方法論記事

経腹部アプローチによるウサギの腰椎椎間板変性症の誘導

856 閲覧数

⸱

DOI：

10.3791/65409

⸱

2023年10月6日

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Orthopedic Surgery, Xingtai General Hospital of North China Medical Health Group, 2Orthopaedic Research Institute of Xingtai, 3Medical School, Faculty of Medicine, The University of Queensland, 4School of Chemical Engineering, The University of Queensland, 5Department of Spine Surgery, The Third Hospital of Hebei Medical University

この記事について

サマリー

ここでは、針穿刺を使用して、経腹部アプローチによるウサギ腰椎椎間板変性症を確立する外科的プロトコルについて説明します。放射線検査と組織学的分析を使用して、腰椎椎間板変性の確立が成功したことを確認しました。

要約

腰痛は、世界中の人々で非常に一般的な医学的問題です。腰痛の主な原因の1つは、椎間板(IVD)の変性です。IVD変性の理想的な動物モデルは、腰痛の病態生理学を研究し、潜在的な治療戦略を調査するために不可欠です。ウサギモデルは、信頼性が高く、経済的で、簡単に確立できる動物モデルです。後腹膜アプローチは、ウサギモデルでIVD変性を誘発するために広く使用されています。ただし、この技術に関連する合併症が報告されています。たとえば、分節動脈の剥離や神経根の損傷などです。この論文では、針穿刺を使用して、経腹部アプローチによるウサギ腰椎椎間板変性症を確立するための外科的プロトコルを示すことを目指しています。その結果、放射線検査や組織学的解析の結果、ウサギでは腰椎椎間板変性症の確定が認められました。この外科的プロトコルは、標的椎間板の正確な位置と、合併症の少ないIVD変性モデルの高い再現性を提供します。

概要

腰痛 (LBP) は、世界中で障害の主な原因です1.椎間板(IVD)変性症(IVDD)は、LBP 2,3,4の主な原因の1つです。IVDDは、複雑で理解されていない多因子プロセスであり、さまざまな環境および生物学的要因によって加速される可能性があります5,6,7。IVDDの病理学的変化は、IVDの構造が無秩序であること、髄核内の水分含有量が減少すること、および周囲の細胞外マトリックスが分解されることを特徴としています8,9。IVDD動物モデルは、IVD関連の研究にとって重要である9,10,11。

これまでに、ヒトにおけるIVDDの進行を模倣するために、さまざまなIVDD動物モデルが確立されてきました。ウシ、ヒツジ、ヤギ、イヌ、霊長類モデルなどの大型動物は、椎間板のサイズと変性した椎間板の細胞組成(ヒツジやヤギなどの脊索細胞が存在しない)の点で、ヒトといくつかの類似点を共有しています12。しかし、これらの大型モデルは、高コスト、長い実験期間、再現性の低さ、およびこれらのモデル13の縮退を確立するために必要なより複雑なスキルのために、一般的には使用されていません。対照的に、ラット、マウス、ウサギなどの小動物モデルは、操作が簡単で、費用対効果が高く、信頼性が高いため、IVD関連の研究で広く使用されています10。ウサギの椎間板サイズはマウスやラットよりも大きいため、ウサギの操作にはより多くの椎間板スペースがあります。さらに、ウサギは、脊椎の解剖学的構造(椎間関節、傍脊椎筋、および靭帯)が類似しているため、ヒトIVDと高度な相同性を持っています14,15。したがって、ウサギは他の小動物よりもIVDDモデルの確立に適しています。

IVDD動物モデルには、機械モデル(圧縮、不安定性)、構造モデル(損傷、化学的)、および自然変性の動物モデルが含まれます16。ウサギIVDDモデルは、通常、経腹部アプローチ17と後腹膜アプローチ18という2つの異なる外科的アプローチを用いて傷害を誘発することによって作成される。標的のIVDに針を穿刺する後腹膜的アプローチは広く使用されていますが、このアプローチは、分節動脈の剥離や神経根の損傷など、多くの合併症を引き起こす可能性があります18,19。ここでは、経腹部アプローチによる針刺しIVDによって誘導されたウサギIVDDモデルを報告し、ウサギにおけるIVDDを確立するための簡単で再現性の高い方法を提供することを目指しています。

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

プロトコル

この実験プロトコルは、中国北部医療健康グループの興台総合病院の動物管理および使用委員会によって承認されました(承認番号:ZCKT-2021-0009)。この研究では、健康な骨格的に成熟したニュージーランドの白ウサギ(雌、1歳、3-5 kg)を使用しました。

1. 術前準備

  1. ウサギを絶食し、全身麻酔の前に6〜8時間水を奪います。
  2. ウサギの体重を量ります。
  3. ガーゼスポンジを使用して70%エタノールで耳を綿棒で拭きます。
  4. 局所麻酔クリームを耳に塗ります。
  5. 耳の付け根の周りに圧力を加えて、辺縁耳静脈を広げます。
  6. ミダゾラム(1-2 mg / kg)を使用してウサギを辺縁耳静脈20に注射して鎮静させます。.
  7. マスクで吸入麻酔を施します。酸素率を1 L / minに、イソフルラン濃度を4%〜5%に設定して麻酔を誘発します。
    注:麻酔の深さを判断するには、動物の後ろ足をまっすぐ引き出し、親指と人差し指で足を強くつまみます。動物は、離脱反射が衰えるまで手術を受けるべきではありません21。
  8. イソフルラン濃度を2.5%〜3.5%に保ちます(ウサギの体重によって異なります)。

2. 術中処置

  1. 手術器具(血管クランプ/鉗子、組織ハサミ、ステッチハサミ、メスハンドル、#22メスブレード、ダブルエンドハンドヘルドリトラクター、滅菌ガーゼ、3-0吸収性縫合糸、4-0非吸収性編組縫合糸、ニードルホルダー、ピーナッツガーゼ[手作りのボール型ガーゼ]、5mL注射器、1mL注射器、16G針、26G針、深さ5mmストッパー)をオートクレーブしてから手術を進めてください。
  2. 手術台を75%アルコールで滅菌します。
  3. 電気カミソリと脱毛ペーストを使用して、ウサギの腹側の腸骨稜レベルまで、最も低い肋骨から定義された領域を剃ります。
    注意: 乳首を傷つけないようにしてください。
  4. ウサギを手術台の上に仰向けに置き、手足を固定します。
  5. 両側の腸骨稜の線を中点とし、手術切開部位の目印として上下2cmの線を引きます。これらのランドマークに滅菌ペンで印を付けます。
  6. ポビドンヨード溶液で皮膚を2回消毒します。手術部位に滅菌穴あき正方形のドレープを置き、手術台を覆うために大きな正方形のドレープを置きます。手順全体を通じて厳格な無菌環境を維持します。
  7. 術後の痛みを和らげるために、外科的切開の前に2 mLの2%リドカインを皮下注射します。.
  8. #22メスの刃を使用してランドマークに沿って切開を行い、湾曲した鉗子と組織ハサミを使用して筋膜、筋肉、腹壁を鈍く分離します。
  9. 膀胱が見えるまで腹腔に入ります。ダブルエンドのハンドヘルドリトラクターを使用して、膀胱やその他の腸腔器官を慎重に左に引っ張ります。次に、腸骨静脈の分岐点を見つけ、これをその下のL5-6ディスクのマークポイントとして取ります。
    注意: 腹部の臓器、特に腸を傷つけないように注意してください。
  10. 背骨の右側で脈動している腹部大動脈に指で触れ、血管と臓器を左に引っ張ります。
  11. 突出した椎間板(L5-6)を操作した後、後腹膜を切開し、ピーナッツガーゼを使用して椎前筋組織を鈍角に解剖します。
  12. ターゲットディスクの正しいレベルと針の方向を確認するには、26Gの針を使用してターゲットディスクの隣の椎骨を穿刺し、Cアームの指導の下でこれを確認します。
  13. ターゲットディスクの位置を特定したら、16Gの針先を上部と下部の両方の軟骨エンドプレートと平行に配置します。次に、針先を使用してIVDの中心を5 mmの深さまで穿刺し(ストッパーを使用)、30秒間保持します。
    注:腰椎前後および横方向のX線写真を撮って、針先の位置がIVDの中心にあり、針先の方向がそれぞれ上端板と下端板に平行であるかどうかを確認します。
  14. 次のL6-7ディスクについても同じ手順を繰り返します。
  15. 温かい生理食塩水を使用して腹腔を洗浄し、切開を閉じる前に出血を確認します。
  16. レイヤードクロージャーを実行します。3-0合成吸収性縫合糸を使用して、筋膜層を連続的に閉じます。4-0の非吸収性編組縫合糸を使用して、全層の皮膚を縫合します。
  17. 気化器の電源を切り、麻酔を停止します。ウサギが正常に動くようになるまで、ウサギを代謝ケージで常に観察してください。

3. 術後管理

  1. 手術直後にセフトリアキソンナトリウム(25 mg / kg)を筋肉内に注入します。.
  2. 動物が自由に動き、餌をやれるようにします。脚の麻痺、排尿や排便の問題、消化器系の合併症など、神経学的合併症の兆候がないか観察し続けます。

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

結果

経腹部アプローチは、IVDD ウサギ モデル22 を作成するための以前の研究で検証されています。X 線と磁気共鳴画像法 (MRI)は、術後4 週目、12 週目、および 16 週目に実施されました。X線画像では、穿刺手術後16週間でIVD L5-6とL6-7の高さが徐々に減少していることが明らかになりました(図1A)。針穿刺群のDHIは、術前と比較して、術後4週目、12週目、および16週目に減少した23(p < 0.05、図1B)。

IVDD24のグレードを評価するために、腰椎のMRIスキャンを実施しました。MRI画像は、L5-6およびL6-7の信号強度が針穿刺手術後16...

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

ディスカッション

このプロトコルの重要なステップは、腹部臓器の保護、標的椎間板の識別、および針の位置と方向です。L5-6 IVD は腸骨静脈の分岐点のすぐ下にあり、L6-7 IVD は腸骨稜に平行な位置に基づいて識別されます。これらの2つのマーカーは、椎間板の正確な位置決めを可能にし、手術の精度と再現性を向上させます-これは経腹部アプローチの大きな利点の1つです。針がターゲットディスクに穴を開けるときは、針先がIVDの中心にあり、針先の方向が上端板と下端板と平行になっていることを確認して、端板の損傷を防ぎます。

ウサギの腹部は柔らかいため、腹部の中央切開を決定する際に偏差が発生しやすくなります。興味深いことに、2つの乳首と中央切開の間の接続線の中点を正確に行うことができることがわかりました。これにより、より標準化された解剖学的アプローチが提供され、不必要な損傷が軽減されます。さらに、椎前部軟部組織の分離にピーナッツガーゼを使用することで、出血が少なく、体外診断用(IVD)の構造をより迅速かつ明確に露出させることができます。

...

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

開示事項

著者は、競合する利益や紛争につながる可能性のある関係を宣言しません。

謝辞

本研究は、河北省自然科学財団(第H2021108006号)の支援を受けて行われました。

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

材料

この記事で使用された材料の一覧
名前会社カタログ番号コメント
#22メスの刃Huaiyin MEDICAL Instruments Co.、Ltd.AA6468なし
16-G 針, 26-G 針浙江江康 MEDICAL-DEVICES Co., Ltd.305111なし
3-0 吸収性縫合糸Huaiyin MEDICAL Instruments Co., Ltd.V500431なし
4-0 非吸収性編組縫合Huaiyin MEDICAL Instruments Co., Ltd.R413なし
5 mL シリンジ、1 mL シリンジ浙江康康 MEDICAL-DEVICES Co., Ltd.301942なし
両用手持ち式レトラクタHuaiyin MEDICAL Instruments Co., Ltd.60002066なし
ミダゾラム 宜昌ヒューマウェル製薬有限公司M-908CAS
なし ニードルホルダーHuaiyin MEDICAL Instruments Co., Ltd.HC00505336
なし ピーナッツガーゼ自社製 なし手作りボール型ガーゼ
RabbitTonghui ulture Limited Liability Company SCXK2016--002なし
メスの柄Huaiyin MEDICAL Instruments Co., Ltd.AM5100678
なし ストッパー社内なしなし 深さ5mm 
ティッシュハサミHuaiyin MEDICAL Instruments Co.、Ltd.HC00505422なし
気化器Apollo Management L.P.BW-AM503
なし 血管クランプ/鉗子Huaiyin MEDICAL Instruments Co., Ltd.AM5102194なし
糸

参考文献

  1. Hartvigsen, J., et al. What low back pain is and why we need to pay attention. The Lancet. 391 (10137), 2356-2367 (2018).
  2. Simon, J., McAuliffe, M., Shamim, F., Vuong, N., Tahaei, A. Discogenic low back pain. Physical Medicine and Rehabilitation Clinics of North America. 25 (2), 305-317 (2014).
  3. Livshits, G., et al. Lumbar disc degeneration and genetic factors are the main risk factors for low back pain in women: The UK twin spine study. Annals of the Rheumatic Diseases. 70 (10), 1740-1745 (2011).
  4. Yang, S., Zhang, F., Ma, J., Ding, W. Intervertebral disc ageing and degeneration: The antiapoptotic effect of oestrogen. Ageing Research Reviews. 57, 100978(2020).
  5. Daly, C., Ghosh, P., Jenkin, G., Oehme, D., Goldschlager, T. A review of animal models of intervertebral disc degeneration: Pathophysiology, regeneration, and translation to the clinic. BioMed Research International. 2016, 5952165(2016).
  6. Li, Z., Gao, X., Ding, W., Li, R., Yang, S. Asymmetric distribution of Modic changes in patients with lumbar disc herniation. European Spine Journal. 32 (5), 1741-1750 (2023).
  7. Huo, Y., et al. Incidence and risk factors of lumbar plexus injury in patients undergoing oblique lumbar interbody fusion surgery. European Spine Journal. 32 (1), 336-344 (2023).
  8. Urban, J. P., Roberts, S. Degeneration of the intervertebral disc. Arthritis Research & Therapy. 5 (3), 120-130 (2003).
  9. Adams, M. A., Roughley, P. J. What is intervertebral disc degeneration, and what causes it. Spine (Phila Pa 1976). 31 (18), 2151-2161 (2006).
  10. Singh, K., Masuda, K., An, H. S. Animal models for human disc degeneration. The Spine Journal. 5 (6 Suppl), 267s-279s (2005).
  11. Mern, D. S., Walsen, T., Beierfuß, A., Thomé, C. Animal models of regenerative medicine for biological treatment approaches of degenerative disc diseases. Experimental Biology and Medicine (Maywood, N. J.). 246 (4), 483-512 (2021).
  12. Alini, M., et al. Are animal models useful for studying human disc disorders/degeneration. European Spine Journal. 17 (1), 2-19 (2008).
  13. Qian, J., et al. Selection of the optimal puncture needle for induction of a rat intervertebral disc degeneration model. Pain Physician. 22 (4), 353-360 (2019).
  14. Kroeber, M. W., et al. New in vivo animal model to create intervertebral disc degeneration and to investigate the effects of therapeutic strategies to stimulate disc regeneration. Spine (Phila Pa 1976). 27 (23), 2684-2690 (2002).
  15. Wang, Y., et al. Puncture intervertebral disc degeneration model: A standard on rabbit. Journal of Hard Tissue Biology. 29 (4), 223-230 (2020).
  16. Lotz, J. C. Animal models of intervertebral disc degeneration: lessons learned. Spine (Phila Pa 1976). 29 (23), 2742-2750 (2004).
  17. Lei, T., et al. A novel approach for the annulus needle puncture model of intervertebral disc degeneration in rabbits. American Journal of Translational Research. 9 (3), 900-909 (2017).
  18. Moss, I. L., et al. Retroperitoneal approach to the intervertebral disc for the annular puncture model of intervertebral disc degeneration in the rabbit. The Spine Journal. 13 (3), 229-234 (2013).
  19. Zhang, Y., et al. Allogeneic articular chondrocyte transplantation downregulates interleukin 8 gene expression in the degenerating rabbit intervertebral disk in vivo. American Journal of Physical Medicine & Rehabilitation. 94 (7), 530-538 (2015).
  20. Inglis, S., Strunk, A. Rabbit anesthesia. Lab Animal (NY). 38 (3), 84-85 (2009).
  21. Greenfield, E. A. Administering anesthesia to rabbits. Cold Spring Harbor Protocols. 2018 (9), (2018).
  22. Yang, K., et al. Comparisons between needle puncture and chondroitinase ABC to induce intervertebral disc degeneration in rabbits. European Spine Journal. 31 (10), 2788-2800 (2022).
  23. Hoogendoorn, R. J., Wuisman, P. I., Smit, T. H., Everts, V. E., Helder, M. N. Experimental intervertebral disc degeneration induced by chondroitinase ABC in the goat. Spine (Phila Pa 1976). 32 (17), 1816-1825 (2007).
  24. Pfirrmann, C. W., Metzdorf, A., Zanetti, M., Hodler, J., Boos, N. Magnetic resonance classification of lumbar intervertebral disc degeneration. Spine (Phila Pa 1976). 26 (17), 1873-1878 (2001).
  25. Masuda, K., et al. A novel rabbit model of mild, reproducible disc degeneration by an anulus needle puncture: correlation between the degree of disc injury and radiological and histological appearances of disc degeneration. Spine. (Phila Pa 1976). 30 (1), 5-14 (2005).

アクセスが制限されています。このコンテンツを表示するにはログインするか、トライアルを開始してください。

再版と許可

このJoVE記事のテキストまたは図の再利用許可をリクエスト

許可をリクエスト

タグ

動画は近日公開

関連記事