方法論記事

exの子宮内エレクトロポレーションと全半球植：早期皮質の発達についての研究のための簡単な実験方法

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DOI：

10.3791/50271

⸱

2013年4月3日

 ,  ,  , 
1Department of Neuroscience and Physiology, SUNY Upstate Medical University

* These authors contributed equally

この記事について

サマリー

このプロトコルは含ま改良植手順を説明 EX子宮マウス胎児から全体の大脳半球のエレクトロポレーション、解剖や文化。準備が早い皮質開発中に遺伝子機能の薬理試験およびアッセイを容易にします。

要約

皮質の発達は、前駆細胞、血管、髄膜および関連する細胞外マトリックスを含む神経細胞と非神経要素間の複雑な相互作用を伴います。彼らは適切な器官の環境を提供するため、皮質スライス外植片は、多くの場合、ニューロンの分化·発達を制御し、それらの相互作用を調べるために使用されます。有益なものの、スライス植モデルは異常な細胞積層および移行などの欠点に苦しむことができます。ここでは、皮質切片より準備が簡単で、一貫性のある器官の移行およびラミネーションを示す初期の皮質の発達についての研究のために全体の大脳半球の植​​システムについて報告する。このモデルシステムでは、初期のラミネーションと移行パターンは、preplate分割の期間を含め、in vitroでの 2日間にわたって、通常の前向き皮質層の間に6フォームを進みます。次に、 元の子宮内エレクトロポレーション（EUEP）を開発背内側皮質に開発ニューロンにGFPの発現を標的に〜80％の成功を実現したアプローチ。

全体の半球植モデルはエレクトロポレーション、薬理学的介入とライブイメージングアプローチのための初期の皮質発達にアクセスできるようになります。トランスフェクションおよび面積ターゲティング一貫性の両方を向上させながら、この方法では、 子宮内エレクトロポレーション（IUEP）アプローチで求められる生存の手術を回避することができます。この方法では、神経細胞の増殖、遊走および分化の実験的研究を促進するであろう。

概要

連続して生成されたニューロンの協調的な増殖、遊走及び分化を通じて哺乳類大脳皮質を形成する。各ニューロンは脳室帯に生まれた（VZ）と皮質板（CP）の1を形成し 、中間帯（IZ）にVZから移動されています。彼らは異なる皮質領域を通過する際、移行のニューロンが細胞外環境と開発組織内の他の細胞成分（ 例えば放射状グリア）に依存する移行2,3の複数のモードを表示します。皮質ニューロンはその後ニューロン移動の逮捕とdendritogenesis 4の同時プロセスにおける成形皮質板の上部に移行を逮捕。

皮質の発達は、胚の始原日網状層6またはpreplate（PP）、その上に重なるVZパイオニアニューロンの層の設立を通じて、11月13日（E11-13）5との間で開始されます。プロスペクティブその後層6皮質ニューロン（VZで生まれすなわち第一皮質ニューロン）の向きは、そのステレオタイプのパターンで細胞体およびPP 7内の別個の層に合体。これらのイベントは、表面的な限界（将来の皮質第1層）とディープゾーン、サブプレート細胞（一過性皮質の第7層）から成る後者にpreplateを分割します。このプロセスは、preplate分割と呼ばれる、大脳皮質8の将来の成長の基盤となるイベントです。

多くの遺伝的変異は皮質発達9の様々な側面を混乱させることが確認されている。皮質の開発も悪影響コカイン10とアルコール11と摂取毒素への暴露によって影響を受ける可能性があります。開発中に発生する皮質奇形、神経障害（ 例えば自閉症、統合失調症）への貢献者である可能性が高いので、皮質発達に摂動の実証的調査が内在している重要LY。これは、遺伝的または毒素効果の迅速なアッセイを可能にするだけでなく、脳の発達12の初めに、この期間中に差別ニューロン、他のタイプの細胞と細胞外マトリックス（ECM）との間の相互作用の可能性を維持することが皮質の発達を研究するための手法を確立するためにかなりのに重要である。

スライス外植片13は、このようなシステムを提供していると広くアッセイ皮質ニューロンの発達14から16に使用されてきた。しかし、スライスアッセイは、神経細胞の遊走およびラミネーションは、おそらく脳の発達とアンカー放射状グリア足場を囲む髄膜細胞への損傷によって17異常なことができないという欠点に苦しむことができます。放射状グリア繊維はスライスによる基底膜の皮質ニューロンの移行18中断のための重要な基質であるとしてローカルに放射状グリアアーキテクチャを混乱させ、変化した皮質の移行につながる可能性があります。加えてSLI外植片の表面CEDは、これらの分野におけるECMの通常の構図を変化させることができる死んだ細胞の領域を提供します。

より最近のアプローチは適切な健康な細胞型とECMに囲まれているスライスの奥深くにある細胞に自分の分析を当てている。しかし、いくつかのケースでは、これらの新しいアプローチは、元の厚い培養スライスはスライスの比較的正常なインテリアが分析19から21のために利用可能になるように固定後、凍結切片またはパラフィン包埋切片であることを必要とすることができます。文化だけでなく、分析のために固定されたスライスのその後の凍結セクショニングのライブスライスを準備するセクショニングオリジナルビブラトーム両方がこれらのアッセイのためのケアと労力が動作する必要があります。

初期の皮質の発達についての研究のためのシンプルな、補完的なアプローチを提供するために、我々は初期の皮質の発達についての研究を促進する13既存のスライスのアプローチを変更しました。我々は、WHを開発した65分当たりの回転数と16〜18時間22,23に対して許可される器官の成長で振とう培養を関与して既存のE14全半球モデルに似たOLE半球植モデル。我々のアプローチでは、全体の半球の外植片を48時間器官皮質の成長を延長するために、高酸素培養雰囲気21,24内で半透膜13の上に配置されます。また、このアプローチは、皮質ニューロンの開発の一貫したエレクトロポレーションを可能にします。胚が子宮から取り出され、プラスミドDNAを導入するエレクトロポレーションとは、その後、終脳解剖されています。各半球を単離し、コラーゲンコートフィルタで内側を下に配置されます。外植片は、その後、48時間、preplate分割8を含む期間の期間培養する。培養期間中、L6のニューロンは皮質板内に正しく配置区別ニューロン25に前駆体から開発しています。この期間を通じて開発神経細胞は、 生体内の対応するセルに立ち向かうであろう適切なECMと細胞型に囲まれています。このシステムはすでにエタノール毒性26、層6の形成とpreplate分割7,25の根底にある携帯電話のイベントを解読に貴重であると判明しました。

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プロトコル

プラスミドグリーン蛍光タンパク質発現との1。 のEx子宮内エレクトロポ

  1. プラスミドDNAの注射液は、蒸留H 2 O中0.33 mg / mlの最終作業濃度まで希釈したCAG-EGFP DNAを27を用いて製造されるキアゲン遠藤フリーマキシプレップは、形質転換された細菌からプラスミドを精製するために使用されています。 〜0.02％（w / vの最終）での高速グリーン色素が注入トレーサとしてのDNA溶液に添加される。
  2. 外科領域を用意し、70％エタノール溶液でベンチトップと解剖顕微鏡のステージを下スプレーして拭いてください。前切開に70％エタノールで手術用のハサミとピンセットをスプレーし、水分を拭き取ります。
  3. すべての動きは、少なくとも1分間停止するまで時限妊娠スイス/ウェブスターダムは加圧シリンダからCO 2を充填し、ダムが監視されるチャンバ内に転送することによりE13に屠殺されています。 CO 2吸入によって犠牲にした後の胚は子宮から取り出され、内に配置10cmペトリ皿含む氷冷ハンクス平衡塩類溶液（HBSS）。
  4. 慎重に周囲の胚体外膜から各胚を分析し、氷冷HBSSに保つ。
  5. 冷HBSSを含む第二の10cmペトリ皿に個別に各胚を転送します。将来の分析のために皮質領域から空間的に分離した皮質領域に注入するために世話をして、左大脳半球の脳室にDNA速い緑混合の2-3μlを注入するためにハミルトンシリンジを使用しています。
  6. エレクトロポには、鉗子で軽く胚を保持し、軽く頭の背側正中線上にピンセット電極の正のパドルを置き、軽く胚のあごの下に負のパドルを置く。エレクトロポを950ミリ秒間隔で区切った50ミリ長さの5〜30 Vのパルスを提供するようにプログラムBTX830エレクトロで達成される。これらの設定はBTX830モデル用です。他のシステムは、製造業者の命令に従って使用することができるNS。

2。全体の半球植準備

  1. エレクトロポレーション後の胚は氷冷HBSSに戻されています。脳は胚ヘッドから皮膚と軟骨頭蓋骨を除去するために2つの＃5宝石商の鉗子を用いて除去する。鉗子は、その後、頭蓋骨から無傷の脳を削除するには、脳の下にスライドさせる。エレクトロポレーションした半球（左）は、脳から離れて解剖され、添付された中脳組織が削除されます。解剖手順ケアを通して左半球皮質を覆う髄膜に損傷を与えないように注意されています。
  2. 一度解剖し、各胚は、カット1ミリリットルピペットチップでピペッターを使用してHBSS中に転送されます。半球は優しくコラーゲンコート培養インサート上に排出されます。最大6つの半球の外植片には、各24ミリメートルの挿入時に内側を下に配置されている。一度配置された、過剰HBSSをインサートから削除され、挿入はその後6ウェル皿のウェル1 35ミリメートルに配置されます。井戸はエクサが含まれていますメディアのctly 2.7ミリリットル：グルタマックスと2％のB-27を補充し、1％G5および1％ペニシリン - ストレプトマイシンを含むDMEM-F12培地。井戸からのメディアの数滴は、各外植片の上にピペッティングすることができますが、ウェルあたり2.7ミリリットルのオリジナル過剰にメディアを追加しないでください。
  3. 外植片はコラーゲンフィルター上に配置されていたら、外植片を含む6ウェルディッシュはビラップスローゼンバーグ（BR）の室（また、水の加湿皿を含む）に置かれます。 95％/ 5％酸素/ CO 2混合ガスは、チャンバを閉じて密封し、95％/ 10％酸素/ CO 2ガス供給管を切断する前に、少なくとも1分間チャンバー内に注入される。 BR室は、その後培養期間の残りの37℃の組織培養インキュベーター、1-2 DIVに配置されます。

3。組織学的検査のための植組織の固定

  1. ドラフト内で予熱した（〜80＆ド100ml中のホルムアルデヒドの最初の可溶化8グラムによってパガーノ固定溶液を調製グラム、C）蒸留H 2 O可溶化を促進し、穏やかに攪拌し、NaOHを集中して1-3滴を追加します。一度500mMのスクロース、100mMのHEPES、pH7.4で、50 mMのMgCl 2、250mMスクロース、50mMのHEPES中4％パラホルムアルデヒドの最終濃度5mMのKClであることは、ソリューションに8％パラホルムアルデヒド溶液を1:1で混ぜて可溶化、25 mMのMgCl 2、2.5mMのKClで、pHは7.4。
  2. 外植片を37℃にパガーノ修正液を温める修正するには迅速に各ウェルの培養物からDMEM/F12メディアのほとんどを除去し、外植片の各ウェルにパガーノ修正5mlを加える。修正で完全に各外植片をカバーすることを確認してください。室温で1時間を修正しました。前に固定の1時間にフィルターから外植片を外さないでください。
  3. 固定後パガーノ修正液を除去し、修正せずにパガーノ溶液（250mMスクロース50mMのHepes、25mMのMgCl 2を 、2.5mMのKClを、pH 7.4）で置き換えます。埋め込みまで4℃で10％のアジ化ナトリウムや店舗℃で数滴を追加します。

4。埋め込みとS組織学のためectioning

  1. 温水（55℃）100mlにふくらはぎ皮ゼラチン10gを可溶化することにより10％ウシ皮膚ゼラチン溶液を調製します。ホットプレートの上に置いてゼラチン溶液は、可溶化されるまで、定期的に60℃と渦を設定します。
  2. 10cmペトリ皿の底に10％のゼラチン溶液約10mlを注ぎ、30分が凝固することができます。これは、外植片を埋め込むための "パッド"を形成します。これらのパッドは、事前に準備された日とし、4℃で保存することができますシャーレの底に格子を描き、グリッドの各ボックスに、個々の外植片を転送するために定規を使用しています。残留パガーノ溶液を除去し、ピペッターを使用して、暖かい10パーセントゼラチン溶液で各外植片をカバーし、固化することができます。各外植片が完全にあまりにも多く、一度に温めるゼラチンを添加することによりパッドを溶融しないように注意しながら、ゼラチンで囲まれるまでゼラチン溶液をゆっくり添加を再開します。 〜1時間硬化さゼラチンを可能にします。一度個々ををかたくなにUAL外植片は、ゼラチンの小さなブロックに切り出すことができる。ブロックは、前ビブラトームとセクショニングに24〜48時間の修正パガーノで後固定されています。
  3. ゼラチンブロック内の外植片は嗅球を配置し、厚さ100μmにおける前頭面に区画されています。セクションは、収集され、保管され、PBS中の4で+ 0.1％アジ化ナトリウム°Cの免疫組織化学的処理まで。
  4. 免疫組織化学的検出、24ウェルプレート（ウェルあたり2から3節）にセクションを転送することによって行われます。 + B（PBS + 0.5％トリトンX 100、2％BSA）を0.5ミリリットルPBSTを追加することにより、結合の最初のブロック、非特異的抗体を各ウェルに、穏やかに振盪しながら1時間インキュベートする。適切な一次抗体は、その後、PBST + Bで希釈し、ウェルあたり0.4mlを室温で一晩のインキュベーションのために追加されます。プライマリは3X PBSは、少なくとも10分間ずつ洗浄して洗い流す。二次抗体、2μg/ mlのヘキスト33342核染色法は、その後、PBST + Bで希釈し、サンプルを室温で2時間インキュベートする。穏やかに振盪しながら。三PBSの洗浄（10分毎に）が実行され、その後のセクションでは、90％グリセロール、50mMトリス、pH7.4の、マウントメディアを使用して、スライド上に搭載されている。

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結果

げっ歯類の胚性皮質が発達期間を通して横neurogenetic勾配を示し、そのようなその横新皮質は、背内側皮質28よりも約1日より成熟している。 6層のニューロンの大部分はこのように横皮質でE12に（また、フィールド40 5と呼ばれる）とE13で背内側野（またフィールド1〜5と呼ばれる）で（S期の最終的なを示すIE）が生成されます。 Preplate分割は6層ニューロンの生成後約1日から始まりますので、E13の上の横皮質およびE14の上で背側皮質で開始されます。 preplate分割と皮質板の開発の開始を検討するために、我々は全体の大脳半球がE13からE15（ 図1）に一般的に培養されたことを21,24などのスライス植アッセイを変更しました。

我々は全体の半球外植dの成長を調べることにより、皮質植技術の実行可能性をテストしたTG（Eomes :: EGFP）GSATマウス（ 図2）からerived。このマウス系...

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ディスカッション

全体の半球外植片 - - 早期皮質発達の研究（E13-E15）のための我々は実験モデルを改善し、評価した。モデルは、移行および大脳皮質25,37の層6を構成する興奮性ニューロン系統の分化の解析に有用であることが証明されました。システムの主な利点は、準備が単純、脳の発達のこの早期、臨界期中にエレクトロポレーション、薬理学的操作とイメージングのためのニューロン〜3）実験的なアクセス））2 DIVの器官の成長、2 1アール。我々は、形態、方向、およびpreplate分割の期間中に6層の皮質ニューロン7,38の樹枝状成長の微妙な違いを文書化するシステムを使用している。

層6を移入興奮性神経細胞は、主に背側視床39,40に逆数の入力を提供corticothalamic投射ニューロンから構成されていると皮質41における神経機能の同期で機能的に参加するという仮説を立てている。これらのニューロンは生理的に特化しているが、層の生成、移動および成熟過程6層ニューロンの大脳皮質の2-6のすべての...

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開示事項

著者らは、彼らが競合する経済的利益を持っていないことを宣言します。

謝辞

この作品は、NINDS（NS066071）とNIAAAからの助成金をサポートされていました。 （P50AA017823）エコへ。著者は、ロバート·クインと動物のケアのための実験動物資源学科のスタッフに感謝します。私たちは夏の学部リサーチフェロー（SURF）などの支援については、テクニカル·サポートのためにニコールBelletierをジャドソンベルモントに感謝します。また、コメントにデビッドキャメロンに感謝し、原稿の以前のバージョンで編集します。

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材料

この記事で使用された材料の一覧
名前会社カタログ番号コメント
Reagents
DMEM/F12 + GlutaMAXGIBCO10565
G5 Supplement 100XInvitrogen17503-012
B27 Serum-Free Suppl. 50XInvitrogen1504-044
Pen/Strep Liquid 100XInvitrogen15140-122
HBSS 500 mlGIBCO14025
培養インサートコラーゲンコーティングCostar3492
シ皮膚ゼラチンシグマG9382
H–chst 33342InvitrogenH1399
ウシ血清アルブミンSigma7906
EndoFree プラスミド マキシキットQiagen12362
Equipment
BTX 830 エレクトロポレーターハーバード装置450052
ピンセット電極 10mmハーバード 装置450166
インキュベーターBillups RothenbergMIC-101
ハミルトン シリンジ (5uL)ハミルトン87930
ハミルトン シリンジ ニードルハミルトン7803-041 インチ 4
インチ デュモン #5 鉗子FST11251-10
ファインはさみ タフカット 9 cmFST14058-09
ウ

参考文献

  1. Rakic, P. Principles of neural cell migration. Experientia. 46, 882-891 (1990).
  2. Tabata, H., Nakajima, K. Multipolar migration: the third mode of radial neuronal migration in the developing cerebral cortex. J. Neurosci. 23, 9996-10001 (2003).
  3. Noctor, S. C., Martinez-Cerdeno, V., Ivic, L., Kriegstein, A. R. Cortical neurons arise in symmetric and asymmetric division zones and migrate through specific phases. Nat. Neurosci. , (2004).
  4. Olson, E. C., Kim, S., Walsh, C. A. Impaired neuronal positioning and dendritogenesis in the neocortex after cell-autonomous Dab1 suppression. J. Neurosci. 26, 1767-1775 (2006).
  5. Takahashi, T., Goto, T., Miyama, S., Nowakowski, R. S., Caviness, V. S. Sequence of neuron origin and neocortical laminar fate: relation to cell cycle of origin in the developing murine cerebral wall. J. Neurosci. 19, 10357-10371 (1999).
  6. Marin-Padilla, M. Early prenatal ontogenesis of the cerebral cortex (neocortex) of the cat (Felis domestica). A Golgi study. I. The primordial neocortical organization. Z. Anat. Entwicklungsgesch. 134, 117-145 (1971).
  7. Nichols, A. J., Olson, E. C. Reelin promotes neuronal orientation and dendritogenesis during preplate splitting. Cerebral Cortex. 20, 2213-2223 (2010).
  8. Sheppard, A. M., Pearlman, A. L. Abnormal reorganization of preplate neurons and their associated extracellular matrix: an early manifestation of altered neocortical development in the reeler mutant mouse. J. Comp. Neurol. 378, 173-179 (1997).
  9. Manzini, M. C., Walsh, C. A. What disorders of cortical development tell us about the cortex: one plus one does not always make two. Current Opinion in Genetics & Development. 21, 333-339 (2011).
  10. Jones, L., Fischer, I., Levitt, P. Nonuniform alteration of dendritic development in the cerebral cortex following prenatal cocaine exposure. Cereb. Cortex. 6, 431-445 (1996).
  11. Olney, J. W. Fetal alcohol syndrome at the cellular level. Addict. Biol. 9, 137-149 (2004).
  12. Levitt, P., Reinoso, B., Jones, L. The critical impact of early cellular environment on neuronal development. Prev. Med. 27, 180-183 (1998).
  13. Stoppini, L., Buchs, P. A., Muller, D. A simple method for organotypic cultures of nervous tissue. J. Neurosci. Methods. 37, 173-182 (1991).
  14. O'Rourke, N. A., Dailey, M. E., Smith, S. J., McConnell, S. K. Diverse migratory pathways in the developing cerebral cortex. Science. 258, 299-302 (1992).
  15. Elias, L. A., Wang, D. D., Kriegstein, A. R. Gap junction adhesion is necessary for radial migration in the neocortex. Nature. 448, 901-907 (2007).
  16. Franco, S. J., Martinez-Garay, I., Gil-Sanz, C., Harkins-Perry, S. R., Muller, U. Reelin regulates cadherin function via Dab1/Rap1 to control neuronal migration and lamination in the neocortex. Neuron. 69, 482-497 (2011).
  17. Gotz, M., Bolz, J. Formation and preservation of cortical layers in slice cultures. J. Neurobiol. 23, 783-802 (1992).
  18. Cameron, R. S., Rakic, P. Identification of membrane proteins that comprise the plasmalemmal junction between migrating neurons and radial glial cells. J Neurosci. 14, 3139-3155 (1994).
  19. Lizarraga, S. B., Coser, K. R., Sabbagh, M., Morrow, E. M. Methods for Study of Neuronal Morphogenesis: Ex vivo RNAi Electroporation in Embryonic Murine Cerebral Cortex. J. Vis. Exp. (63), e3621(2012).
  20. Jossin, Y., Goffinet, A. M. Reelin signals through phosphatidylinositol 3-kinase and Akt to control cortical development and through mTor to regulate dendritic growth. Mol. Cell Biol. 27, 7113-7124 (2007).
  21. Jossin, Y., Ogawa, M., Metin, C., Tissir, F., Goffinet, A. M. Inhibition of SRC family kinases and non-classical protein kinases C induce a reeler-like malformation of cortical plate development. J. Neurosci. 23, 9953-9959 (2003).
  22. Kingsbury, M. A., Rehen, S. K., Contos, J. J., Higgins, C. M., Chun, J. Non-proliferative effects of lysophosphatidic acid enhance cortical growth and folding. Nat. Neurosci. 6, 1292-1299 (2003).
  23. Rehen, S. K., et al. A new method of embryonic culture for assessing global changes in brain organization. J. Neurosci. Methods. 158, 100-108 (2006).
  24. Jossin, Y., et al. The central fragment of Reelin, generated by proteolytic processing in vivo, is critical to its function during cortical plate development. J. Neurosci. 24, 514-521 (2004).
  25. O'Dell, R. S., et al. Layer 6 cortical neurons require Reelin-Dab1 signaling for cellular orientation, Golgi deployment, and directed neurite growth into the marginal zone. Neural. Dev. 7, 25(2012).
  26. Powrozek, T. A., Olson, E. C. Ethanol-induced disruption of Golgi apparatus morphology, primary neurite number and cellular orientation in developing cortical neurons. Alcohol. , (2012).
  27. Matsuda, T., Cepko, C. L. Electroporation and RNA interference in the rodent retina in vivo and in vitro. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 101, 16-22 (2004).
  28. Suter, B., Nowakowski, R. S., Bhide, P. G., Caviness, V. S. Navigating neocortical neurogenesis and neuronal specification: a positional information system encoded by neurogenetic gradients. The Journal of Neuroscience : The Official Journal of The Society for Neuroscience. 27, 10777-10784 (2007).
  29. Englund, C., et al. and Tbr1 are expressed sequentially by radial glia, intermediate progenitor cells, and postmitotic neurons in developing neocortex. J. Neurosci. 25, 247-251 (2005).
  30. Kwon, G. S., Hadjantonakis, A. K. Eomes::GFP-a tool for live imaging cells of the trophoblast, primitive streak, and telencephalon in the mouse embryo. Genesis. 45, 208-217 (2007).
  31. Pearlman, A. L., Sheppard, A. M. Extracellular matrix in early cortical development. Prog. Brain Res. 108, 117-134 (1996).
  32. Milev, P., et al. Differential regulation of expression of hyaluronan-binding proteoglycans in developing brain: aggrecan, versican, neurocan, and brevican. Biochemical and Biophysical Research Communications. 247, 207-212 (1998).
  33. Kwan, K. Y., et al. SOX5 postmitotically regulates migration, postmigratory differentiation, and projections of subplate and deep-layer neocortical neurons. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 105, 16021-16026 (2008).
  34. McKenna, W. L., et al. Tbr1 and Fezf2 regulate alternate corticofugal neuronal identities during neocortical development. The Journal of Neuroscience : The Official Journal of the Society for Neuroscience. 31, 549-564 (2011).
  35. Tabata, H., Nakajima, K. Efficient in utero gene transfer system to the developing mouse brain using electroporation: visualization of neuronal migration in the developing cortex. Neuroscience. 103, 865-872 (2001).
  36. Stancik, E. K., Navarro-Quiroga, I., Sellke, R., Haydar, T. F. Heterogeneity in ventricular zone neural precursors contributes to neuronal fate diversity in the postnatal neocortex. J. Neurosci. 30, 7028-7036 (2010).
  37. Powrozek, T. A., Zhou, F. C. Effects of prenatal alcohol exposure on the development of the vibrissal somatosensory cortical barrel network. Brain Res. Dev. Brain Res. 155, 135-146 (2005).
  38. O'Dell, R., et al. Society for Neuroscience. , Washington D.C. (2011).
  39. Tombol, T., Hajdu, F., Somogyi, G. Identification of the Golgi picture of the layer VI cortic-geniculate projection neurons. Experimental Brain Research. Experimentelle Hirnforschung. Experimentation Cerebrale. 24, 107-110 (1975).
  40. Brumberg, J. C., Hamzei-Sichani, F., Yuste, R. Morphological and physiological characterization of layer VI corticofugal neurons of mouse primary visual cortex. Journal of Neurophysiology. 89, 2854-2867 (2003).
  41. Jones, E. G. Synchrony in the interconnected circuitry of the thalamus and cerebral cortex. Annals of the New York Academy of Sciences. 1157, 10-23 (2009).
  42. Kowalczyk, T., et al. Intermediate Neuronal Progenitors (Basal Progenitors) Produce Pyramidal-Projection Neurons for All Layers of Cerebral Cortex. Cereb. Cortex. , (2009).
  43. Konig, N., Roch, G., Marty, R. The onset of synaptogenesis in rat temporal cortex. Anatomy and Embryology. 148, 73-87 (1975).

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