posizionare una pipetta patch con un elettrodo di registrazione immerso in un elettrolita contenente fluorofori rossi insensibili al calcio e indicatori di calcio verdi vicino al bersaglio.

Applicare una pressione positiva costante per disturbare brevemente la superficie del tessuto, indicando la vicinanza al bersaglio.

Quando la fossetta si forma sulla membrana neuronale, rilasciare la pressione per formare un sigillo.

Applicare una pressione negativa per serrare la guarnizione.

Stabilizzare il potenziale di membrana a una tensione negativa costante.

Continuare con una pressione negativa per rompere la membrana, consentendo agli elettroliti contenenti fluorofori di diffondersi all'interno del neurone.

Visualizzare la fluorescenza rossa della spina dendritica target e allineare la pipetta di stimolazione vicino ad essa.

Applicare impulsi elettrici per aprire i canali del calcio.

Utilizzare la microscopia a due fotoni per visualizzare le variazioni transitorie dei livelli di calcio come indicato dalla fluorescenza verde.

In questa fase, trasferire una fetta di ippocampo in un bagno sotto l'obiettivo di un microscopio a scansione laser a due fotoni. Perfondere continuamente il bagno con ACSF normale ossigenato. Quindi, utilizzare la microscopia a contrasto con interferenza differenziale a infrarossi per individuare una cella di interesse utilizzandone le dimensioni, la forma e la posizione.

Successivamente, riempire una pipetta stimolante con una soluzione normale ACSF contenente il fluoroforo rosso. Abbassalo sopra la fetta in modo che la punta si trovi nella stessa regione della cella di interesse. Successivamente, riempire la pipetta per cerotti con la soluzione per cerotti e fissarla allo stadio per la testa. Posizionalo sopra la fetta in modo che la sua punta sia direttamente sopra la cella di interesse.

Successivamente, inserire una siringa nel rubinetto a tre vie e collegarla alla pipetta per cerotti attraverso un tubo di plastica. Iniettare una pressione positiva costante nella pipetta patch e mantenere il rubinetto in posizione chiusa. Abbassare la pipetta per cerotti fino a quando non si trova proprio sopra la cellula di destinazione. Al contatto con la membrana cellulare, rimuovere la pressione ruotando il rubinetto in posizione aperta.

Quindi, applicare una leggera pressione negativa alla pipetta patch utilizzando una siringa vuota inserita nel rubinetto fino a quando la resistenza della pipetta raggiunge 1 giga ohm. Nella finestra di test della membrana del software di acquisizione dati, bloccare la cella a 60 millivolt negativi. Continuare ad applicare una pressione negativa fino a quando la resistenza della pipetta non diminuisce e si ottiene la configurazione dell'intera cella.

Per registrare i transitori dendritici di calcio indotti dalla stimolazione elettrica, individuare un dendrite di interesse utilizzando il segnale fluorescente rosso. Posizionare la pipetta stimolante sulla superficie della fetta sopra il dendrite di interesse. Abbassare lentamente la pipetta di stimolazione da 10 a 15 micrometri dal dendrite, riducendo al minimo il movimento per evitare di disturbare la configurazione dell'intera cellula.

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Ultimo aggiornamento: 22 agosto 2026