JoVE Encyclopedia of Experiments
Neuroscienze
0 visualizzazioni • 3:54 min • July 8th, 2025
Posizionare un vetrino coprioggetti contenente cellule renali embrionali che esprimono canali ionici dipendenti dalla luce e una proteina reporter fluorescente su una camera di misurazione applicata al silicio. Chiudilo e aggiungi un buffer esterno.
Posizionare questa camera al microscopio. Posizionare un elettrodo da bagno riempito di agar. Perfondere con un tampone per rimuovere i terreni residui e le cellule morte.
Utilizzando un filtro a fluorescenza, identificare e mettere a fuoco la cellula bersaglio.
Collegare una pipetta patch a un micromanipolatore. Applicare pressione per evitare l'intasamento e avvicinarsi alla cella.
Posizionare la pipetta vicino alla cellula e rilasciare una pressione positiva per formare un cerotto di membrana sul puntale.
Dopo aver formato il cerotto della membrana, applicare una pressione negativa per rompere la membrana.
Applicare una luce di una lunghezza d'onda specifica per aprire i canali ionici. Il movimento degli ioni viene registrato come variazione di tensione da parte dell'elettrodo.
Per iniziare, sigillare la camera di misura con silicone per evitare perdite dal tampone esterno. Quindi, posizionare un vetrino coprioggetti nella camera e chiuderlo. Riempire accuratamente la camera con tampone extracellulare per evitare che le cellule si stacchino. Quindi, posizionare la camera di misura sotto il microscopio utilizzando l'obiettivo 40x per la visualizzazione cellulare.
Quindi, posizionare un ponte di agar sull'elettrodo del bagno e posizionarlo nella camera insieme al sensore di livello del fluido e all'uscita di perfusione del gestore del bagno. Sostituire la soluzione extracellulare due volte con 1 millilitro di soluzione esterna fresca per rimuovere il terreno di coltura residuo e le cellule staccate. Metti a fuoco le cellule e cerca una cellula trasfettata, che deve essere isolata dalle altre cellule. Quindi, usa un set di filtri a tripla banda e una luce arancione per eccitare e visualizzare mCherry.
Montare la pipetta sul portapipetta e applicare una pressione positiva per evitare l'intasamento del puntale. Individuare la punta della pipetta per cerotti sotto il microscopio e spostarla vicino alla cellula utilizzando il micromanipolatore.
All'interno del software di acquisizione dati, avviare il test della membrana in modalità Bath e applicare un passo di tensione. Controllare se la resistenza della pipetta è compresa nell'intervallo desiderato da 1,3 a 3,0 megaohm. Quindi, azzerare le correnti di offset e regolare il potenziale della pipetta ruotando la manopola di offset della pipetta sull'amplificatore.
Per stabilire un cerotto nella configurazione a cellula intera, avvicinarsi lentamente alla cellula con la pipetta a cerotto dall'alto e rilasciare la pressione positiva subito prima di toccare la cellula. Compensare la capacità della pipetta ruotando la manopola di compensazione della capacità della pipetta per ottenere una risposta piatta dell'impulso di prova.
Impostare il test della membrana in modalità Cella. Quindi, rompere il cerotto senza distruggere il sigillo applicando brevi impulsi di pressione negativa o pressione negativa con forza crescente per ottenere la conformazione dell'intera cellula.
Avvia la compensazione della resistenza in serie impostando i due parametri dell'intera cella, la capacità della cella e la resistenza in serie. Registra le correnti indotte dalla luce a diversi potenziali di mantenimento. Questa figura mostra che durante l'illuminazione con luce verde, PSACR1 presenta una corrente transitoria veloce che decade rapidamente a un livello di corrente stazionaria.
In questo articolo viene descritto un metodo per registrare le correnti ioniche indotte dalla luce in cellule renali embrionali mediante tecniche di patch-clamp. Il processo prevede l'isolamento di cellule trasfettate e l'applicazione di specifiche lunghezze d'onda della luce per attivare i canali ionici.
La elettrofisiologia optogenetica consente un'analisi precisa della funzione dei canali ionici in cellule vive, supportando la validazione degli bersagli in neuroscienze e farmacologia. Collegando la stimolazione luminosa a risposte elettrofisiologiche misurabili, questo metodo fornisce dati quantitativi per la riduzione del rischio meccanicistica dei modulatori dei canali ionici. Questo approccio aumenta la fiducia predittiva nella fase iniziale della scoperta, permettendo una valutazione riproducibile e controllata dalla luce della selettività e della cinetica dei canali.
Il metodo si integra nei flussi di lavoro della fase iniziale di scoperta fornendo un saggio elettrofisiologico controllato dalla luce per la caratterizzazione dei canali ionici, supportando l'identificazione dei composti promettenti attraverso la validazione funzionale.
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Ultimo aggiornamento: 22 agosto 2026