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成
体ラットの脊髄脳室周囲組織、神経幹細胞/前駆細胞が豊富な領域から始めます。
組織をパパインとDNaseを含む溶液に移します。
タンパク質分解酵素であるパパインは組織の細胞外マトリックスを切断し、DNase は損傷した細胞から放出される汚染 DNA を分解します。
組織を機械的に解離して、単一細胞懸濁液を得る。
懸濁液をチューブに移し、遠心分離します。上清を取り除きます。アルブミンタンパク質とプロテアーゼ阻害剤を含む溶液に細胞を再懸濁します。
アルブミンと阻害剤はパパインを不活性化します。
アルブミンとプロテアーゼ阻害剤を含む溶液の上に細胞懸濁液を層状にします。
層間の密度の違いにより、不連続な密度勾配が形成されます。
遠心分離して無傷の細胞を沈降させますが、細胞膜断片は界面に残ります。
上清を捨てます。細胞を増殖培地に再懸濁し、プレーティングします。
成長因子は、神経幹細胞/前駆細胞の増殖と三次元神経球への凝集を選択的に促進します。
ラット神経幹細胞の単離を開始するには、マイクロハサミを使用して、解剖された脳室周囲組織を1立方ミリメートルの断片に切り刻みます。次に、最初にパパイン解離キットからのパパインのバイアルに5ミリリットルのアールバランス塩溶液を加えて、酵素解離バッファーを調製します。
バイアルを摂氏37度で10分間置き、パパインが完全に溶解し、溶液が透明に見えるようにします。次に、解離キットのDNaseのバイアルに500マイクロリットルのEarl's balanced salt溶液を加え、穏やかに混合します。
パパインを含むバイアルに250マイクロリットルのDNase溶液を加え、穏やかに混合します。次に、みじん切りにした組織(約0.2グラム)をバイアルに加え、バイアルを摂氏37度のロッカープラットフォームに45分から1時間置きます。
インキュベーション後、混合物を10ミリリットルのピペットで粉砕して、残りの組織片を解離させ、濁った細胞懸濁液を生成します。細胞懸濁液を滅菌15ミリリットルのコニカルチューブに移し、室温で300gで5分間遠心分離します。
遠心分離中に、2.7ミリリットルのアール平衡塩溶液と300マイクロリットルの再構成アルブミンオボムコイド阻害剤溶液を15ミリリットルの円錐形チューブで混合することにより、オボムコイド溶液を調製します。事前に調製したDNase溶液150マイクロリットルをオボムコイド溶液に加え、チューブを反転させて混合します。
ペレット化された細胞から上清を廃棄し、希釈したDNaseアルブミン阻害剤混合物に細胞ペレットを直ちに再懸濁します。次に、5ミリリットルのアルブミン阻害剤溶液を15ミリリットルのチューブに加え、5ミリリットルのピペットを使用して、アルブミン阻害剤溶液の上に細胞懸濁液を穏やかにゆっくりと層状にすることにより、不連続密度勾配を調製します。
サンプルを室温で70 gで6分間遠心分離します。終了したら、上清を廃棄し、付属のテキストプロトコルに記載されているように調製された1ミリリットルの予温ラットEFH培地に細胞ペレットを再懸濁する。
血
球計算盤で生細胞密度をカウントし、EFHで1マイクロリットルあたり10細胞の密度で細胞をT25培養フラスコにプレートします。フラスコを摂氏37度で5%の二酸化炭素でインキュベートし、球体の凝集を避けるために培養物を1週間邪魔されずに成長させます。