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Inizia con una fetta cerebellare ottenuta dal cervello di un cucciolo di ratto postnatale in una piastra a più pozzetti contenente terreno.
Rimuovere il terreno e incubare la fetta in una soluzione di colorante fluorescente citoplasmatico per marcare le cellule granulari (GC).
Trasferire la fetta su una membrana di inserimento transwell e rimuovere il colorante in eccesso.
Rimuovere l'inserto e riempire il pozzetto con il fluido. Quindi, sostituire l'inserto e aggiungere il terreno per coprire il tessuto.
Incubare per consentire al tessuto di attaccarsi alla membrana dell'inserto.
Trasferire la piastra in un'incubatrice collegata a un macroscopio confocale e posizionare un coperchio di vetro sulla piastra.
Impostare le condizioni di coltura, incubare ulteriormente il tessuto, quindi iniziare l'imaging.
Dopo l'illuminazione laser, i GC marcati diventano fluorescenti.
Acquisisci immagini time-lapse per visualizzare la migrazione radiale dei GC attraverso lo strato molecolare del cervelletto.
Utilizzando il software di imaging, analizzare la distanza migratoria dei GC.
Dopo aver affettato il campione, utilizzare una pipetta a bulbo bianco troncato per trasferirlo con un po' di HBSS in una piastra a sei pozzetti. Caricare fino a tre fette in ogni pozzetto. Successivamente, dopo aver svuotato il terreno in ogni pozzetto caricato, aggiungere cinque millilitri di soluzione di carico contenente 10 micromolari del colorante fluorescente. Per proteggere i campioni dalla luce, coprire la piastra con un foglio. Quindi mettere la piastra su un mutatore impostato a 35 giri/min. Lasciare incubare la piastra per 10 minuti a temperatura ambiente per consentire al colorante di etichettare le cellule.
Ora, trasferire le fette come prima sulla membrana di un inserto transwell che ha tre micron di pori. Quindi aspirare il mezzo di caricamento, lasciando solo le fette. A questo punto, rimuovere l'inserto e le fette per riempire il pozzetto con 1,9 millilitri di DMEM. Quindi rimetti l'inserto e aggiungi altri 100 microlitri di DMEM per coprire i tessuti.
Incubare questo preparato per due ore, dopodiché le cellule dei granuli saranno visibili. Trasferire la piastra senza coperchio in una camera climatica con flusso di gas costante su un macroscopio confocale. Quindi, posizionare un coperchio di vetro sull'inserto della piastra del macroscopio confocale. Per gli esperimenti in time lapse, lasciare che le cellule incubino nella camera per altre due ore prima di procedere.
Per visualizzare le cellule granulari che migrano nelle fette di tessuto, illuminare la preparazione con luce a 488 nanometri e utilizzare un obiettivo a secco 2X. Rileva emissioni di fluorescenza da 500 a 530 nanometri. Utilizzando ImageJ, per ogni immagine del filmato time lapse, eseguire una proiezione Z stack utilizzando la modalità di deviazione standard.
Regola il contrasto e i livelli di luminosità di ogni immagine in modo che le celle granulari etichettate siano facili da vedere. Ora, scegli il plug-in Tracciamento manuale dal menu di analisi delle particelle. Usa il plug-in per fare clic sul punto centrale di ciascun corpo cellulare etichettato durante la sequenza di immagini time lapse. Quindi esporta i dati di tracciamento grezzi in un foglio di calcolo per ulteriori analisi.
Riorganizzate i dati di tracciamento grezzi esportati da ImageJ con uno strumento intelligente che identifica ogni cella e le posizioni associate. Utilizzando il programma, calcolare la distanza totale percorsa e la velocità media di migrazione per ogni cella.