方法論記事

低酸素誘発マウス肺動脈高血圧症モデルにおける複数の静脈内ボーラス投与と侵襲的血行動態評価

DOI：

10.3791/63839

⸱

2022年11月11日

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, Yale University School of Medicine, 2Department of Vascular Surgery, The First Hospital of China Medical University, Key Laboratory of Pathogenesis, Prevention, and Therapeutics of Aortic Aneurysm, 3VasoRx Inc., 4Yale Cardiovascular Research Center, Department of Internal Medicine, Yale University School of Medicine, 5Department of Cell Biology, Yale University School of Medicine

この記事について

サマリー

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

このプロトコルは、マウスの複数の静脈内ボーラス投与投与と侵襲的な血行動態モニタリングを実行するための段階的な手順を提供します。治験責任医師は、肺動脈高血圧症の将来の治療用化合物スクリーニングにこのプロトコルを使用できます。

要約

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肺動脈性肺高血圧症(PAH)は、進行性の生命を脅かす疾患であり、主に肺の小さな肺細動脈に影響を及ぼします。現在、PAHの治療法はありません。PAHの治療に使用できる新しい化合物を発見することが重要です。マウス低酸素誘導PAHモデルは、PAH研究に広く使用されているモデルです。このモデルは、PAHグループ3疾患のヒトの臨床症状を再現し、PAHの新しい実験的治療法の有効性を評価するための重要な研究ツールです。このモデルを用いた研究では、多くの場合、マウスに化合物を投与する必要があります。血流に直接投与する必要がある化合物の場合、静脈内(IV)投与の最適化は実験手順の重要な部分です。理想的には、IV注射システムは、設定された時間経過にわたって複数の注射を可能にする必要があります。マウス低酸素誘発性PAHモデルは多くの検査室で非常に人気がありますが、このモデルで複数のIVボーラス投与と侵襲的血行動態評価を実行することは技術的に困難です。このプロトコルでは、マウス頸静脈 を介して 複数のIVボーラス投与を実行し、マウス低酸素症誘発PAHモデルでの血行動態評価のために動脈および右心室カテーテル法を実行する方法についてのステップバイステップの説明を示します。

概要

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

肺動脈高血圧症 (PAH) は、安静時の平均肺動脈収縮期血圧が 20 mmHg を超えることによって定義されます 1,2。これは、肺動脈圧の持続的な上昇を特徴とする進行性の致命的な疾患であり、右心室の過負荷を引き起こし、最終的には右心室不全による死に至ります1。現在、PAHの治療法はありません。

肺高血圧症の動物モデルの使用は、実験的なPAH療法の有効性をテストするために重要です。これらのモデルの中で、マウス低酸素誘発性PAHモデルは、ヒトのPAHグループ3の疾患発症に関する重要な洞察を提供しました3,4。このモデルを用いた研究では、多くの場合、新規化合物の有効性と安全性を評価するために、マウスに化合物を投与する必要があります。したがって、研究者は、注射の一貫性と血圧測定の再現性を最初から最後まで確保するために、化合物の投与と血行動態測定の詳細な実験手順を必要とします。

静脈内(IV)注射および血圧測定の方法は、文献5,6で報告されている。ただし、方法論には視覚的な説明と詳細な説明が欠けています。ここでは、IVボーラス注射を成功させ、全身血圧と右心室血圧を正確に測定・記録するための重要なステップを説明します。ここで紹介する手順は、PAHの治療法を開発するための化合物投与プラットフォームのIV経路に関心のある研究者にとって重要なリソースです。

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プロトコル

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すべての動物処置は、イェール大学の動物管理委員会によって承認されたプロトコルの下で行われました。

1.動物、道具、血圧測定器、低酸素室の準備

  1. 動物の順応。
    注:この研究に使用された実験動物は、体重25〜27gの雄の8週齢のC57BL / 6マウスでした。実験に必要な動物の数を見積もる際には、手術に伴う死亡率、予期せぬ外科的合併症、予期せぬ突然死など、いくつかの要因を考慮する必要があります。グループごとに少なくとも10匹のマウスを使用して統計的検出力に到達し、検出力不足の研究を回避します。
    1. 受付時に、適切な寝具、げっ歯類の餌、水を備えた換気されたげっ歯類のケージ(ケージごとに5匹のグループ)に動物を収容します。動物を新しい環境(18〜20°Cで12時間の明暗サイクル)に少なくとも3日間順応させます。
    2. それらを次のグループにランダムに割り当てます:正常性(グループ1)、低酸素症(グループ2)、および低酸素症+ 7C1/let-7 miRNA(グループ3)。
  2. 手術器具と血圧測定機器の準備。
    1. オートクレーブ滅菌により、すべての手術器具を滅菌します(図1A)。
    2. 自家製の麻酔ノーズコーン(図1B)、縫合パック(図1C)、およびPAH手順用の機器(図1D-F)を備えた間に合わせの注射プラットフォームを準備します。
  3. 肺動脈高血圧症(PAH)誘発の実験設定。
    1. N2 タンク、酸素センサー、および半密閉可能な低酸素チャンバーをセットします(図2A)。
    2. 酸素センサーに10%O2 の設定値を設定し、システムを定常状態にします(図2B、C)。
    3. 低酸素(グループ2)および低酸素+7C1/let-7 miRNA(グループ3)動物を低酸素(10%O2)で3週間保持します。3週間の低酸素状態の後、動物を1週間正常酸素条件下に置いた(図2D)。正常酸素グループ(グループ1)は4週間正常酸素状態にとどまります。
      注:(1)3週間の低酸素状態とそれに続く1週間の正常酸素症は、PAHおよび右心室心不全を発症するための確立された方法です7。酸素センサは、半密閉可能な低酸素チャンバー内のO2 濃度を検出し、ガス注入チューブを介してN2 ガスを注入することによってそれを補正します。
    4. 実験の全期間(3週間)の間、動物を毎日検査します。動物が劇的な体重減少や呼吸困難などの苦痛の兆候を示している場合は、獣医師に相談してください。重度の苦痛にある動物に安楽死が必要な場合は、その動物を研究から除外します。.
      注:低酸素曝露はマウスの体重減少を引き起こします。10%の体重減少は、通常、PAH発症の信頼できる指標として使用されます。
    5. 低酸素室の大規模な開放は避けてください。ケージの洗浄、餌の補充、水筒の交換、化合物の投与については、週に1時間以内でチャンバーを開けてください。

2.頸静脈を介した 静脈内ボーラス注射

  1. マウスの準備と麻酔。
    1. 低酸素チャンバーから低酸素(グループ2)および低酸素+7C1/let-7 miRNA(グループ3)マウスケージを取り出し、ケージからそっと取り出します。
      注: 7C1/let-7 miRNA (1.5 mg/kg IV/用量) の投与計画は、週に 2 回、4 週間の治療です。研究者は、IV注射中に低酸素と低酸素+複合治療ケージの両方を低酸素チャンバーから取り出して、すべての動物が時間間隔ごとに同じ大きさの低酸素曝露を受けることを確認することをお勧めします。
    2. 精密はかりを使用してマウスの重量を量り、その重量を記録します(図3A)。
    3. 麻酔薬気化器に接続された麻酔導入室にマウスを入れ、閉じます(図3B)。熱サポートを提供し、麻酔中の乾燥を防ぐために両目に目の潤滑剤を塗布します。意識を失うまでマウスを3%イソフルランに曝露します(図3C-D)。
    4. マウスをチャンバーから取り出し、顎から頭側から胸骨の真ん中まで尾側で毛を剃ります。横方向に、顎の角度から首の側面を通り、肩に向かって毛を剃ります(図3E)。
    5. イソフルラン麻酔マウスを仰臥位(腹側を上向き)にして、解剖顕微鏡の下の注射台に置きます。1.5%イソフルランを含むノーズコーン で 麻酔を維持し、粘着テープで4本の脚を静かに拘束して体を固定します(図3F)。
    6. 適切なレベルの麻酔を確保するために、まっすぐな鉗子で有害な刺激(つまり、つま先をつまむ)を適用します。麻酔をかけたマウスは、外科的処置の前および全体を通して刺激に反応してはなりません。
  2. 注射剤の調製。
    1. 無菌条件下で1.5 mg / kgの用量で単回投与の注射剤を調製します。.
      注:冷たい物質を注入すると、不快感やマウスの体温の低下を引き起こす可能性があるため、注射用コンパウンドを室温(RT)に温めてください(これがコンパウンドに損傷を与えない場合)。この研究で使用した化合物7C1/let-7 miRNAの最適な用量と持続時間は、以前の出版物に基づいています8,9。
    2. 滅菌シングルユースシリンジに注入する容量をロードします。.シリンジを直立させ、プランジャーを進めてシリンジから空気を排出します。シリンジを再利用しないでください。
    3. 25 gマウスでは、動物への血希釈や異常な心臓への影響の発生率を減らすために、注入量を200 μLに制限します。.より大きな容量が必要な場合は、注入コンパウンドを 10 分の間隔で 2 回の注入に分割します。
  3. マウスをIV注射する準備をします。
    1. ポビドンヨード溶液と70%エタノールを交互に3回交互に浴びて、手術部位を3回優しくこすります。外科的処置の30分前にブプレノルフィン(0.05 mg / kg、SQ)を投与します。.
    2. メスの刃を使用して、首の正中線のわずかに右側に0.5cmの縦方向に切り込みを入れます(図3G)。
    3. 鉗子を使用して筋肉と脂肪組織を分離し、右外頸静脈の位置を特定します(図3H)。
      注意: 瘢痕の形成を避けるために、注射部位を毎回回転させてください。
    4. 高倍率対物レンズを使用して、射出領域を簡単に視覚化できるようにします(図3I)。
  4. 静脈注射
    1. 28Gの滅菌針を頸静脈に挿入し、針の斜角を上に向けて挿入します(図3J、K)。
      注:尾静脈注射は、頸静脈注射の代替手段です。しかし、この手法は、静脈の深さ、マウスの尾の皮膚の色、および皮膚の硬さにばらつきがあるため、反復投与を行うことは困難です。
    2. シリンジプランジャーをゆっくりと押して、コンパウンドを静脈に注入します。.注射剤の逆流を防ぐために、ニードルをさらに10秒間静脈内に留まらせます(図3L)。
      注:青みがかった染料により、注入を簡単に視覚化できます。試験材料を注入する際には、染料を含めないでください。不正確な注射は、IV注射部位の周囲に青みがかった染料が蓄積する結果となります。
    3. 針を抜き、綿棒を使用して注射部位に圧力をかけ、出血を防ぎます(図3M)。
    4. 5-0縫合糸で皮膚を縫合します(図3N)。手術後、動物を暖かく清潔で乾燥した場所に移し、メロキシカム(1 mg / kg、SQ、q24h)を提供します。.動物を清潔な回収ケージに入れ、寝具は使用せず、底をペーパータオルで覆います。
      注:マウスは麻酔から目覚め、回復ケージに戻ったら5分以内に意識を取り戻す必要があります。マウスに苦痛の兆候がないか監視します。
    5. 動物をホームケージに戻し、マウスケージを低酸素室に戻します。
      注:マウスの麻酔から頸静脈注射の終了まで、手順全体は、1人の実験者によって約10〜15分かかります。マウスの正常酸素曝露を短縮するには、少なくとも 2 人の研究者が協力して頸静脈注射手順を実行することをお勧めします。

3.血圧測定

  1. 血圧測定用の機器を準備します。
    1. 血行動態測定の少なくとも30分前に、1.0Fカテーテルの先端を37°Cで予熱したPBSに浸します(図4A)。
    2. カテーテル挿入部位から目的のカテーテル先端位置までの距離を測定します。例えば、マウスの上行大動脈から首の中央までの距離は約1〜1.2cmである。心臓の右心室から首の中央までの距離は約2.3〜2.8cmです。
    3. 2つのカテーテル距離マーキングをマークして、挿入深さを視覚的に示します(図4B)。
    4. カテーテルを圧力トランスデューサに取り付け、圧力トランスデューサをデータ収集デバイスの入力チャネル1に接続し、圧力容積制御ユニットをオンにして、データ収集血圧分析ソフトウェアを開始します。新しい血圧分析ドキュメントを作成し、チャネル 1 を圧力に設定します。
    5. メーカーのプロトコルに従って圧力校正を実行します。セットアップ全体を少なくとも5分間安定させます(図4C)。
    6. 血圧分析ソフトウェアで、チャンネル1のドロップダウンメニューから単位変換を選択します(図4D、赤い矢印)。
    7. デフォルトの単位変換値を設定します(図 4E)。
      注:血圧は水銀柱ミリメートル(mmHg)で表されます。圧力制御ユニットからの標準圧力出力は、100mmHgあたり1Vです。25mmHgは0.25V出力、100mmHgは1V出力に相当します。
  2. 血圧測定手順のためにマウスを準備します。
    1. ノーズコーンから3%イソフルラン吸入でマウスを麻酔します。.
    2. 麻酔下ではマウスが目を閉じることができないため、乾燥を防ぐためにマウスの目の眼表面に動物用軟膏を直接塗布します。麻酔下でマウスの首の毛を剃ります。
    3. 剃った部分をポビドンヨード溶液と70%エタノール綿棒を交互に3回こすります。麻酔をかけたマウスを、解剖顕微鏡の下の注射台に仰臥位で置きます。マウスの鼻をノーズコーンに入れて、外科的処置全体を通して麻酔(1.5%イソフルラン)を維持します。
    4. 麻酔をかけたマウスの有害な刺激に対する運動反応をテストします。麻酔をかけたマウスは、手術前および手術中に有害な刺激に反応してはなりません。
      注:吸入麻酔薬(イソフルラン)および注射麻酔薬(ケタミン/キシラジン)は血圧を下げることができます。一般に、イソフルラン吸入麻酔は、ケタミン/キシラジンよりも血圧を下げる効果がわずかです。したがって、イソフルランはケタミン/キシラジンよりも好ましい吸入麻酔薬です。適切な麻酔深度を達成することは、正確で再現性のある血行動態測定にとって重要です。治験責任医師は、各マウスの麻酔深度を一定に保つ必要があります。
  3. 上行大動脈カテーテル検査
    1. 適切なレベルの麻酔を確保するために、まっすぐな鉗子で有害な刺激(つまり、つま先をつまむ)を適用します。下顎骨から胸骨までの皮膚を正中線で切開します(図5A)。
    2. 唾液腺を分離し、気管を露出させます(図5B)。
    3. 鉗子を使用して血管に沿った軟部組織を除去し、右頸動脈と右外頸静脈を露出させます(図5C)。
    4. 0.5 mLのPBSを空洞に入れて、頸動脈を操作しながら血管痙攣の発症を遅らせます。
    5. 右頸動脈の5mmの切片を慎重に分離します。動脈が見やすくなるように、背景として血管の下に滅菌した白い紙を置きます(図5D)。
      注意: 迷走神経(白)を動脈から慎重に分離し、神経や動脈を切断したり損傷したりしないようにします。
    6. 8-0 を使う縫合糸は、血管の頭蓋端を閉じるために永久結び(#1)を結びます(図5E)。
    7. 最初の緩い結び目(#2)を結び、大動脈からの血流を一時的に遮断します。次に、最初の2つの縫合糸の間に2番目の緩い結び目(#3)を結びます(図5F)。2 番目の緩い結び目(#3) 留置後、カテーテルをすばやく固定するために使用されます。
    8. 25Gの針を使用して、#3と#1の結紮糸の間の血管に沿って、カテーテルを通すのに十分な大きさの小さな穴を開けます(図5G)。
      注:頸動脈は心臓から酸素化された血液を運び、非常に高い圧力を持っています。頸動脈が切断されると、その圧力によって血液が噴出します(図5H)。
    9. カテーテルの先端から1.5インチの位置を持ち、カテーテルの先端を動脈の穴(Xマーク)にそっと挿入します。カテーテルと血管の周りの中央縫合糸ノード(#3)を締めて、カテーテルの通過を許可します(図5I-J)。
      注: この手順には練習が必要です。このステップの潜在的な合併症には、カテーテル挿入部位での出血と血管痙攣が含まれます。出血が発生すると、出血動脈からの失血により血液量が減少し、全身血圧が著しく低下します。重症度が高いため、動物は人道的なエンドポイントに達しており、安楽死させる必要があります。機械的に誘発された血管痙攣の場合、それは通常、血管の持続的な収縮によって引き起こされるカテーテル挿入中に発生します。これにより、血管の開口部が小さくなり、カテーテルが頸動脈に進むのを防ぎます。カテーテルを前進させるために抵抗に対して過度の力を加えないでください。中等度または重度の血管痙攣抵抗性が発生した場合は、しばらくしてから再試行するか、より小さなカテーテル(例:1.0 F)を使用してください。経験豊富なマイクロサージャリーは、上行大動脈カテーテル検査の成功率を100%にすることができます。
    10. カテーテルがセンサーの先端で最初の緩い結び目(#2)を通過した後、2番目の緩い結び目(#3)をよりしっかりと締めてカテーテルを固定し、最初の緩い結び目(#2)を静かに解放します(図5K、L)。
    11. 圧力分析で動脈血圧プロファイルが示されるまで、カテーテルのマーク(図4B)に従ってカテーテルを上行大動脈に向かって挿入し続けます(図5M)。データ収集システムとソフトウェアを使用して全身血圧(SBP)データを記録します。
    12. 中央の縫合糸節(#3)を緩めて、カテーテルを引き抜くことができるようにします(図5N)。
    13. カテーテルを頸動脈から引き抜く前に、中央の縫合糸節(#3)を血管の周りに結びます(図5O-P)。
    14. カテーテルをPBSに入れます。
  4. 右心カテーテル検査。
    1. 右外頸静脈を周囲の結合組織から慎重に分離し、すべての小さな枝を8-0で結紮します縫合糸(青い矢印)(図6A)。
      注:右心カテーテル検査の場合、心臓は通常、右頸静脈 から アクセスします。
    2. 8-0 を使う縫合糸、永久結び目(#1)を結び、血管の頭蓋端を閉じます(図6B)。次に、容器の尾端に緩い結び目(#2)を結びます(図6C)。
    3. 25Gの針を使用して、永久結び目(#1)の近位に小さな穴を開けます(図6D)。
      注:頸静脈は脱酸素化された血液を心臓に運び、低血圧になります。頸静脈を切開すると、血液は噴き出しません(図6D、E)。
    4. カテーテルを保持し、カテーテルを静脈の切り込み(Xマーク)に挿入し(図6E)、カテーテルと血管の周りの尾結び目(#2)を締めます(図6F)。
    5. カテーテルをゆっくりと優しく右心臓に押し込みます。カテーテルマークに基づいてカテーテル先端の深さを監視します(図4B)。
      注:閉鎖胸部マウスの右心室収縮期血圧(RVSP)の評価は、RVの解剖学的構造と構造が複雑なため、課題です。このステップには、高度な専門知識と多くの練習が必要です。経験豊富なマイクロサージェリーの手にかかれば、右心室カテーテル術の成功率は90%に近づくことができます。
    6. ソフトウェアの圧力波トレースに従って、カテーテル先端の位置を評価します。カテーテルの先端が右心室にある場合、モニターには典型的なRVSPトレースが表示されます(図6G、H)。
      注:肺圧曲線の形状が非定型に見える場合(例:尖った曲線)、これはカテーテルの位置が正しくないことを意味します。カテーテルを少し静かに引き戻し、カテーテルを右心室内のより中央の位置までゆっくりと進めて、カテーテルの位置を調整します。研究データでのアーティファクトの生成を回避するために、研究者は右心室カテーテル挿入術の長時間(1分以内)または繰り返し(2回以内)の試行を避ける必要があります。
    7. カテーテルを動かさず、5分間データを収集します。
    8. 記録が完了したら、カテーテルを慎重に引き出し、尾結び目(#2)を血管の周りに結びます(図6I)。カテーテルをPBS溶液に戻します。
      注:実験終了後、製造元の指示に従って1%消化酵素溶液でカテーテルを洗浄します。血行動態の状態を評価することに加えて、研究者はPAH組織病理学的検査のために心臓と肺を採取する場合があります。複数回のIVボーラス投与の有効性を確保するために、研究者は肺内皮細胞を分離し、let-7 miRNAレベルを測定できます。

4.血圧データ分析

  1. 血圧記録を調べます。
    1. 血圧分析ソフトウェアのデータファイル(PAH JOVE.adicht)を開きます。
    2. チャンネル1で、圧力信号を表す領域を選択し、波形カーソルをピーク(Xマーク)に置いて圧力振幅を測定します(図7A)。
    3. 圧力波の最大振幅を決定します。これは収縮期血圧を表します(図7A、赤い矢印)。
    4. Shift + Command + 3(Macの場合)またはWindows + Shift + S(Windows PCの場合)を押して、画像から関心領域(図7B の灰色の領域)を抽出し、グラフィックファイルに貼り付けます。
  2. 血圧データの統計分析。
    1. 統計解析ソフトウェアに個々のマウスの血圧データを入力します。
    2. 2つの研究グループ(正常酸素症と低酸素症、低酸素症と低酸素症+ 7C1 / let-7 miRNA)の統計分析のために、対応のないスチューデントの t検定を実行します。平均値の差が p < 0.05 と有意であると考えます。

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結果

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

麻酔はしばしば血圧を下げます。したがって、最小限の麻酔を使用して、有害な刺激に反応して動きを廃止しました。右心室へのアクセスの成功は、静脈系のさまざまな領域で血行動態の波形が変化すると視覚化できます(図8)。

この研究では、マウスを正常酸素(21%O2)群(n=10)、低酸素(10%O2)群(n=10)、または低酸素+7C1/let-7治療群(n=10)にランダムに割り付けた。低酸素誘発性PAH発症抑制におけるlet-7 miRNAの効果を調べるために、処方された7C1/let-7 miRNAをC57BL/6マウスに1.5 mg/kgの用量で週2回、4週間静脈内投与しました(図2D)。

低酸素症または正常酸素症への曝露から4週間後、SBPおよびRVSPを胸部閉鎖マウスで測定した。 図9A は、正常酸素、低酸...

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ディスカッション

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いくつかの肺高血圧症動物モデルが、ヒト被験者における肺血管抵抗イベントの上昇を模倣するために確立されています。その中で、マウス低酸素誘発PAHモデルは、PAHの新しい実験的治療法の有効性を評価するために広く利用されています。このモデルを用いた研究では、マウスに化合物を投与する必要があることがよくあります。他の公開されている静脈内(IV)注射および侵襲的血行動態評価プロトコルと比較して、この方法は視覚的な説明と詳細な説明の両方を提供します。

手順を正常に実行し、正確で再現性のある血圧測定値を取得するには、3つの重要なステップがあります。まず、シリンジの針が頸静脈に正しく配置されていることを確認します。頸静脈注射を誤ると、皮下注射が行われることがあります。第二に、麻酔の深さを十分に確保します。各マウスの麻酔深度を一定にすることは、グループ間で比較可能なデータを生成するために重要です。麻酔が深すぎると、血圧レベルが大幅に低下する可能性があります。イソフルラン吸入麻酔に加えて、ケタミン/キシラジンの腹腔内注射もマウス手術に広く使用されている麻酔方法です。どちらの方法にも長所と短所があります...

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開示事項

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

K Zsebo、M Simons、P-Y Chenは、VasoRx, Inc.の科学的創設者兼株主であり、M SimonsはVasoRx, Inc.の科学諮問委員会のメンバーであり、HJ DuckersはVasoRxの従業員および株主です。他の著者は、競合する利害関係がないことを宣言します。

謝辞

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

この研究の一部は、NIH助成金P30AR070253(PYC)、心臓血管医学研究教育基金(PYC)、VasoRx, Inc. Fund(MS)、およびNIH助成金HL135582(MS)、HL152197(MS)の下で提供されたJoint Biology Consortium Micrograntによって支援されました。

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材料

この記事で使用された材料の一覧
名前会社カタログ番号コメント
切開閉鎖のための5-0プロレン縫合パックEthicon8698G
8-0ナイロン縫合パックAROSurgical器T06A08N14-13結紮
のための麻酔導入の部屋VETEQUIP#941444麻酔曝露中に動物を保持します
PEC-4DミラーPCU-2000
チャコールキャニスターフィルターVETEQUIP#931401 削除を手伝う 老廃麻酔薬 ガス
綿棒McKesson24-106出血を防ぐために注射部位に圧力をかける
細かいはさみファインサイエンスツール14059-11手術用ツール
インスリン注射器 28Gエクセル26027頸静脈IV注射用
イソフルランCOVETRUS#029405マウス麻酔用
LabChart 8 ソフトウェアADInstrumentsデータ分析用
Mikro-Tip Pressure Catheter SPR-1000 (1.0 F)襲的血圧測定用ミラー
Needle-25 GBD血管に穴を開けるためのBD 305124
酸素コントローラー ProOx 酸素センサー酸素濃度モニタリング用
PCU-2000 圧力制御ユニットミラーMillar Mikro-Tip カテーテルを PowerLab 4/35 に接続するため
PowerLab 4/35ADInstrumentsfor Data Acquisition.
研究者は、PowerLab 4/35 を LabChart 8 ソフトウェアを含む個人のラップトップに接続して操作する必要があります。
プリズム8統計と科学グラフ作成のためのGraphPad
セミシール可能な低酸素チャンバーBioSpherix動物の高高度条件をシミュレートする人工環境
春はさみファインサイエンスツール15021-15手術ツール
ピンセットスタイル 4電子顕微鏡科学0302-4-PO手術ツール
VasoRx 化合物 7C1/let-7 miRNAVasoRx, Inc.ロット# B2-L-16AprIV注入化合物
VIP 3000獣医気化器COLONIAL MEDICAL SUPPLY CO., INC.正確な麻酔送達のために
械カテーテルインターフェースケーブル ミラーMikro-Tipカテーテルを接続するための侵

参考文献

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
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