$$\rightleftharpoonup{xx}$$
$$\longleftharp{xx}$$,
$$\longrightharp{xx}$$,
フラットマウントマウス網膜を記録チャンバー内の生理学的溶液に入れます。
顕微鏡を使用して、記録ピペットを網膜の上に配置します。ピペットには電極が含まれており、内部溶液が充填されています。
ピペットの目詰まりを防ぐために陽圧を加え、網膜に挿入し、組織の損傷を避けるために圧力を下げます。
ピペットを他のニューロンにシナプス的に結合しているスターバースト無軸細胞(SAC)に向かって進めます。
膜にくぼみが形成されるまで細胞に近づきます。圧力を解放し、膜が先端に付着します。
負の電流を使用して、メンブレンパッチをピペットに引き込みます。
吸引を加えて膜を破裂させ、電極と細胞質の間に連続性を確立します (全細胞パッチクランプと呼ばれる技術)。
シナプス電流を記録するには、電圧を印加してSACの膜電位を一定に保ちます。
シナプスに結合したニューロンによって放出される神経伝達物質は、電極によって測定されるSACシナプス受容体を通るイオンの流れを引き起こします。
この手順では、シリンジフィルターを介して内部溶液をカスタムバックフィルフィラメントにろ過します。次に、フィラメントを引っ張ったばかりのマイクロピペットに挿入し、溶液が銀電極線を5ミリメートル以上覆うまで、内部溶液を先端近くに分注します。その後、マイクロピペットを吸引極付きの電極ホルダーに固定し、チューブに接続された10ミリリットルのプラスチックシリンジのプランジャーを押したり引いたりすることで、電極内の圧力を調整できます。
次に、ピペットを対物レンズの下に置き、網膜の上約100マイクロメートルまで下げます。電流フォロワーモードでは、DCオフセットを使用して、定点DC電圧信号をゼロにします。電流クランプモードでは、ピペットが浴槽に入っている間に固定振幅の方形波電流を注入することにより、ピペットの抵抗を測定します。Rアクセスノブを回して差を中和し、その読み取り値を使用してピペットの抵抗を計算します。
その後、電極を網膜の約10マイクロメートル上までゆっくりと持っていきます。電極に正圧を加えます。次に、ピペットチップが網膜に近づくにつれてピペットチップへの反射が変化するのを観察します。
ピペットをGCLに素早く、しかし穏やかに押し込み、すぐに陽圧を下げます。ピペットを標識されたニューロンに向かって動かし、他のニューロン、血管、ミュラー細胞の端部に接触しないようにします。電極の目詰まりを防ぐために、必要に応じてさらに陽圧を加えます。
次に、くぼみが見えるまで、ピペットチップを標識されたニューロンの近くに置きます。次に、陽圧を解放し、原形質膜がピペットチップに跳ね返るようにします。ピペットに20〜120ピコアンペアの負電流を印加して、ギガオームシールの形成を助けます。
膜とピペットの開口部の間に自然に形成される優れたシールは、記録後の細胞形態を維持するために重要であるため、陽圧を解放した後に細胞膜を跳ね返すことが重要です。
必要に応じて、穏やかな吸引を加えて原形質膜をピペットに引き込みます。シール形成後5分間待って細胞膜が破裂し、こぼれた内部溶液を過融合によってクリアランスできるようにします。メンブレンが破裂した後、現在のクランプモードで、ブリッジバランスをオンにし、R軸ノブを使用して調整します。細胞を反転電位に保持することにより、電圧クランプモードで興奮性および抑制性シナプス後電流を記録します。