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Prendete un chip microfluidico contenente neuroni dell'ippocampo di ratto.
Il chip è dotato di serbatoi somatici e assonali, con compartimenti divisi da microsolchi, che compartimentalizzano efficacemente i neuroni e isolano le regioni somatiche e assonali.
Rimuovere il terreno e aggiungere la formaldeide. Incubare per fissare i neuroni e preservarne la struttura.
Rimuovere la formaldeide in eccesso e lavare con tampone. Quindi, aggiungi un detergente per permeabilizzare i neuroni.
Sostituire il detergente con una soluzione bloccante per bloccare i siti di legame non specifici.
Rimuovere la soluzione bloccante e incubare con anticorpi primari che si legano a specifici marcatori sinaptici neuronali, che sono proteine di membrana integrali sulle vescicole sinaptiche.
Rimuovere gli anticorpi non legati e lavare con tampone.
Incubare con anticorpi secondari marcati con fluorofori che si legano agli anticorpi primari che hanno come bersaglio i marcatori sinaptici.
Rimuovere gli anticorpi secondari non legati e lavare con tampone.
Sotto un microscopio confocale, visualizzare il chip per visualizzare i marcatori sinaptici neuronali fluorescenti.
Per iniziare l'immunocolorazione a fluorescenza, rimuovere la maggior parte del terreno dal chip, mantenendo idratati gli scomparti interni. Aggiungere immediatamente, 100 microlitri di soluzione di fissazione ai pozzetti superiori dei compartimenti assonale e somatico.
Dopo un minuto, aggiungere 100 microlitri di soluzione di fissazione ai pozzetti inferiori e fissare le cellule per 30 minuti a temperatura ambiente. Rimuovere la maggior parte della soluzione dai pozzetti e aggiungere immediatamente 150 microlitri di PBS a ciascuno dei pozzetti superiori dei compartimenti assonale e somatico. Attendere due minuti affinché il PBS scorra nei pozzetti inferiori, quindi rimuovere il PBS e sciacquare i pozzetti altre due volte utilizzando lo stesso processo.
Dopo l'ultimo risciacquo, rimuovere la maggior parte del PBS dai pozzetti del chip e aggiungere immediatamente 150 microlitri di PBS con Triton X-100 allo 0,25% a ciascuno dei pozzetti superiori dei compartimenti assonale e somatico.
Attendere 15 minuti, quindi rimuovere la maggior parte del liquido dai pozzetti. Aggiungere immediatamente 150 microlitri di soluzione bloccante a ciascuno dei pozzetti superiori dei compartimenti assonale e somatico. Dopo 15 minuti, rimuovere la maggior parte del liquido dai pozzetti e aggiungere immediatamente 100 microlitri della soluzione di anticorpi primari a ciascuno dei pozzetti superiori dei compartimenti assonale e somatico.
Coprire il chip per ridurre al minimo l'evaporazione e incubare le cellule nell'anticorpo primario per un'ora a temperatura ambiente. Successivamente, sciacquare il chip rimuovendo la maggior parte della soluzione e aggiungendo immediatamente 150 microlitri di PBS a ciascuno dei pozzetti superiori dei compartimenti assonale e somatico. Dopo cinque minuti, rimuovere il PBS da entrambi i pozzetti e ripetere il risciacquo altre due volte.
Ora, rimuovere la maggior parte del liquido dai pozzetti e aggiungere immediatamente 100 microlitri di anticorpo secondario in PBS a ciascuno dei pozzetti superiori dei compartimenti assonale e somatico. Coprire il chip per ridurre al minimo l'evaporazione e incubare il chip per un'ora a temperatura ambiente. Come mostrato in precedenza, sciacquare il chip tre volte con PBS. Quindi, montare e creare l'immagine dei chip come descritto nel protocollo di testo allegato.