Name: サブセルラー解像度で手つかずのショウジョウバエの幼虫の in vivoイメージングで (動画) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-09-10T17:00:00.000+00:00
Duration: 17 min 51 s
Description: 学ぶデスフルラン麻酔を用いたDrosophila melanogaster幼虫のin vivoイメージング法。共焦点顕微鏡で神経筋接合部のシナプス動態を高解像度で観察し、95%の生存率で数日間の経時的構造追跡が可能です。

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我々は、技術的なアドバイスのために生物物理化学、ドイツとDavid J.サンドストローム、国立精神衛生研究所、国立衛生研究所、ベセスダ、MD、米国のためにアンドレアスSchönle、マックスプランク研究所に感謝する。我々は、イメージング室と麻酔のデバイスを構築するためのフランクKötting、ヨーロッパの神経科学研究所、ゲッティンゲンに感謝。この作品は、アルツハイマー病ForschungイニシアティブからTMRYZへの補助金によって支えられている細胞分子神経科学、テュービンゲン大学の大学院の交わりによってSBH、中国奨学金委員会の交わりによってサポートされていました。

イメージングチャンバーのA）組立<ol><li>選択された段階（25℃で約24時間の観測間隔をあけ° Cの段階を徘徊するまで、例えば初期の第3齢幼虫）の幼虫を選択します。 </li><li>培養液し、乾燥DABのそれをきれいに水で幼虫をすすぎます。 </li><li>コー​​トチャンバの底部の要素の中心、ハロカーボンオイルの薄膜で、幼虫に直面する地域。 </li><li>チャンバー内の顕微鏡対物（神経筋接合部（NMJ）26および27は、イメージを作成することができます）（図1 AE）に面した腹側に幼虫を置く。 </li><li>グリッド面の上方（図1）の空気のスロットで、油の層の上にプラスチック製のスペーサを置きます。このステップで確認してください：スペーサの高さは約半分の幼虫の直径であり、スリットの幅は、幼虫の約2倍の直径にする必要があります。 </li><li>顕微鏡でイメージング室を配置</li></ol>幼虫のB）麻酔<ol start="7"><li>適切な麻酔装置/気化器とチャンバーの二つのインレットを接続します。 アップフロントを確認してください。 室内空気中のデスフルランの有効濃度は、安全規則によって指定されたものを超えないようにしてください！デスフルランのごくわずかな総容量は、幼虫を麻酔するために必要です。デスフルラン1の15％のアプリケーション（v / v）の実験で使用する理想的な濃度を決定するための良い出発点であることが証明されている。安全上の理由から、我々は、気化器は、in vivoイメージングの2-4時間のために必要以上のデスフルランが含まれてはならないことを示唆している。 </li><li>水のガラスでチャンバーの出口に接続されたチューブのもう一方の端を浸してから約5秒間チャンバーへの麻酔の流れを制御するバルブを開きます。 このステップで確認してください。 気泡が水に登るのですか？そうでない場合チャンバーは漏れやすいです。 </li><li>約3秒間のバルブを閉じます。 </li><li>顕微鏡で残留幼虫の動きを監視します。ハートビートと筋肉の動きの両方を確認してください。幼虫の麻酔が完了するまでに必要なオープンとクローズのバルブは、ステップ8および9で説明されている場合は、すべてのバルブを閉じて、イメージングを起動します。 このステップで確認してください。 残留筋肉の動きやハートビートは、幼虫が適切に麻酔ではないことを示します。完全な麻酔は、高解像度の画像が不可欠です。幼虫は通常、特定の時点よりも長い15〜20分のための麻酔であってはならない。 </li></ol> C）イメージング<ol start="11"><li>正しい位置と画像の興味の構造（図2-4）を識別する。 </li></ol> D）麻酔からの回復は<ol start="12"><li>イメージングは​​、チャンバー内に空気を聞かせ完了後。 このステップで確認してください。 送信されるハロゲンの光によって幼虫のハートビートと筋肉の収縮を確認してください。筋肉が収縮を始めると、それは、イメージング室から幼虫を削除しても安全です。 </li><li>麻酔装置からチャンバーを外し、顕微鏡から取り外します。慎重にチャンバーを分解しますとマッシュポテトフライ培養培地に幼虫を置く。 </li><li>適切な温度でインキュベーター内で料理を保管してください。 </li></ol> E）時系列<ol start="15"><li>十分な時間のポイントが得られるまで手順2-14を繰り返します。 代替プロトコル： 幼虫は30分間隔内で複数回撮像する場合には、次の麻酔の時点まで、イメージングチャンバー内にそれを残すために実用的かもしれません。十分な時間のポイントが得られるまで手順7-14を繰り返します。 このステップで確認してください。 幼虫は一度に2時間以上の撮像室内に保持されるものではない、またその時点でより長い15〜20分のための麻酔になることです。 </li></ol><img src="/files/ftp_upload/2249/2249fig1.jpg" alt="図1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="図1"> イメージングチャンバーの1アセンブリを示します 。 （A）幼虫と油の層の上にプラスチック製のスペーサを置きます。 （B）、次のスペーサーで22 × 22 mmのカバースリップを置き、チャンバー内にプレキシグラスのガイドリングを挿入する（C）金属リングと幼虫の位置を修正し、（D）チャンバーを閉じます。 （E）今すぐチャンバーは顕微鏡にマウントする準備が整いました。 <img src="/files/ftp_upload/2249/2249fig2.jpg" alt="図2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="図2"> ショウジョウバエの幼虫の2ボディー壁の筋肉を図 。筋肉やNMJsはCD8 - GFP - SH融合蛋白質8の発現によって可視化した。幼虫にクチクラを通して腹側に焦点を当てたときに観察されるように筋肉が表示されます。 （AC）で最も表面的な筋肉、27は、最も内側の筋肉、6と7は、表示されている（KL）で、示されています。スケールバー：100μmの、スライス間のΔZは2μmである。 <img src="/files/ftp_upload/2249/2249fig3.jpg" alt="図3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="図3"> ショウジョウバエの幼虫の体壁筋の3アイデンティティを示しています 。 L3 ショウジョウバエの幼虫の筋肉のアイデンティティ、セグメントのA3は、示されている。筋肉やNMJsはCD8 - GFP - SH融合蛋白質8の発現によって可視化した。幼虫にクチクラを通して腹側に焦点を当てたときに観察されるように筋肉が表示されます。 ACで最も表面的な筋肉、27は、表示され、KLで最も内側の筋肉、6と7で、示されています。スケールバー：100μm以下、スライス間のΔZは2μmである。 <img src="/files/ftp_upload/2249/2249fig4.jpg" alt="図4" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="図4"> 図ショウジョウバエの幼虫の神経筋接合部の4アイデンティティ 。 （AD）NMJsはDGluRIIA - MRFP融合タンパク質1の発現によって可視化した。幼虫にクチクラを通して腹側に焦点を当てたときに観察されるようにNMJsが表示されます。 （AB）の最も浅NMJ、27日に示されている、CDの中で最もインテリアNMJs、6と7は、表示されます。スケールバー：100μm以下、スライス間のΔZは5μmである。 （E）と（F）表層（E）とより多くのインテリア（F）NMJsのアイデンティティは参照のために与えられます。

<ol><li>Rasse, T. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glutamate+receptor+dynamics+organizing+synapse+formation+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Glutamate receptor dynamics organizing synapse formation in vivo.</a> Nat Neurosci. 8, 898-905 (2005).</li>
<li>Rasse, T. M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22In+vivo+imaging+of+long-term+changes+in+the+Drosophila+neuromuscular+system+%5B%5D%22">In vivo imaging of long-term changes in the Drosophila neuromuscular system [dissertation]</a>. , Georg-August-University Göttingen. (1988).</li>
<li>Fuger, P., Behrends, L. B., Mertel, S., Sigrist, S. J., Rasse, T. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Live+imaging+of+synapse+development+and+measuring+protein+dynamics+using+two-color+fluorescence+recovery+after+photo-bleaching+at+Drosophila+synapses%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">Live imaging of synapse development and measuring protein dynamics using two-color fluorescence recovery after photo-bleaching at Drosophila synapses.</a> Nat Protoc. 2, 3285-3298 (2007).</li>
<li>Wang, X., Schwarz, T. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+axonal+transport+of+mitochondria%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+enzymology%22%5BJournal%5D)">Imaging axonal transport of mitochondria.</a> Methods in enzymology. 457, 319-333 (2009).</li>
<li>Vinegoni, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mesoscopic+fluorescence+tomography+for+in-vivo+imaging+of+developing+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Mesoscopic fluorescence tomography for in-vivo imaging of developing Drosophila.</a> J Vis Exp. , (2009).</li>
<li>Lin, C. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Label-free+imaging+of+Drosophila+larva+by+multiphoton+autofluorescence+and+second+harmonic+generation+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+biomedical+optics%22%5BJournal%5D)">Label-free imaging of Drosophila larva by multiphoton autofluorescence and second harmonic generation microscopy.</a> Journal of biomedical optics. 13, 050502-050502 (2008).</li>
<li>Levitan, E. S., Lanni, F., Shakiryanova, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+imaging+of+vesicle+motion+and+release+at+the+Drosophila+neuromuscular+junction%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">In vivo imaging of vesicle motion and release at the Drosophila neuromuscular junction.</a> Nat Protoc. 2, 1117-1125 (2007).</li>
<li>Zito, K., Parnas, D., Fetter, R. D., Isacoff, E. Y. &amp, Goodman, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Watching+a+synapse+grow%3A+noninvasive+confocal+imaging+of+synaptic+growth+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Watching a synapse grow: noninvasive confocal imaging of synaptic growth in Drosophila.</a> Neuron. 22, 719-729 (1999).</li>
</ol>

利害の衝突は宣言されません。

提示方法は、最初にキイロショウジョウバエの幼虫の体壁筋上のグルタミン酸作動性シナプスを研究するために開発されました。 ショウジョウバエ神経筋接合部（NMJ）は、筋肉や神経細胞のステレオタイプCYTO -アーキテクチャによって特徴付けられるため、理想的にin vivoイメージングに適しています。しかし、説明した麻酔のプロトコルは、イメージングNMJに限定されるものではなく、 ショウジョウバエの幼虫の透明性は、器官の発達を研究するために記述されたプロトコルの適応、細胞の遊走、細胞内の軸索の貨物とサブセルラー再編の輸送を容易にします。

試薬： <ul><li>デスフルラン（Suprane、バクスター、ウンターシュライスハイム、ドイツ） </li><li>ハロカーボンのオイル（例えばVoltalef H10S油/アトフィナ、Puteaux、フランス） </li><li>培地を飛ぶ</li></ul>設備： <ul><li>倒立型共焦点顕微鏡</li><li>双眼顕微鏡（例えばSTEMI 2000、カールツァイス、イエナ、ドイツ） </li><li>並べ替えに使用される小さな絵筆が飛ぶ</li><li>インキュベーター</li><li>カスタム構築されたイメージング室（機械図面のrefを参照してください。3） </li><li>気化器/麻酔装置（詳細は文献3参照） </li></ul>

サブセルラー解像度で手つかずのショウジョウバエの幼虫の in vivoイメージングで

In vivo Imaging of Intact Drosophila Larvae at Sub-cellular Resolution

光学イメージングの最近の改善は、希望するトランスジェニック動物のラインの効率的な設置を可能にする遺伝的に符号化された蛍光体と遺伝学的ツールは、生活の文脈で検討する生物学的プロセスを有効にしている、といくつかのインスタンスでも、生物を行動する。このプロトコルでは我々は1-3のサブ携帯の解像度でシナプス集団の発達と可塑性に従うことをデスフルラン揮発性麻酔薬を、使用して、無傷のショウジョウバエの幼虫を麻酔する方法について説明します。 キイロショウジョウバエの幼虫を麻酔するために他の有用なメソッドが以前に4,5,6,7,8を説明してきたが、本明細書に提示プロトコルは、以下の複合キーの機能に起因する大幅な改善を示しています：麻酔の（1）非常に高い学位を、さらにハートビートが2日目および（する時間の期間にわたって個以上の時間ポイントの記録を可能にして、麻酔のサイクルごとに&gt; 90％の（2）高い生存率、最大150 nmの1の横方向の解像度を可能に逮捕される3）2つのインスタンスで私たちを可能にする高感度は、生理学的レベルでの発現タンパク質のダイナミクスを研究する。具体的には、我々は、GluR - IIAは安定したトランスジェニック系統における内因性プロモーター1とエキソントラップラインFasII - GFP 1を介して発現するシナプスのグルタミン酸受容体サブユニットを可視化することができた。 （4）他の方法とは対照的に4,7幼虫がないだけ生きてイメージを作成するだけでなく、そのまますることができます（すなわち、非解剖）の観察は1日目の数以上発生することができます。付属のビデオの詳細vivoイメージング室2,3 での個々の部品の機能、幼虫、麻酔の手順、方法幼虫内の特定の位置を再認識すると幼虫の安全な取り外しの取付正しい画像からチャンバー。

このプロトコルは、無傷の麻酔とイメージングのための信頼性の高い方法を説明します<em&gt;キイロショウジョウバエ</em&gt;幼虫。我々は数日までのサブセルラー分解能と構造の再認識で反復的なイメージングを可能にするためにデスフルラン揮発性麻酔薬を利用してきた<sup&gt; 1</sup&gt;。

光学イメージング、遺伝子コード型蛍光タンパク質、および目的のトランスジェニック動物を効率的に作製することを可能にする遺伝子ツールの近年の進歩により、...

光学イメージングおよび遺伝子符号化蛍光タンパク質の飛躍的な進歩により、科学者は関心のある生物学的プロセスを、生体内で、場合によっては行動中の個体においてまで研究することが可能になりました。哺乳類の脳のin vivo研究に多くの重点が置かれていますが、当研究室では、比較的単純なモデルシステムであるショウジョウバエの神経筋接合部を使用しています。以下のビデオでは、個々のシナプスの発達を数時間から数日間にわたって追跡するため、ショウジョウバエ幼虫を麻酔し、イメージングする方法を説明します。ショウジョウバエの発達を研究する方法は他にも存在しますが、ここで提示する固定プロトコルは、以下の主要な特徴を備えています。まず、非常に高い解析精度により、心拍まで停止させることができ、これが高品質な画像を得るために不可欠です。次に、95%の生存率と、極めて感度の高い画像を取得できる能力が挙げられます。以下のプロトコルを用いることで、例えば、内因性プロモーターによって生理的レベルで発現し、GFPでタグ付けされたグルタミン酸受容体のダイナミクスを研究することが可能になります。ここでは、イメージングチャンバーへの幼虫の導入方法、幼虫の麻酔方法、サインアップ階段をイメージングするための幼虫内の特定の部位の特定方法、そして固定後の幼虫の回収方法について説明します。生体イメージングを行う前に、幼虫を洗浄することが重要です。このプロセスは単純ですが、幼虫を傷つけないように注意する必要があるため、幼虫の移動にピンセットは決して使用しないでください。代わりに、ブラシを用いて優しく動かします。洗浄に使用する水は室温で、蒸留水ではなく、また洗剤も含まれていない通常の水道水です。ご確認いただけます。良好な結果を得るため、幼虫を餌から慎重に移動させ、新鮮な水道水に入れます。また、幼虫を水に浸しておく時間はできるだけ短くすることが極めて重要です。これにより、気管への水の侵入を防ぐことができます。水の侵入は呼吸を妨げるだけでなく、麻酔プロセスにも影響を及ぼします。次に、イメージングチャンバーを準備します。まず、チャンバーの底面にオイルを非常に薄く広げます。次に、このオイルの膜の上に幼虫を配置します。ここでは、管の末端がオイルに触れないように注意することが重要です。配置した後、幼虫の上にスペーサーグリッドを置きます。3つのチャンネルが上を向き、幼虫に空気が供給され、オイルで詰まらないようにすることが重要です。次に、スペーサーの上にカバーガラスを載せ、幼虫が正しく配置されているかを確認します。つまり、腹側が下を向き、気管が見える背側が上を向いている状態にします。その後、プラスチック製の適応リングとメタルリングを装着し、幼虫が2枚のガラススライドの間で均一に圧迫されるようにします。次に、イメージングチャンバーを閉じ、イメージングを開始するために共焦点顕微鏡へ移動させます。ここで、幼虫を固定したイメージングチャンバーを共焦点顕微鏡の上に設置します。イメージングチャンバーから3本のチューブが伸びています。1本は麻酔剤のジフルロールに接続されており、もう1本は排出口となるチューブ、そして最後の1本は幼虫に新鮮な空気を送り込むためのチューブです。幼虫チャンバーを麻酔装置に接続した後、幼虫が正しく配置されていることを確認することが重要です。次に、ポンプを介して麻酔システムに空気を導入します。この際、チャンバー内の圧力が推奨される最大値を超えないように注意してください。次に、空気の流れを確認するために、出口チューブを水の中に入れます。水が入ったボトルの中に気泡が出ることで、空気の流れが確認できます。ここでゆっくりとバルブを開き、ジフルオロエチレンを短時間チューブ内へ流します。最初の麻酔後、幼魚の反応を確認することが重要です。心拍がまだ確認できる場合は、示されているように、追加の麻酔を行う必要があります。次のセクションでは、顕微鏡下での幼魚の状態を示します。ここで、顕微鏡越しに麻酔処置の重要な過程を確認します。初期段階では、筋肉の収縮が続いており、幼虫の動きが見られます。動きが緩やかになり始めたら、幼虫の上端から下端までスキャンし、麻酔が浸透していく様子を観察します。動きが緩やかになり、最終的に停止します。麻酔パルスを数回照射すると、溶岩（lava）の動きが止まり、確認できる唯一の動きは顕微鏡の調整によるものとなります。麻酔の程度を判断するには、心拍数を確認することが重要です。He yaoは、主に脂肪体が観察される溶岩の深い部分に焦点を合わせます。重要な点として、心臓周囲の領域が確認でき、心拍が停止していることが明白であるため、幼虫がイメージング可能な状態にあることがわかります。in vivoイメージングにおける大きな困難の一つは、目的とする神経筋接合部を特定することです。手順を説明するため、幼虫をスキャンした際の様子をお見せします。次に、イメージングに一般的に使用する神経筋接合部を確認できます。それでは、幼虫の中にゆっくりとフォーカスを合わせていきます。クチクールの表面から、いくつかの筋肉が現れたり消えたりするのが見えます。その一部がハイライトされています。この動画では、CD8膜貫通ドメイン、GFP、およびカリウムチャネルShakerタンパク質のC末端領域を含む人工融合構築物を示しています。このコンストラクトはすべての筋肉の膜に局在し、神経筋接合部でより高い発現を示します。ここから動画を低速で再生します。図2と図3を参照しながら、個々の筋肉が現れたり消えたりする様子を確認してください。これらのハエはin vivoイメージングを習得するのに非常に有用ですが、通常は、シナプスのポストシナプス領域またはプレシナプス領域のみを標識するマーカーを発現させた幼虫を使用します。これらは筋肉の表面全体を標識していないため、幼虫において同一の部位を特定することは非常に困難です。この動画では、RFPでタグ付けされたグルタミン酸受容体を示しています。動画ではラベルに焦点を合わせ、個々の神経筋接合部をハイライトして示しています。映像をよりゆっくりと再度再生します。図4を参考にしながら、個々の神経筋接合部を特定してください。これで理論的な説明が終わりましたので、次は実際の手順を実演します。次に、MHC CD8 GFPシェーカー発現幼虫の神経筋接合部27に注目します。デジタルズームを上げて神経筋接合部の位置を調整した後、C方向に中央領域へ移動させ、幼虫が適切に配置されていること、およびオーバーサチュレーション（飽和）したピクセルがないことを確認します。飽和したピクセルは赤色で表示され、それに比べて飽和していないピクセルは青色で表示されることがわかります。レーザー出力を下げて再スキャンします。これにより、適切なゲインとレーザー強度が得られ、飽和領域がなくなります。次に、C方向における神経筋接合部の位置をマークすることが重要になります。まず、CSTスタック全体を正確に記録するために、下限のスキャン位置をマークし、次に上限のスキャン位置をマークします。通常、ピクセルサイズは100 nanometers × 100 nanometersとし、C方向の間隔は500 nanometersに設定します。撮像後に画像を処理するためのデコンボリューションを行う予定がない場合は、ノイズを防ぐためにゲインを適切なレベルに設定し、同時にCSTスタック完了後の退色を最小限に抑えるため、レーザー強度を弱く設定します。M-H-C-C-D-H shaker GFP コンストラクトを発現している神経筋接合部が適切に記録されています。次のセクションでは、グルタミン酸受容体に焦点を当て、同様のプロセスを完了させます。RFPタグ付きグルタミン酸受容体を記録するために、再びクチクラを通してフォーカスし、セグメントA3にある個々の神経筋接合部を確認します。右側の神経筋接合部をズームした後、それを視野の中心に再配置します。以前と同様に、オーバー露出や飽和したピクセルがないことを確認する必要があります。ここでも一部のピクセルが飽和していることが明らかなため、設定を調整し、もう一度テストスキャンを行います。レーザー出力のゲインが適切に調整されました。次に、CSTスタックの上限位置を特定して確認し、続いて下限位置を特定して設定することが重要です。これで、神経筋接合部の個々の平面のスキャンを開始できます。神経筋接合部の直下および直上のセクションでブランクスキャンを行うことが重要であり、これにより、そこに位置するシナプスを見逃すことを防ぎます。共焦点スキャンの完了後、神経筋接合部を投影し、in vivoイメージングで得られる典型的な結果を確認します。この画像を保存しておくことは重要であり、後日のタイムポイントで完了したスキャンと比較して神経筋接合部を再特定することで、新しいシナプスやシナプスバトンなどの変化を識別できるようになります。イメージングに成功した後、速やかに動物を覚醒させ、イメージングチャンバーから迅速に取り出すことが重要です。Yaoが現在この作業を行っており、動物の状態を継続的にモニタリングしながら、麻酔装置を調整して、フルオリン（フッ素）だけでなく新鮮な空気がシステム内に循環するようにしています。次に、チャンバーの出口を水の中に入れます。気泡が出ていることで、システム内に空気が流れていることがわかります。幼虫の心拍が再開し、覚醒することを確認しながら、継続的に観察します。麻酔プロセスと同様に、確実に覚醒させるため、幼虫に断続的に数回の空気を送ることが最適です。顕微鏡を通して、やっていることを確認できます。システムに空気を送り込む様子が見えます。チャンバー内で圧力変化が生じ、それが幼虫に人工的な動きを誘発させます。やがて、幼虫が自力で動き始めますが、これは心拍の開始において最も顕著に現れます。そのため、これらの動きをより鮮明に観察できるよう、幼虫にズームインします。リズムのある拍動が確認できれば、幼虫の覚醒に成功したことになります。幼虫を正常に覚醒させた後は、イメージングチャンバーから回収することが重要です。幼虫はチャンバーの底部にいるため、上部を側面に置きます。Yaraが金属製の重りとプラスチックカバーを取り除きます。次にカバーガラスを取り除き、続いて幼虫が入ったプラスチックスペーサーを取り出します。ブラシを用いて、プラスチックスペーサーから幼虫を慎重に取り出します。次に、幼虫を短時間水に浸し、拭き取って過剰な油分を除去します。その後、幼虫をあらかじめ砕いておいた餌の中に置き、次に使用するまでそのまま保持します。

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JoVE Journal

Biology

生物学

メゾスコピック蛍光トモグラフィは、組織切片の蛍光顕微鏡の浸透の制限を越えて動作します。技術は、マルチプロジェクション照明と光子輸送記述に基づいています。我々は、生体内でのGFP発現翼成虫ディスクの形態形成の全身3次元可視化を実証...

のためのメゾスコピック蛍光トモグラフィー生体内</em開発の>イメージングショウジョウバエ</em

ショウジョウバエの血球は胚の全体にわたって分散させる。このプロトコルは、蛍光標識した血球で胚を使用してこれらの移行をマウントし、イメージする方法を示します。...

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このプロトコルではのライブ解剖について説明...

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の蛹ケースを画像化<em&gt;キイロショウジョウバエ</em

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のライブイメージング<em&gt;ショウジョウバエ</em&gt;幼虫の神経芽細胞

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ここでは、ショウ ジョウバエ...

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