Inibizione mediata da microRNA delle correnti postsinaptiche eccitatorie nelle fette di ippocampo di topo

0 visualizzazioni4:27 min • July 8th, 2025

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Prendiamo le fette di cervello dell'ippocampo di topo contenenti neuroni CA3 infettati con un vettore virale ricombinante.

Il genoma virale esprime un canale attivato dalla luce marcato con un reporter fluorescente e un microRNA che riduce l'espressione dei canali del calcio voltaggio-dipendenti.

Posizionare una fetta in una camera di registrazione in condizioni di oscurità. Utilizzando un microscopio, identificare i neuroni CA3 fluorescenti.

Applicare un elettrodo di registrazione a un neurone CA1 che riceve input dai neuroni CA3 infetti. Rompere la membrana per registrare le correnti ioniche intracellulari.

Applicare un inibitore per bloccare i recettori inibitori dei neurotrasmettitori, consentendo solo segnali eccitatori.

Utilizzando impulsi luminosi, stimola i canali attivati dalla luce nei neuroni CA3 infetti, generando potenziali d'azione.

Nei topi non infetti, il potenziale d'azione attiva i canali del calcio voltaggio-dipendenti, causando un afflusso di ioni calcio che innesca il rilascio di neurotrasmettitori. I neurotrasmettitori innescano correnti postsinaptiche eccitatorie, o EPSC, nei neuroni CA1.

Nei topi infetti, la riduzione mediata da microRNA dei canali del calcio voltaggio-dipendenti provoca l'inibizione dell'EPSC.

Per questo protocollo, utilizzare un animale a cui 15 giorni prima o più era stato iniettato rAAV1/2 nel cervello, secondo un protocollo precedentemente pubblicato da Cetin and company. Isolare il cervello e fare delle fette acute di cervello con un vibratomo e aCSF ghiacciato gassato.

Raccogli le fette della regione di interesse e riduci al minimo la loro esposizione alla luce per evitare l'attivazione della sonda optogenetica. Lasciare riposare le fette per 30 minuti a 37 gradi Celsius nello stesso aCSF. Usa una camera appositamente progettata per contenere fette di cervello. Quindi, riporta le fette a temperatura ambiente dove rimarranno sane per sei-otto ore.

Per procedere, trasferire una fetta nella camera di registrazione e super-fonderla a due millilitri al minuto di aCSF. Successivamente, controllare brevemente il segnale del reporter fluorescente espresso per accertare la localizzazione e l'intensità dell'infezione. Quindi, riempire un elettrodo patch con la soluzione intracellulare.

Ora, sotto l'illuminazione a infrarossi, è possibile ottenere una configurazione di cellule intere a tenuta stagna su un neurone che riceve input sinaptici dai neuroni infetti. La resistenza in serie può essere lasciata non compensata, ma dovrebbe essere costante e bassa. Ad esempio, se i neuroni piramidali CA3 sono stati infettati, rattoppare i neuroni piramidali nel tratto prossimale e mediale della regione CA1.

Quando le cellule iniziano a sembrare rimpicciolite o gonfie, quando il patching diventa difficile o le chiazze sono instabili, allora le fette selezionate non sono abbastanza sane per registrare.

Successivamente, utilizzare la farmacologia per isolare le correnti sinaptiche oggetto di indagine. Ad esempio, se l'obiettivo è quello di studiare la trasmissione sinaptica eccitatoria, bloccare la trasmissione sinaptica inibitoria aggiungendo bicucullina al bagno.

Quindi, evocare correnti sinaptiche come le correnti postsinaptiche eccitatorie utilizzando un laser blu a 473 nanometri accoppiato a una fibra ottica posizionata sui somati dei neuroni infetti. Non dirigere il laser sugli assoni del neurone.

Ad esempio, evitate di mettere in luce i materiali collaterali di Schaffer. La depolarizzazione diretta degli assoni non è desiderabile. Quindi, regolare la lunghezza della stimolazione al minimo per ridurre la possibilità di evocare più di un potenziale d'azione per impulso luminoso.

Successivamente, affina l'intensità del laser per evocare una corrente sinaptica piccola ma chiaramente rilevabile. Ad esempio, per la trasmissione sinaptica eccitatoria tra i neuroni piramidali CA3 e CA1, regolare l'intensità del laser per evocare correnti sinaptiche da 20 a 50 picoampere.

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Ultimo aggiornamento: 15 agosto 2026