方法論記事

早産児肺の初期環境を再現した新生児子豚急性肺損傷モデルの開発

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DOI:

10.3791/68058

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2025年10月31日

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1Sinclair Centre for Regenerative Medicine, Ottawa Hospital Research Institute, 2Division of Neonatology, Karolinska University Hospital, 3Division of Neonatology, Children's Hospital of Eastern Ontario, 4Department of Obstetrics, Gynecology and Newborn Care, University of Ottawa, 5Faculty of Medicine, University of Ottawa

この記事について

サマリー

このプロトコルは、気管支肺異形成の分子トリガーの理解を促進し、治療翻訳を強化するために、不十分な界面活性剤量、高酸素、高圧換気、炎症など、早産肺で発生する初期の病原性事象をモデル化する急性肺損傷の新生児子豚モデルの開発について説明しています。

要約

早産は、小児の罹患率と死亡率の主な原因です。気管支肺異形成 (BPD) は、極度の未熟児の深刻な結果であり、肺の成長の変化と長期にわたる発達への影響につながります。BPD の病因は多因子であり、その発症の主な原動力として人工呼吸器、高酸素症、炎症が含まれます。現在、境界性パーソナリティ障害の治療法はありません。この研究では、ヒト早産肺が直面する臨床刺激を模倣した、急性肺損傷 (ALI) の実行可能で再現性のある新しい新生児子豚モデルが提示されます。マルチヒットALI新生児子豚モデル - 界面活性剤の枯渇、高酸素、高圧換気、および気管内リポ多糖類(LPS)投与を組み合わせると、酸素化障害、肺機能の乱れ、好中球浸潤を伴う炎症、および組織学的肺損傷が生じます。その主な利点は、境界性パーソナリティ障害の病因を促進することが知られている有害な刺激を使用することと、メンテナンスの手間がかからないことです。米国胸部学会のALI基準を満たす忠実度の高いALIを生成します。この子豚モデルのような大型動物モデルは、初期の病原性因子を理解し、治療標的を特定し、患者への臨床翻訳を促進するために重要です。

概要

極度の未熟児は、5歳未満の子供の主な死因です1。未熟児の最も一般的な重篤な合併症は、慢性肺疾患である気管支肺異形成 (BPD) であり、炎症、高酸素症による酸化ストレス、人工呼吸器誘発性外傷などの多因子要因があります2。この微小環境は肺の成長障害につながり、早産児の成長と発達に長期的な影響を与える可能性があります3。現在、境界性パーソナリティ障害の治療法はありません。

BPD の潜在的な治療法としての間葉系間質細胞の使用に関する最近の系統的レビューでは、前臨床データはげっ歯類のみであったことがわかりました4.この現象は、げっ歯類モデルの幅広い入手可能性、使いやすさ、メンテナンス性を考えると一般的です。しかし、早産児に対する新規および今後の治療法のトランスレーショナル努力を確実に成功させるには、大型動物モデルでの研究の再現が重要です。多くの臨床試験は、不十分な前臨床研究5 のために失敗し、患者の治療法の開発が遅れています。ヒト以外の霊長類モデルを使用することは、ヒトの臨床試験の基礎を築くために好ましい前臨床モデルですが、手間と費用がかかり、簡単にアクセスできません。新生児子豚モデルは有利であり、新生児ケアと同様の薬剤や機器を使用し、臨床新生児集中治療環境を模倣し、臨床翻訳の実現可能性の向上につながります。さらに、ブタの肺の免疫系はヒトの免疫系6,7,8,9によく似ており、トール様受容体の遺伝的変異の80%以上を共有しており410、マクロファージはリポ多糖類(LPS)11,12に反応し、一酸化窒素13の産生はヒト肺の炎症の潜在的な寄与者である14.さらに、ブタ由来の肺界面活性剤は、早産児の急性肺疾患に使用される臨床的に確立された治療法です15。

このプロトコルは、米国胸部学会の ALI 基準16、17、18 に沿った一貫性があり、標準化され、翻訳可能な結果をもたらす、新生子豚における新しい 1 日大型動物マルチヒット急性肺損傷 (ALI) モデルの生成を提示します。高圧換気による界面活性剤の枯渇とその後のLPSまたはその他の毒性曝露のための生理食塩水肺洗浄を繰り返し、肺損傷を誘発するために成豚に使用されてきました18。しかし、新生児の子豚で利用可能な同様のモデルは19,20少ないです。このプロトコルは、高酸素および高圧換気下で界面活性剤枯渇肺洗浄液21、22、23 の適応プロトコルを使用して肺損傷を誘発する方法を説明し、続いて肺に直接点眼された LPS を使用して炎症誘発を引き起こします。このモデルは、誘発された肺損傷後に局所的 (気管内 - IT) または全身的 (静脈内 - IV) のいずれかで選択した治療を投与するために準備されており、その効果を 5 時間にわたって監視します。全体的なフレームワークは、未熟児の肺の状態を厳密に模倣しています。界面活性剤の枯渇は、出生時の界面活性剤の不足を特徴とする呼吸窮迫症候群を再現します。この病気は、高レベルの酸素と人工呼吸器を必要とする圧外傷、無気圧外傷、および酸素化の問題に関連している可能性があります。最後に、ほとんどの早産児は絨毛膜羊膜炎または感染症により炎症性環境で生まれ、この子豚モデルでは LPS 投与によって再現が試みられた特徴です。ALI のこのマルチヒット モデルは、ヒトの早産肺が直面する同様の臨床刺激を作成し、初期の BPD 病原性プロセスと効果的な臨床翻訳のための潜在的な治療提供の最適化に関する貴重な洞察を提供します24。

プロトコル

すべての実験は、地域の動物管理委員会および動物管理獣医サービス(プロトコルOHRIe-3731)の承認後、国および機関の規制(https://ccac.ca/en/guidelines-and-policies/)に同意して認定された担当者によって実施されます。このモデルには、ヨークシャー、ランドレース、デュロックの混合種を持つ、生後0〜3日の男女の新生子豚が使用されました。実験の全長 (1-3)、安定化期間を含む外科的処置 (4) を含む外科的処置 (4) の詳細な説明 (括弧内はステップ番号) 実験 (1-3)、安定化期間を含む外科的処置 (5) は、マルチヒット肺損傷を誘発する前 (7)、損傷後の観察と維持換気 (6、8) で終了し、安楽死と実験完了 (10) で終了します。気管内治療のためのオプションの標準化された手順 (9) も提示されます。農場から実験終了およびサンプル収集までの合計時間は約12〜15時間です。この研究で使用された試薬と機器は、 材料表に記載されています。

1. 実験準備

  1. 子豚が到着する前に、モニターと人工呼吸器の電源を入れて調整します。実験中に継続的なデータ記録のために、メモリカードがモニターに挿入されていることを確認してください。
  2. 人工呼吸器を15 cmH2Oのピーク吸気圧(PIP)、6 cmH2Oの呼気終末陽圧(PEEP)、8 L/minの吸気流量、30 /分の呼吸数(RR)、0.4秒の吸気時間(Tinsp)、1.0の吸気酸素の割合(FiO2)に設定し、新しい換気回路と加湿器を取り付けます。
  3. 滅菌手術パック、ドレープ、消耗品(薬を含む - 材料表を参照)、カテーテル、および印刷されたCRFを準備します。研究チームが必要と判断した場合、手術室の温度を25°C以上に上げます。保温ブランケット/ウォーターマットレスを39°Cにオンにします。 追加の温度調節が必要な場合にすぐに使用できる強制空気加温システムを準備します。
  4. 1L袋の生理食塩水を温水浴(39°C)に入れて、肺洗浄液を準備します。
  5. 薬物注入ポンプ(ケタミンとプロポフォール)をセットアップし、室温の乳酸リンゲルとデキストロースの新しいバッグを液体ポンプに追加します。
  6. 子豚は地元の農場で雌豚と一緒に滞在し、研究チームのメンバーが豚を拾うまで自由に出入りできます。性別、年齢、同腹児数、出生時期に注意してください。
    注: 資格のあるドライバーがいる承認された大学の輸送車両では、経験豊富なチーム メンバーが輸送中ずっと立ち会います。子豚は大きな密閉された柔らかいキャリアに入れられ、子豚が安全に、自由に動き回り、制限のない方法で横たわることができます(必要に応じて毛布に包まれた温水ゴム製ヒートパッドを使用します)。これにより、子豚はこの心地よい環境で落ち着いて(しばしば眠りに落ちます)状態を保ちます。子豚を収容したキャリアは、シートベルトを使用して所定の位置に固定されます。チームメンバーは子豚をそっとなだめ、大きな音を避けて子豚のストレスレベルを最小限に抑える役割があります。
  7. 研究機関に到着したら、騒音を最小限に抑え、麻酔ノーズコーンを顔に置きながら子豚をそっと抱きしめます。

2.動物の準備

注: このセクションには、麻酔の導入と維持が含まれます (施設で承認されたプロトコルに従って)。

  1. ノーズコーンを所定の位置に配置するときは、イソフルランなしでO2 フローを開始します。子豚が落ち着いたら、イソフルランを開始し、3%イソフルランが投与されるまで増量します(約60秒)。呼吸を注意深く監視し、それに応じてイソフルランを調整します。
  2. 子豚の無反応性をつまんで確認します。
  3. 子豚が反応しなくなったら、適切な投薬量のために体重を量り、測定します。
  4. 鎮痛のために、後肢に 25 G 針を使用して筋肉内 (IM) 経路で ブプレノルフィン HCL (0.04 mg/kg) を注射します。
  5. パルスオキシメーターを右上の蹄(管前)、非侵襲的血圧カフ(大腿動脈がカニューレ挿入されるまで)、およびECGリードに取り付けます。
  6. 両耳に24Gの血管カスを挿入します。生理食塩水洗浄された6インチエクステンションセットを4方向活栓で取り付けます。位置の閉塞を避けるために、舌圧子で耳を支えます。
  7. 製造元の指示に従って、校正された血糖計を使用して血糖 (BG) 測定のために、挿入された耳カテーテルから血液を採取します。
  8. D5W 注入を 5 mL/kg/h で静脈内 (IV) 開始し、血糖値に応じて調整して BG レベルを 4-5 mmol/L に目標とします。
  9. 第2耳静脈に鎮痛/麻酔のボーラス注射を投与します。
    注: これらの薬剤を最適かつ安全に使用するには、これらの薬剤の特性と副作用を批判的に理解する必要があります。
    1. 希釈ケタミン (10 mg/mL) の 2 mg/kg IV のボーラスとプロポフォール (10 mg/mL、1%) の 5 mg/kg IV のボーラスを複数の少量ボーラスで投与します。プロポフォールのボーラス投与後に無呼吸が発生する可能性に注意してください。子豚がつま先のつまみテストに反応せず、継続的なプロポフォール注入が確立されるまで、プロポフォールのボーラス(合計5 mg / kg)の慎重な投与を続けます。
    2. イソフルランを中止し(プロポフォールのIV注入が開始されたら)、実験の残りの間、継続的なIV麻酔を続けます。
  10. 心拍数と血圧に基づいて慎重な滴定を行い、安定した麻酔の外科的深さに達するための離脱反射を含め、次の麻酔レジメンの持続注入を開始します。
    1. プロポフォール (10 mg/mL) を 10-30 mg/kg/h (1-3 mL/kg/h に相当) IV.
    2. ケタミン (100 mg/mL) を 5-10 mg/kg/h (0.05-0.1 mL/kg/h に相当) IV.
      注: 鎮痛/麻酔注入ラインは、D5W 注入の反対側の耳カテーテルに取り付けられています。適切なサポートと恒常性を確保するために、総水分摂取量と周囲温度の調整が必要になる場合があります。

3. 輸液、投薬、モニタリング

注:このセクションでは、水分補給、グルコース供給、鎮痛/麻酔を維持し、実験データ、懸念事項、または問題を適切に確認する方法について説明します。

  1. 恒常性のための総複合輸液(LRSおよびD5W)IV注入速度が一般に5〜8 mL / kg / hであることを確認してください。
    1. D5W を 5-10 mL/h で耳静脈カテーテルに投与します (動脈血糖 (BG) 値に基づいて 1 時間ごとに調整 - 目標 4-5 mmol/L)。
    2. 体液の恒常性を維持するために、大腿静脈カテーテルを介して 1-6 mL/kg/h の速度で LRS を投与します。動脈と静脈の両方のアクセスの凝固を防ぐために、圧力ヘパリン化NS輸液バッグをトランスデューサーに取り付け、圧力を250〜300 psiに保ちます。
    3. 手術中、および安定化期間(ステップ5.1)を開始し、筋肉の弛緩を誘発する前に、適切な全身麻酔の深さと鎮痛を確保してください。
  2. さまざまなパラメーターを監視します(実験全体を通して1人のフルタイムの仕事)。
    注: バイタル サイン、人工呼吸器の設定、介入、採取したサンプル、投薬のモニタリングと文書化、用量と時間、既製の印刷された CFR ( 補足ファイル1)実験中。圧力モニターと人工呼吸器から記録された連続データは、後の分析のために実験の最後に保存されます。
    1. 酸素飽和度 (SpO2) を監視します - 前 (右上蹄) パルスオキシメーターの信号を確認します。
    2. 心拍数(HR)を監視します - ECGリードを子豚に取り付けます。
    3. 温度を監視するには、潤滑された直腸体温計を3〜4 cmの深さに挿入し、テープで尾に固定します。加熱パッドと周囲室温(25°C)を調整して、子豚の直腸温度を38〜39°Cに維持します。電気熱源を使用する場合は、火傷を避けるために、子豚と加熱マットの間に追加の毛布を敷いてください。
      注意: 温度恒常性が適切に達成されていない場合は、強制空気加温システム(子豚の上に重ねられたブランケットなど)などの追加の加温源を使用してください。
    4. 血圧については、手術後まで適切なサイズのカフを使用して非侵襲的モニタリングを実行し、平均動脈圧 (MAP) や中心静脈圧 (CVP) などの侵襲的血圧を決定し、CRF に記録します。
      注意: 正確な測定値を得るために、動脈および静脈トランスデューサードームが心臓レベルに配置され、ゼロにされていることを確認してください。
    5. 中心動脈または静脈カテーテル を介して 、事前に指定された時点で採血を実行します。ポータブル血液分析装置 (最小 pH、PCO2、PO2、HCO3、BE、BG、乳酸、クレアチニン、Na、K、Cl - CRF に記録される) を使用して 0.1 mL のヘパリン化動脈血の血液ガス分析を実行し、実験全体を通して換気と代謝制御を管理します。
    6. 将来の実験と分析のために生物学的サンプリングを実行します: 研究の目的に従って、実験プロトコル中の関連する時点で進行中の全血、血漿、および尿を収集します。また、研究目的に関連する気管支肺胞洗浄液 (BALF)、肺組織、およびその他の組織16,17 を含むエンドポイント検体も収集します。
      1. 医原性貧血と血液量減少を制限する:
        1. 注射器でゆっくりと(デッドスペース体積の3倍に相当)血液を採取し、取っておき、炎症性および酸化ストレスマーカーなどの将来の実験分析(0.4〜1.5 mL)25 に十分な量を採取します。サンプル量を子豚の体重、ヘモグロビンレベル、安定性に適合させます。
          注:死腔の血液を動物に戻し、ラインを少なくとも採血(将来の実験のための血液ガス±血液)のために採取された量の生理食塩水で洗い流し、血液ラインをクリアし、血栓による閉塞の可能性を制限します。
    7. すべてのバイタルと換気パラメータを15〜30分ごとに定期的にCRFに記録し、麻酔導入中や手術中、または子豚が不安定な場合はより頻繁に記録します。
    8. 開始時刻と終了時刻、および用量の変更を記録することにより、実験全体を通して麻酔の開始からの薬物の変化を記録します。
    9. 最初に定期的な頻度で離脱反射のつま先/冠状動脈バンドピンチを評価することにより、麻酔の深さを評価します。完全な筋肉の弛緩が達成されたら、心拍数と血圧を監視して、継続的な麻酔深度の評価を行います。
    10. 他に何も述べられていないとしても、実験全体を通して次のことを目指してください: HR: 120-180 bpm、MAP: 50-80 mmHg、CVP: 3-10 cmH2O、体温: 38-39 °C、BG: 4-5 mmol/L、PaCO2: 35-45 mmHg、RR (最大 60 呼吸/分)、一回換気量 (VT): 7 mL/kg、PIP を調整します。

4.外科的処置(時間:~30-40分)

  1. 手術中は換気を維持してください。
    1. RR を 30 呼吸/分に維持し、呼気 VT を PIP によって調整された 10 mL/kg に、一定の PEEP を 6 cmH2O、Tinsp を 0.4 秒、FiO2 を 1.0 で目標とします。
  2. 標準的なスクラブ技術を使用して、気管切開用の首と大腿骨血管へのアクセス用の鼠径部に好ましい無菌皮膚スクラブを実行して、無菌フィールドを確立します。
    1. 首の切開を行います。
      1. 輪状軟骨と胸骨切欠きの間にメスで首の皮膚切開を行います(約10cmのサイズ)。鈍的解剖を使用して気管を分離します。
      2. 気管の下に2本の12インチの臍帯タイを通します。
      3. 輪状軟骨のすぐ下、気管リングと気管の最前部の間に5mmの切開を行います。気管内チューブ(ETT)を挿入します。切開部に最も近い気管の上部に最初の結び目を作ります。
      4. ETTカフを膨らませ、カフがネクタイで止まるまでETTをゆっくりと引っ込めます。最初のタイを締め、ETTに2番目のタイを確保します。この方法では、先端が気管部より上にあることが保証され、対称音と両側の呼吸音の聴診によって確認されます。
        注:頭蓋右葉気管支は、気管の分岐点の近位に発生します。ETTが深く配置されすぎると、この気管支が詰まらないように注意してください。換気に問題が生じたり、急な変化が発生した場合は、チューブの調整を検討してください。迷走神経交感神経幹と喉頭神経は首のこの領域にあります。これらの神経への刺激や損傷を避けるように注意する必要があります。
    2. 鼠径部の切開を行います。
      1. 大腿動脈を触診し、メス(約8〜10 cm)で右鼠径部の表面皮膚切開を行います。
      2. 鈍的解剖を使用して、大腿動脈と静脈を分離します。
      3. 大腿動脈と静脈のそれぞれの下に 2 本の縫合糸 (3.0 シルク) を通して、それらを分離します26.挿入するカテーテルを準備します。
        1. 右大腿静脈カテーテル法では、両方の縫合糸を持ち上げて血流を遮断します。提案された挿入部位の遠位大腿静脈を結びます。
          1. カテーテルを完全に挿入し、スタイレットを少し引き戻し、遠位タイを結んでカテーテルを所定の位置に固定します。スタイレットを取り外し、生理食塩水で下塗りした三方活栓で6インチのエクステンションセットを取り付けます。
          2. カテーテルを固定する前に、開存性を確保するために少量の血液を採取してください。近位縫合糸タイを使用してカテーテルを血管内に固定し、カテーテルが滑り落ちないようにします。
          3. 維持液の送達と薬剤の注入のための二次ポートを取り付けます。中心静脈圧用のプライマリポートを取り付けます。
        2. 右大腿動脈カテーテル法では、手順 4.2.2.3.1.1 から 4.2.2.3.1.3 で説明されている静脈と同じ手順を大腿動脈で使用します。
          1. 侵襲的血圧モニタリングのために3方向活栓の最初のポートを取り付け、外科用ステープルで鼠径部と首の切開を失います。
    3. 尿アクセスのために恥骨上膀胱カテーテル挿入を行います。
      1. 膀胱は、中央矢状線のわずかに左側の下腹部に表面的に位置しています。無菌技術を使用して腹部を洗浄します。
      2. 腹壁に平行な滅菌18 G血管カテーテル(2インチ)を挿入し、頭蓋側の乳首の一番下のペア(臍の下5〜6 cm)に、臍の方を向けながら、膀胱の両側にわずかな圧力をかけて安定させ、わずかに大きくします(恥骨上吸引のオプションのプロトコルは、他の場所にあります27)。
      3. 尿の流れが確認されたら、カテーテルを腹部にテープで留めて位置を確保します。大口径エクステンションセットをカテーテルに取り付けます。遠位端を動物の下に置いた50 mLチューブに入れます。

5. 術後の肺リクルートメントの安定化と標準化 (時間: ~30-60 分)

注:すべての外科的処置が完了すると、安定化が始まります。MAPやHRなどのバイタルが正常範囲内にあり、離脱反射がないことを保証するため、筋肉弛緩の前に十分な鎮痛/麻酔の深さが不可欠です。MAP と HR は、適切な麻酔深度を確保するために、プロトコル全体を通じて継続的に監視されます。

  1. ロクロニウム (0.3 mg/kg) ボーラス IV (耳静脈 D5W アクセス経由 ) を投与し、肺動員操作の前に筋弛緩のためにロクロニウム (5.5 mg/kg/h) の持続注入を開始します。この注入は、洗浄手順を標準化し、人工呼吸器との非同期を防ぐために、実験期間中継続されます。
  2. 標準化された肺動員操作を実行します。
    1. PEEPの段階的な増加:PEEP 6 cmH2Oから開始し、PEEP 10 cmH2Oが達成されるまで毎分1 cmH2Oずつ上昇します。VT 10 mL/kg を維持するように PIP を調整します。
    2. VT 10 mL / kgを維持しながら、逆の方法で(ステップ5.2.1のように)PEEP 6 cmH2Oに戻す前に、PEEP 10 cmH2Oで2分間保持します。
    3. PEEP 6 cmH2O で VT 10 mL/kg で安定している場合は、呼吸設定、生理学的パラメーターを記録し、動脈血ガスを採取します (CRF の時点で VT 10 mL/kg )。
      1. PaO2 が>400 mmHg(健康な肺を持つ動物における高酸素症に対する予想される反応)であることを確認します。FiO2 1.0 は、実験の初期段階で使用され、包含基準として高酸素に対する適切な応答を確実にします。
      2. これに達しない場合:
        1. 気管内チューブの位置、人工呼吸器の設定、酸素の供給、および適切な採血技術を確認してください。適切な動員を確実にするために、肺動員操作を 1 回繰り返します。
        2. それでも改善しない場合は、肺の潜在的な固有の問題(以前の非実験的曝露による不健康な肺、つまり農場での)のため、動物を除外し、直ちに(施設で承認されたプロトコルに従って)安楽死させます。
      3. PaCO2 を35〜45 mmHgに維持するようにRRを調整します。
      4. PIPを下げてVT 7 mL / kgに達し、FiO2 1.0およびPEEP 6 cmH2Oを維持します。
      5. 安定化後、VT 7 mL/kg の 時点ベースライン 測定値を、動脈および静脈血ガスを含む生理学的パラメーターとサンプルとともに CRF シートに記録します。安定化には、ステップ3.2.10のようなバイタルサイン、およびPaO2:400-500 mmHg、PaCO2:35-45 mmHg、pH:7.35-7.45、BG:4-5 mmol / Lの血液ガス値が含まれます。

6. 対照動物の換気

  1. 一回換気量 7 mL/kg、PEEP 6 cmH2O、FiO2 1.0 の容積制御換気を使用します。対照動物に肺損傷を誘発しないでください(すなわち、界面活性剤の枯渇またはエンドトキシンの点滴を行わないでください)。
  2. 実験動物で肺損傷を誘発するのに必要な平均時間に一致するように、約90分間換気を継続します(ステップ7および 図1を参照)。この期間が経過すると、ステップ 10 に直接進みます。

7. 急性肺損傷の誘発(マルチヒットモデル)

  1. 界面活性剤の枯渇を行う(時間:1〜2時間)
    1. 肺洗浄を開始する前に、吸引装置の電源を入れ、使用する準備ができていることを確認します。洗浄収集バケツを所定の位置に置きます。吸収パッドを動物の頭の下と手術台の下に配置して、洗浄中に漏れて回収されたすべての液体を捕捉します。
      1. 洗浄の前後にパッドの重さを量ります。人工呼吸器をPEEP 5 cmH2O、PIP 25 cmH2O、RR 25 /min、およびFiO2 1.0に設定します。洗浄手順全体を通して、これらの圧力制御された換気設定を維持してください。完全な洗浄中にVTが約35%〜45%減少すると予想されます。
    2. ETTから換気回路を外し、洗浄漏斗装置を取り付けます( 補足ファイル1を参照)。
    3. 子豚の約30 cm上にある漏斗にNSをそっと注ぎ、30 mL / kgの温かい等張生理食塩水(NS)を肺に点眼します。
    4. 胸郭をマッサージします 外側を両側に押して、機械的な「スクイーズ」を提供します。生理食塩水を肺に移動し、洗浄装置内で循環させるのを助けます。マッサージの間に2〜3秒を空けてください。
      注:不十分な界面活性剤の除去や静脈還流障害を防ぐために、マッサージを速すぎたり遅すぎたりしないでください。洗浄ラウンドごとに30秒を超えないようにしてください。
      1. 子豚の下の漏斗を下げて洗浄液を取り除きます。漏斗をETTから少し外して、液体が床の収集バケットに排出されるようにします。
      2. 10秒以内のアクティブ吸引を実行します。胸郭マッサージを続けながら吸引カテーテルを ETT に挿入し、体液の排出を促進します。MAP と HR を監視し、いずれかのパラメーターが大幅に低下した場合は、早期に換気を再接続します。
      3. 換気回路を再接続します。ETTに余分な液体が残っている場合は、2回目の吸引を行います。
    5. ストレスと不耐性のリスクを減らすために、洗浄ラウンドの間に少なくとも3分間子豚を回復させます。
    6. SpO2 が 100% に戻ったら、次の洗浄ラウンドを開始します。SpO2が100%に戻らない場合は、SpO2が安定したら血液ガスを介してPaO2をチェックします
      1. PaO2 >100 mmHg)の場合 - 肺洗浄を繰り返します(ステップ7.1.2〜7.1.6)。
      2. PaO2 <100 mmHg の場合 - 洗浄換気設定を維持しながら 15 分間待ってから、血液ガス分析を繰り返します。
      3. PaO2 >100 mmHg の場合 - 洗浄を続け、ステップ 7.1.6 に進み、損傷の程度を再評価します。
    7. PaO2 が 15 分間 <100 mmHg のままであると界面活性剤枯渇損傷が達成されることを確認します。洗浄を中止し、次のステップに進みます。
  2. 気管内エンドトキシン点眼(時間:15分)
    1. 大 腸菌 (1.5 mg / kg)からリポ多糖(LPS)を調製し、3 mLシリンジでNSで総容量2 mLに希釈します。
      注:必要に応じて菌株と用量を選択し、効果の潜在的な株依存性変動を認識してください。
    2. 最後の肺洗浄後15分間待ってから、子豚を仰臥位にしてLPSを気管内(IT)に点滴します。
    3. 次の手順を使用して、無気肺の均質なLPS分布を改善します。
      1. 標準のETT端をYポートアダプターに交換すると、バルブ付きサイドポートを介してカテーテル を介して 換気とLPS投与を同時に行うことができます。
      2. 10 cmH2OのPEEPを1分間塗布します。PIP を調整して VT を 7 mL/kg に維持し、RR を 40 呼吸/分に設定します。
      3. サイドポートからカテーテルを事前に測定された深さまでETTに挿入し、先端がETTを超えて1〜2 mm伸びるようにします。
      4. カテーテルを通してLPSを注入します。カテーテルを 1 mL NS で洗い流し、続いて 9 mL のエアボーラスを流して、完全な送達を確実にします。
      5. カテーテルを取り外し、サイドポートを閉じます。
      6. LPS 投与後 3 分間、PEEP 10 cmH2O (VT 7 mL/kg を維持するために PIP を調整します) で換気を続けます。
      7. 人工呼吸器回路を ETT から 30 秒間外して、肺組織の意図しない動員を元に戻します。
      8. 切断中は、人工呼吸器の設定を FiO2 0.5、PEEP 6 cmH2O、PIP に調整して VT 7 mL/kg を維持し、RR を 40-60 呼吸/分に増やして PaCO2 を 35-45 mmHg に達成します。
      9. VT が 7 mL/kg で安定したら、 時点 0 時間の 生理学的測定値を記録し、CRF シートに記入します。血液ガス分析からの PaCO2 に基づいて RR を調整します。

8.観察期間中の換気(時間:~6時間)

  1. FiO2 を 0.5 で、PEEP を 6 cmH2O で容積制御換気に切り替えます。必要に応じて PIP を調整して、VT を 7 mL/kg に維持します (最大 PIP は設定しないでください)。正常な PaCO2 を維持するために、RR を最大 60 回/分まで調整します。
  2. 毎時の血液ガス測定を使用して、実験の残りの部分を通じて RR 調整をガイドします。VT を 7 mL/kg に維持するために PIP を継続的に調整します。
  3. これらの換気パラメータを、6時間の観察期間全体にわたって対照動物とマルチヒット動物の両方に均一に適用します( 図1を参照)。

9.治療手順-オプション(時間:~10-20分)

  1. 潜在的な介入研究の場合は、気管内 (IT)、静脈内 (IV)、皮下、筋肉内、または鼻腔内などの臨床的に関連する経路 を介して 治療薬を送達します。実験計画に基づいて治療のタイミングを選択します。治療が行われない場合は、ステップ10に進みます。IT 管理の例を以下に示します。
    1. 子豚を右側臥位に置きます。
    2. PEEPを6 cmH2Oに維持し、PIPを調整して7 mL / kgのVTを達成します。
    3. カテーテルをバルブ付きサイドポートに所定の長さまで挿入します(手順7.2.3.3で説明)。介入の意図された用量または量の半分を点眼します。続いて、1 mL NS と 9 mL の空気をボーラスします。ボーラス注射後の換気閉塞のリスクを最小限に抑えるために、総容量を 2.5 mL/kg に制限します。
    4. 換気漏れを防ぐために、バルブ付きサイドポートをキャップで密閉します。
    5. 子豚を左側臥位に再配置し、手順9.1.3〜9.1.4を繰り返します。
    6. 子豚を仰臥位に戻します。VTを7 mL / kgに維持するようにPIPを調整します。
    7. 手順 8 で説明したように換気を続けます。

10. 安楽死と実験の完了

  1. 観察期間中の換気の 6 時間後に、最終的な生理学的記録とサンプル収集を実行します (ステップ 8)。
  2. ボーラスとして投与された120 mg / kgペントバルビタールナトリウムIV(240 mg / mL)で動物を安楽死させます(施設で承認されたプロトコルに従って)。
  3. バイタルサイン(心拍、血圧、呼吸)がない動物の死を確実にします。心拍数や呼吸音がないかどうかを聴診し、死亡を確認します。死亡は、心臓と肺の末端組織の収集によってさらに確認されます。
  4. 将来の実験のために、さらなる生化学的、分子的、および/または組織学的分析のために組織サンプルと体液を収集します14,17。
  5. すべてのデータを監視機器と人工呼吸器に保存し、バックアップコピーがローカルドライブと共有ドライブにアップロードされていることを確認し、すべての機器の電源を切ります。
  6. すべての鋭利物/生物危険物は、地域の方針に従って廃棄してください。
  7. すべての表面を好みの防腐剤で洗浄します。
  8. すべての器具を洗浄し、一晩乾燥させます。

結果

このモデルのエンドポイントは、生理学的、組織学的、炎症性、および肺胞毛細血管関門の変化を含むALI の米国胸部学会基準 (4 つ中少なくとも 3 つ) と一致しています 16,17。研究に応じて、このモデルの実装を希望する各研究グループの裁量により、さらなるエンドポイントを含めることができます。中等度の肺損傷は、動脈血中の酸素の部分分率と吸気酸素の割合 (PaO2/FiO2、P/F 比としても知られる) の比率が 200 mmHg <、重度の < 100 mmHg17 として定義されます。酸素指数 (OI) は、次の式を使用して計算されます: OI = (平均気道内圧 (mAWP) * %O2)/PaO2、および 8-16 の値は中等度の損傷として分類されます28。対照動物と比較して、マルチヒット動物は、酸素化指数、P / F比の障害、および呼吸器系コンプライアンスの低下により、重度から中等度の肺損傷を示しました(図2)。5 つのモダリティ組織学的肺損傷スコア16,17 (図 3) を使用して、肺胞および間質腔への好中球の流入、空腔を満たすタンパク質の破片、および肺胞中隔の肥厚を伴う、組織学的損傷の明確な兆候が存在しました。BALFへの好中球の流入は、肺組織におけるIL-6サイトカインの増加とともに炎症過程の兆候を提供します(図4)。

figure-results-1
図1:新生子豚の急性肺損傷のフローチャート。この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。

figure-results-2
図2:中等度から重度のALIは、このプロトコルで提示されたマルチヒット損傷に従うことによって観察されます。 (A、B)酸素化指数の増加(8〜12の間)および低いPaO2 / FiO2 (P / F)比は、中等度から重度の肺損傷に沿って、対照(青い線)と比較して、本明細書に示されたマルチヒットモデル(赤い線)で得られます。(C)肺機能は、マルチヒット動物で損なわれており、ここでは呼吸器系のコンプライアンスの>50%の低下として示されています。動物数(N):対照(N = 5)およびマルチヒット(LPS株O55:B5、1.5 mg / kg)(N = 3)。使用されているすべての値は SD ±平均値です。 この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。

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図3:マルチヒットALIモデルは、不均一な組織学的損傷を示します。 (A、B)マルチヒット肺の後部中央面に優先的に影響を与える斑状肺損傷の巨視的証拠が観察されます。(C、D)ヘマトキシリンとエオシン (H&E) で染色された肺切片の代表的な画像 (100 倍) は、肺胞および間質腔での好中球の流入と、マルチヒット肺での肺胞および中隔の肥厚を示しています。(E、F)H&E染色肺切片の代表的な画像(400倍)は、構造的完全性の障害、好中球浸潤、およびマルチヒット肺の肺胞腔における破片の沈着を強調しています。青い四角は、(E,F)のズームイン領域を表します。黒いスケールバーは、100 mm (C、D) と 50 mm (E、F) を表します。 この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。

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図4:マルチヒットモデルは、ALI後の炎症反応を示しています。 (A)対照動物と比較して、誘発された肺損傷(マルチヒット)の6時間後に好中球が気管支肺胞洗浄液(BALF)中の総細胞の割合の75%以上に達する好中球流入。(B) 炎症誘発性サイトカイン IL-6 は、ALI 誘導後 6 時間後に気管支肺胞洗浄液 (BALF) および (C) 肺組織で上昇します。動物の数(N)は、分析の時点で利用可能な材料によって異なります。BALF (B) には酵素結合免疫吸着アッセイを使用し、肺組織 (C) にはマルチプレックス レーザー ビーズ技術を使用しました。すべての値は平均値±SDとして表示されています。 この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。

補足ファイル 1: 新生児子豚急性肺損傷モデルの症例モニタリング フォーム。 このフレをダウンロードするには、ここをクリックしてください。

ディスカッション

新生児子豚 ALI モデルは、界面活性剤除去のための肺洗浄 (無心肺外傷につながる呼吸窮迫症候群を模倣する)、高酸素曝露 (活性酸素種につながる)、人工呼吸器 (バロ/ボルシ外傷)、および炎症刺激としての LPS の IT 投与を特徴とするマルチヒット モデルで構成されており、早産児の BPD 病因に関与していると考えられるさまざまな要素を反映しています2.界面活性剤の枯渇プロセス中に、損傷の一因となる圧力と酸素の意図的な増加があります。FiO2 1.0 による高酸素への曝露は約 3 時間であり、誘発肺損傷段階 (界面活性剤枯渇洗浄およびエンドトキシンの設置) 中に約 90 分間高圧が加えられます。超早産児の蘇生中の吸気酸素レベルが高い (高 FiO2 0.9 対低 FiO2 0.3) は、酸化ストレスと炎症を高め、高酸素症への曝露は 1 時間未満でした29。子豚モデルで界面活性剤が枯渇すると、肺が虚脱/無気肺を引き起こし、適切な換気と酸素化のために肺胞の開存性を維持する能力が低下します。そのため、観察期間中に設定値を下げても、界面活性剤を除去すると、一回換気量7mL/kgを達成するためにより高い圧力が必要になります。肺は時間が経つにつれて界面活性剤を生成できるようになり、進行中の有害なプロセスの程度は時間の経過とともに減少する可能性があります。しかし、ALIのこの新しい新生児子豚モデルは、誘発された肺損傷後の6時間の観察期間中に、肺機能(コンプライアンス)および酸素化(PF比)の回復(図2)をほとんど示さない。このモデルは、超早産児が直面する最も一般的な出生後の最初の状況によく似ており、トランスレーショナルの取り組みに非常に関連しています。このモデルは、P/F比 28 で定義される中等度 (100-200 mmHg) から重度 (<100 mmHg) の急性肺損傷を作成します。炎症を伴うLPS効果は、損傷後1〜2時間でピークに達します30。このモデルは、研究プログラムに合わせて観察や治療の長さを変更することで、他のグループが操作できる足場として使用できます。

プロトコルの重要なステップ

アクセシビリティを優先しているにもかかわらず、この大型動物モデルは依然として複雑であり、この実験を完了するには高度なスキルを持つチームが協力して取り組む必要があります。プロトコルには、特別な注意が必要な重要な手順があります。これらの考慮事項は、この複雑な実験フレームワークを確実に成功させるために重要です。

動物の輸送

母親からの早期の分離は、動物にとって非常にストレスの多い時期になることが予想され、心血管の安定性を維持できなくなり、輸送中に死亡する可能性があります。しかし、本明細書に提示された輸送プロトコル(ステップ3を参照)は、非常に穏やかな動物(一部は眠りにつくことさえ)を可能にし、完全な実験を可能にしました。輸送の最大時間に関する明確な推奨事項を作成することは困難ですが、私たちの経験では、子豚は約60分の輸送に快適に耐えることができました。

換気の最適化

人工呼吸器は、一回換気量が肺に確実に届けられるように、回路のコンプライアンスを補うように設定する必要があります。一回換気量が回路に失われると子豚が血行力学的に不安定になる可能性があるため、これは界面活性剤の枯渇中に特に重要です。研究者は、利用可能な人工呼吸器が新生児に適切な一回換気量の送達を可能にすることを確認する必要があります。成人用人工呼吸器は、多くの場合、適切な新生児一回換気量を達成できません。PIPは、呼気一回換気量値を維持するために使用されます(肺洗浄中を除く、他の14、19、20、21、31、32によって以前に説明されているように、このプロトコルで使用される7 mL / kg-次のセクションを参照)。LPS投与中、またはIT治療にバルブ付きサイドポートを備えた気管内チューブアダプターを標準化して使用することで、換気回路からの切断を回避して気道内圧を維持することができます。

手術後の標準化された肺リクルートメント戦略

無気肺は、準備段階および手術段階で子豚の肺に発症する可能性があります。適切な肺通気を確保するために、筋弛緩後の「肺動員」操作が33 行われました。リクルートメント操作後、健康な開いた肺における正常な高酸素反応を考慮すると、動脈血中の酸素分圧は 400 mmHg を超えると予想されます。これに達しない場合、研究者は、最適化されていない実験条件のために肺が適切に動員されなかったかどうか、または子豚に既存の状態がある可能性があるかどうかを検討する必要があります(たとえば、子豚が未知の曝露が発生する可能性のある農場から入手された場合)。このプロトコルでは、この目標を達成できるかどうかを確認するために、リクルート操作を一度再開して前者の説明をテストすることができます。2回目のPaO2が400mmHgに達しない場合は、実験結果に不適切な影響を与える可能性のある既存の状態として、動物の除外を検討してください。

十分な体液と代謝恒常性が最も重要です

これにより、水分補給不良や代謝制御に関連する重要な交絡因子効果が制限されます。これらの新生児の正期産子豚は、通常、大きな同腹子に生まれますが、すべてが同様の授乳の機会を持っているわけではありません。そのため、実験に使用する前に、ある程度の出生後脱水症状にさらされる可能性があります。5〜8 mL / kg / hの総水分摂取量を提供するだけで、良好な血管内容量を維持するのに十分です14,34。代謝制御の確保は、血糖値を4〜5mmol / L(新生子豚の正常な生理学的範囲35,36)に維持することで行われます。高血中乳酸は、酸素供給不良を反映するために使用される別の基準であり、低酸素症前の血管内液状態の低下を反映している可能性があります。十分な水分補給と十分に水分補給された動物は、心血管の安定性を備えた界面活性剤枯渇洗浄に耐え、重度のアシドーシスを引き起こしません。ヘモグロビンおよびその他の生化学パラメータの基準値は、年齢と種によって異なります37,38。ヘモグロビンの低下は酸素化に影響を与える可能性があり、最適化された保守的な採血が必要です39,40。各採血は、等量の NS で補償されます。血中電解質、尿素、クレアチニンレベルを使用して、十分な水分療法に従いました。

肺洗浄処置中に十分な回復時間を確保する

肺洗浄中、危険な肝うっ血41、肝出血、および右心不全を回避するために、適切な静脈還流を可能にするために、各洗浄の間に少なくとも3〜5分の重要な回復ウィンドウが必要です。この現象は、実験コホート内の数匹の動物で観察されました。適切かつ積極的な輸液管理は、臨床的安定性を維持するために不可欠です。この子豚モデルの小規模な集中治療室を再現することにより、重要な状況とそれに関連する緊急時対応計画を認識するために、チームメンバー間の知識の翻訳を促進できる臨床医、新生児専門医、または上級獣医師技術者を持つことの重要性が不可欠です。

推奨されるトラブルシューティング

子豚は、手術および実験時間全体にわたって全身麻酔と鎮痛下に置かれます。1人が実験全体を通して子豚を監視することに専念します。動物ごとに、麻酔薬に対する感受性と反応が異なります。バイタルと毎時の血液ガスによる麻酔導入直後の動物の状態を監視することが重要です。必要に応じて身体的評価に加えて、麻酔レベルと代謝の安定性に関する情報を提供します。界面活性剤の枯渇に達するために必要な肺洗浄の回数(6〜20)および時間(28〜115分)にはばらつきがあります。

麻酔導入、安定化、および手術中の潜在的な問題と解決策:(1)無呼吸が発生した場合は、麻酔ガスをオフにし、自発呼吸が戻るまでバッグマスク換気で呼吸をサポートする必要があります。(2) 高 HR、低 MAP、または低 CVP による 血液量減少の兆候が存在する場合は、10 mL/kg の NS の輸液ボーラスを投与する必要があり、維持輸液の割合の増加を考慮する必要があります。(3) MAP が 30-40 mmHg に低下した低血圧が輸液ボーラスで解決しない場合は、麻酔ポンプを減ら/停止し、灌流と低血圧の兆候を 10-15 分後に再評価する必要があります。内出血の可能性を評価するためのヘモグロビンレベルの血液ガス分析。(4)呼吸器症状が気胸(急性飽和度低下または徐脈>20%)を示している場合、子豚は直ちに安楽死させます。

制限

本明細書のモデルは、大型動物モデルにおける短期(6時間)の新生児ALIを表す。境界性パーソナリティ障害につながる怪我の慢性化は、考慮すべき重要な要素です。このモデルは病因のこの側面を完全には捉えていない可能性があり、6 時間を超える肺損傷の進行を知らせるデータは未定のままです。それにもかかわらず、このモデルの一貫性は、構築するための強力な基盤(長さの延長/プロトコルの変更)として立っており、それを実装する研究グループに汎用性を可能にします。この大型動物モデルの構想中はアクセシビリティと実現可能性が重視されているにもかかわらず、実験を円滑に実行するには特定のスキルセットが必要です。生理学の強力な基盤と、薬物/輸液など による 急激な変化/悪化を管理するための知識を備えた臨床専門知識は、初期段階での実施と成功裏の完了に必要です。このスキルセットは、チームメンバーに転送して、長期にわたってモデルを継続的にメンテナンスすることができます。さらに、強力なコミュニケーションとコラボレーションが確立されている獣医技術者、検査技師、および上級大学院生で構成されるチームは、各実験のすべてのコンポーネントを適切にカバーすることができます。ワークフローが最適化されると、実験を最初から最後まで実行するには、少なくとも3人のチームメンバーが必要になることが予想されます。

意義とその応用の可能性

臨床翻訳は、前臨床レベルでの強力な基礎研究に依存しています。しかし、前臨床モデルとヒト生理学の不一致により多くの臨床試験が失敗しており、翻訳の可能性を強化するために密接に関連する大型動物モデルの重要性が浮き彫りになっています。肺損傷の新しい新生児子豚モデルの生成は、初期の病原性事象をよりよく理解し、ヒト早産肺における境界性パーソナリティ障害の発症を助長する環境を促進するために重要です。ここで提示されたモデルは、未熟児の生後数日間の集中治療環境(高酸素症、高圧換気、界面活性剤の欠如)の重要な側面を再現しており、これは密接にモデル化されています。この汎用性の高い新しい新生児子豚マルチヒットモデルは、初期のBPD病原性プロセスに関する貴重な洞察を提供し、治療候補に関する知識を前進させるだけでなく、効果的な臨床翻訳のための治療送達の最適化を提供します。これはコラボレーションの優れたベクトルとして機能し、安全性から有効性、知識生成に至るまで、さまざまな概念実証研究のための仮説検証フレームワークを促進します。このモデルは、将来の試験の基礎として機能し、早産児に見られる急性肺損傷の臨床翻訳努力を大幅に前進させるでしょう。

開示事項

他のすべての著者には、宣言すべき競合する利益はありません。

謝辞

このプロジェクトを通じて使用されてきた新生児用人工呼吸器を惜しみなく貸してくださったトロントのシックキッズ病院のマーティン・ポスト博士に感謝します。また、このモデルの開発中にあらゆる支援をしてくれたオタワ大学心臓研究所の動物ケアおよび獣医サービスのダン・デベット氏と彼のチームにも感謝します。この研究は、CHEOのCHAMOイノベーション基金、幹細胞ネットワーク、ロヴィサ王女協会[HKH Kronprinsessan Lovisas förening]、David and Astrid Hagelén Foundation、Swedish Heart Lung Foundationによって支援されています。

材料

この記事で使用された材料の一覧
名前会社カタログ番号コメント
#10 メスブレード皮膚切開
1mlシリンジベクトン・ディクソンBD309659スリップチップ 
10mlの注射器ベクトン・ディクソンBD302995動脈管や静脈管用のフラッシュシリンジ
18Gアンジオカテーテル インサイト膀胱カニュレーション
20mlの注射器ベクトン・ディクソンBD302830必要なら液体ボーラス投与
22Gの皮下注射針ベクトン・ディクソンリフィルシリンジ
24 G血管カテーテルインサイト160465耳IVアクセスと大腿動脈・静脈
25Gの注射針ベクトン・ディクソン筋肉内(IM)ブペノルフィン注射
3mlの注射器ベクトン・ディクソン薬剤注入および監視ラインデッドスペース除去
3-0シルクタイエティコンA304H動脈および静脈カテーテルの固定に使用されます
4ウェイストップコックディスコフィックス、ブラウンD500456020流体に接続され、洗浄およびサンプリング用の監視ラインが使われています
6インチエクステンションセットSAIインフュージョンテクノロジーズエクスクティブ6点滴/動脈ラインに接続され、
60インチエクステンションセットBBV6223薬剤点滴ライン
AirLife Neo-Verso Y気道アクセスアダプター 気管内チューブ用ヴィアイレCSC300気管内投与に用いられます
ブペンオルフィン、0.3 mg/mLCDMV128140痛み止めとしての筋肉内注射ボーラス
デキストロース、5%バクスターJB0063血糖維持
使い捨てカーテン3歳3M1050無菌フィールドカーテン
心電図電極3歳220790心電図用の使い捨て電極
気管内チューブ(ETT)投与カテーテル
気管内チューブ3.5 テレフレックス5-10107気管切開に使用
エピネフリン、1 mg/mLホスピラ07541L01必要に応じて無菌生理食塩水で0.1 mg/mLに希釈して蘇生のために行います
Epoc血液ガス分析機 ジーメンス10736398NXSホスト付きEPOC血液分析システム
エポックサンプルカードジーメンスBD309659血液ガスカートリッジ
ホルマリン、10%バッファーフィッシャー・サイエンティフィックSF100-4肺固定
ヒートパッドケント・サイエンティフィックTPZ-814EA水循環ブランケット
静脈内(IV)点滴ポンプ 3回シグマ・オルドリッチZ401358ケタミン/プロポフォールとロクロニウムの点滴
ケタミン、10 mg/mLベトキノール112170麻酔維持のためのシリンジポンプでの連続点滴(無菌生理食塩水で希釈)および注意事項;
ケタミン、100 mg/mLベトキノール112170全身麻酔誘導のボーラスおよび麻酔維持のためのシリンジポンプとして使用。
乳酸リンガーバクスターJB2323血液量維持
洗浄器具:じょうご、3ウェイコネクター、ETTコネクター、4フィートチューブ該当なし該当なし洗浄用の自家製チューブ
リポ多糖、LPS(O55:B5)、100mgシグマ・オルドリッチL2880-100mg2回目の打撃による肺損傷
MR850呼吸加湿器フィッシャーとペイケルMR850JXX*
ペントバルビタールナトリウム(エウタニル)、240 mg/mLベトキノール381人道的な安楽死のための点滴ボーラス
圧力トランスデューサーマッカーシー獣医用品V6402Surgivetでの動脈・静脈圧のため
プロポフォール、10 mg/mL全身麻酔誘導のボーラスおよび麻酔維持のためのシリンジポンプとして使用。
パルスオキシメータマイスモNEOPT-500
ロクロニウム、10 mg/mLオーロファーマ2498820手術後および肺損傷誘導開始前に使用され、その後連続点滴を行います
生理食塩水 0.9%バクスターJB1324血ライン洗浄と血液量蘇生
無菌水該当なし該当なし換気加湿器用
吸引カテーテル 10 CH/25 cmメディプラスト608810251肺葉の気管支性肺胞洗浄に使用
吸引カテーテル 6 CH/40 cmメディプラスト60880640洗浄中に余分な生理食塩水を除去します
手術器具:メスの柄、蚊用ピンセット、親指鉗子、メッツェンバウムハサミ、ホチキス、外科用ハサミ、リトラクター、ガーゼ、ステンレス製ボウル該当なし該当なし外科用パックのオートクレーブ
サージベット:NIBPカフ、温度プローブ、およびnbsp;侵襲的な血圧、心電図、パルスオキシメーターを2回測定しますマッカーシー獣医用品V9203含まれているのは、非侵襲的血圧計(NIBP)、体温計、2回の侵襲的血圧(BP)、心電図(ECG)、パルスオキシメーターです
シリンジポンプ×3台麻酔ポンプ
テープ耳のIVラインの固定
アンブリカルテープエティコン気管内チューブを気管内に固定します
人工呼吸器(サーボI)ゲティンゲ適切な潮汐量を測るために新生児用設定が必要です
換気回路フィッシャーとペイケルRT265加湿器を使って
ボルス管閉塞クランプ該当なし該当なし洗浄中にチューブを塞ぐ

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