0 閲覧数 • 3:47 分 • August 29th, 2025
完全性を維持する低密度スクロースに懸濁された、内膜小胞と外膜小胞を含むグラム陰性菌の全膜画分から始めます。
膜小胞を分離するには、高密度および中密度のスクロース溶液を超遠心チューブに順次加えます。
次に、膜画分と低密度スクロースを加えて、不連続なスクロース勾配を作成します。
超遠心分離機は、密度に基づいて小胞を分離します。
密度の低い内膜小胞は、上部に層を形成します。
リポ多糖類とタンパク質が豊富なより密度の高い外膜小胞は、中密度および高密度のスクロース溶液の界面にバンドを形成します。
内膜層を集め、グラジエント溶液を少量残して廃棄します。
次に、外膜層を収集します。
安定化のために各画分に貯蔵バッファーを追加します。
遠心分離して小胞を分離し、上清を除去します。
精製した膜小胞を再懸濁し、均質化し、さらなる分析のために低温で保存します。
スクロース勾配を準備するには、ポリプロピレンまたはウルトラクリアオープントップチューブをわずかに傾けた位置に持ちます。
2ミリリットルの高密度スクロース溶液をゆっくりと加えます。次に、低密度のスクロース溶液を4ミリリットル加えます。密度勾配を調製するときは、層が混ざらないようにスクロース溶液をゆっくりと加えます。
スクロース層はわずかに見え、一般的には定義されているように見えるはずです。次に、以前に1ミリリットルの低密度等密度スクロース溶液に再懸濁した全膜画分を加えます。最後に、約6ミリリットルの低密度等密度スクロース勾配溶液を加えて、チューブの残りの部分を満たします。
スイングバケットローターを使用して、288,000倍Gおよび摂氏4度でサンプルを16〜23時間超遠心分離します。P1000ピペットチップの端をポイントから約5ミリリットル切り取ります。遠心分離が完了したら、ピペットを使用してチューブから上部の茶色の層を取り除きます。
内膜画分を含むこの層をポリカーボネートボトルに移して超遠心分離します。53%スクロースと73%スクロースの界面の上に約2ミリリットルのスクロース溶液を残して、下部の白い外膜画分が内膜画分を交差汚染しないようにします。端を取り外したP1000ピペットチップを再度使用し、外膜層を取り除き、ポリカーボネートボトルに移します。
ポリカーボネートボトルの残りの空隙を単離された膜貯蔵バッファーで満たし、反転またはピペッティングで混合します。サンプルを氷上に保持します。メンブレンを回収するには、ポリカーボネートボトルを184,500倍G、摂氏4度で1時間超遠心分離します。
最後に、上清を廃棄し、500〜1,000マイクロリットルの保存バッファーを加えます。Dounce均質化により膜を再懸濁します。サンプルを2本のミリリットル微量遠心チューブに収集します。
本記事では、ショ糖密度勾配を用いてグラム陰性細菌から内膜および外膜小胞を単離する方法について詳述します。このプロセスでは、超遠心分離によって密度に基づいて小胞を分離し、さらなる解析のために独立した膜分画を回収します。
内膜および外膜分画を分離することで、グラム陰性細菌の細胞封鎖系の標的解析が可能となり、抗菌薬ターゲットの妥当性確認におけるメカニズム的なリスク軽減を支援します。本手法により、アッセイ開発のための精製された膜系が得られ、生物学的変動が抑制されるため、初期探索における予測精度が向上します。このアプローチは、ターゲットの同定から膜関連メカニズムの前臨床評価に至るまで、トランスレーショナルな連続性を担保します。
この手法は、メカニズム研究用の精製膜システムを提供することで、ターゲットバリデーションからリード化合物同定、そして前臨床研究に至る創薬の連続的なプロセスへと統合されます。
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最終更新:22 8月 2026