Name: マウス肺挿管の簡単な方法 (動画) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-03-21T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 6 s
Description: 学ぶマウスの肺挿管法。光ファイバー光源を用いて気管を可視化し、上顎門歯に垂直に吊るして挿管します。機械換気や液体投与が可能で、マウスは回復後に再評価できます。

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1。手順の準備一つは、最初に以下のアイテムを入手し、準備する必要があります。 <ol><li> カニューレ。20〜35グラムのマウスの気管内挿管については、我々は長い1または1.5インチ、20ゲージの静脈カテーテル（BD Insylte、スパークス、MDまたはJelco Optiva、Carlsbad、CA）を使用しています。新しい滅菌カテーテルを各マウスに使用することができますが、カテーテルはまた一晩70％エタノールに浸漬することにより、滅菌後に再使用することができます。マウスの咽頭気管もどちらも滅菌手袋や楽器の使用を含め、適切な無菌の清浄度の手続きであるが、従わなければならない。 </li><li> 光ファイバーケーブルは、我 々は、エドモンド·オプティクスから0.5mmの≈70センチメートル光ケーブルを使用していますが、長さは重要ではありません。これは、カミソリで長さにケーブルを切断した後、エッジは比較的鋭い残されているので繊維は、その縁平滑化を持っていることを確認することが重要であり、それは気管壁を貫通するくらいの努力を取ることはありません。しかし、私はの端から約2cmファイバを保持してから、千グリットのエメリー紙（の映像と図1のデモンストレーションをご覧に触れるなど先端の縁に数秒間小さな円を作ることで、この縁を滑らかにするのは非常に簡単マクドナルドら 10）。もう一方の端はゴム栓に挿通されている。これは、最も簡単にまず針を引っ込める、ストッパーを介して、18ゲージの針を押し込み、針穴を通して光ファイバを挿入することによって達成される。ゴム栓は、150ワットのハロゲン光源（ 例えば 、NCL-150、ボルピ米国、またはその他の、光源、偶数未満150ワット）に接続されている。暑い光源に近いので位置する場合は通常のゴムやコルクが燃えるかもしれないので、シリコーンゴム（または他の耐熱性材料）で作られたストッパーを使用することを確認することが重要です。 </li></ol> 2。挿管を行う<ol><li> 図1と図2を参照してください。光ファイバケーブルtを挿入hroughシリコーンゴムチューブの短い曲（≈0.8ミリメートル内径x外径4ミリメートル、コール - パーマー、EW-96410から13）。まだ光ファイバケーブルを調整することを可能にしながら、かなりタイトなこのゴムチューブを接続します。カニューレのルアー終わりにぴったりのシリコンチューブを挿入するカニューレ内部の光ファイバ·ケーブルの位置を修正しています。それがカニューレ先端の前にカニューレ≈4ミリメートルを通って延びるように、ファイバーオプティックケーブルの位置を調整します。 </li><li>その上顎（ 図3）によって中断され、垂直支持に麻酔マウスを置きます。ほとんどの研究者は、自分自身が直面しているマウスの腹側で最高の可視化を見つける。非常に優しく舌を引き出し、親指と人差し指で押したままにします。中指は首とプラスチック支持体との間に配置されます。人差し指と親指で舌の上でトラクションが口を開こうと、挿管経路をまっすぐにするために使用され、ヘッドの角度は、首の後ろに中指で調整されている図3に示す。 </li><li>光源および導入として光ファイバケーブルを使用して、可視化声帯を通してそれをプッシュする。コー​​ドが表示されていない場合は、そっとサポートとして中指を使って舌の上で懸命に引っ張る。挿入されると、さらにカニューレ≈5ミリメートルを進める。その後、 カニューレを移動しないように非常に注意して、光ファイバケーブルを引き出す。マウスを横になってテープでカニューレを固定すると、 図4に示すようにプラスチシン（モデリングクレイ）の作品にカニューレハブをサポートしています。 </li><li>それはソロの操作ですので、ステップ3の手順を簡単に教えたりさえ、例証することはできません。しかし、舌と頭の後ろのサポートのトラクションの微妙な調整によりほぼこれを試した全ての人はすぐに声帯を視覚化するためにマウスを置くための正しい方法を見つける。 </li></ol>

<ol><li>Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+method+of+endotracheal+intubation+and+pulmonary+functional+assessment+for+repeated+studies+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Physiol%22%5BJournal%5D)">A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice.</a> J. Appl. Physiol. 87, 2362-2365 (1999).</li>
<li>Walters, D. M., Wills-Karp, M., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+cellular+profile+and+lung+function+with+repeated+bronchoalveolar+lavage+in+individual+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol.+Genomics%22%5BJournal%5D)">Assessment of cellular profile and lung function with repeated bronchoalveolar lavage in individual mice.</a> Physiol. Genomics. 2, 29-36 (2000).</li>
<li>Rivera, B., Miller, S., Brown, E., Price, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+method+for+endotracheal+intubation+of+mice+and+rats+used+in+imaging+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Contemporary+Topics+in+Laboratory+Animal+Science+%2F+American+Association+for+Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">A novel method for endotracheal intubation of mice and rats used in imaging studies.</a> Contemporary Topics in Laboratory Animal Science / American Association for Laboratory Animal Science. 44, 52-55 (2005).</li>
<li>Hamacher, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microscopic+wire+guide-based+orotracheal+mouse+intubation%3A+description%2C+evaluation+and+comparison+with+transillumination%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">Microscopic wire guide-based orotracheal mouse intubation: description, evaluation and comparison with transillumination.</a> Laboratory Animals. 42, 222-230 (2008).</li>
<li>Spoelstra, E. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+and+simple+method+for+endotracheal+intubation+of+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">A novel and simple method for endotracheal intubation of mice.</a> Laboratory Animals. 41, 128-135 (2007).</li>
<li>Zhao, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+technique+for+retrograde+intubation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Animal%22%5BJournal%5D)">A technique for retrograde intubation in mice.</a> Lab Animal. 35, 39-42 (2006).</li>
<li>Vergari, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+method+of+orotracheal+intubation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22European+Review+for+Medical+and+Pharmacological+Sciences%22%5BJournal%5D)">A new method of orotracheal intubation in mice.</a> European Review for Medical and Pharmacological Sciences. 8, 103-106 (2004).</li>
<li>Vergari, A., Polito, A., Musumeci, M., Palazzesi, S., Marano, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Video-assisted+orotracheal+intubation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">Video-assisted orotracheal intubation in mice.</a> Laboratory Animals. 37, 204-206 (2003).</li>
<li>Hastings, R. H., Summers-Torres, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+Laryngoscopy+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Contemporary+Topics+in+Laboratory+Animal+Science+%2F+American+Association+for+Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">Direct Laryngoscopy in Mice.</a> Contemporary Topics in Laboratory Animal Science / American Association for Laboratory Animal Science. 38, 33-35 (1999).</li>
<li>MacDonald, K. D., Chang, H. Y., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+improved+simple+method+of+mouse+lung+intubation%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Physiol%22%5BJournal%5D)">An improved simple method of mouse lung intubation.</a> J. Appl. Physiol. 106, 984-987 (2009).</li>
<li>Ewart, S. L., Levitt, R. C., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Respiratory+system+mechanics+in+mice+measured+by+end-inflation+occlusion%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Physiology%22%5BJournal%5D)">Respiratory system mechanics in mice measured by end-inflation occlusion.</a> Journal of Applied Physiology. 79, 560-566 (1995).</li>
<li>MacDonald, K. D., McKenzie, K. R., Mitzner, W., Zeitlin, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lung+Mechanics+in+Heterozygous+CF+Mice+after+Repeated+LPS+Dosing%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Respir.+Crit.+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Lung Mechanics in Heterozygous CF Mice after Repeated LPS Dosing.</a> Am. J. Respir. Crit. Care Med. 175 (4), A930(2007).</li>
</ol>

執筆者はいずれも、開示する利益相反はありません。

ここで説明する手順では、いくつかの利点があります。最初の装置はシンプルで比較的安価である..装置の製作は、特別なツールや高価な設備を必要としません。カテーテルの使用はまた、光源が一つは紹介者が気管開口部に近​​づくにつれて、気管開口部の視力を失うことがないことを意味していることを紹介しています。 0.5ミリメートル導入器の使用はまた、大規模なカニューレの最初の挿入で発生する可能性のある外傷を最小にするのに役立ちます。我々はそれに類する光プローブは、商用ベンダー（トリー·サイエンティフィック、ボストン、マサチューセッツ州）から入手可能であることをここで注意。それらのデバイスは、バッテリ駆動の光源と光ファイバを使用しています。 本研究では、肺機能の繰り返し測定で手順をテストしたが、LPSの12の繰り返しの配信のために説明してきたような挿管は、同じように簡単に、肺内に化学物質や細胞を植え付けるために使用することができる。加えて、より原始的な挿管の手順と事前レポートには、個々のマウス2で繰り返さBALを行う能力を説明し、これははるかに単純に新しい...

1999年には、ブラウンらは、マウス肺1の挿管のための方法を説明する論文を発表した。このような技術は、縦断的研究2における個々のマウスにおける反復肺機能や気管支肺胞洗浄を行う際に、かなりのユーティリティを持っています。そのオリジナルの紙なので、マウス挿管3月9日に異なるアプローチを説明してきた他のいくつかの論文があった。これらの方法のすべてが正常に使用できますが、彼らは通常、かなりのトレーニングやコストを必要とします。そのような挿管の主な問題の一つは、挿管カニューレが近づくにつれて気管保留中の挿入に近づく、カニューレ自体が故に光、それが行く必要がどこの可視化を阻止することである。したがって、挿入が最も重要な時期にあるブラインドになります。本稿では、それによって、比較的少ないトレーニングで成功した挿管を確保するか、または、簡単かつ安価この可視化の問題を解消する方法を示し経験。

<table border="1"><tbody><tr><td> 材料 </td><td> 会社 </td><td> カタログ＃ </td><td> コメント </td></tr><tr><td>挿管カニューレ</td><td> BD Insylte、スパークス、MDまたはJelco Optiva、カールスバッド、カリフォルニア州</td><td></td><td> 1インチの長さの、20ゲージの静脈内（IV）カテーテル</td></tr><tr><td>光ファイバー·ケーブル</td><td>エドモンド·オプティクス、バーリントン、ニュージャージー州</td><td> ＃NT02-542 </td><td> 0.5mmの光ファイバー（通信グレードのプラスチック繊維）の約2フィートの長さ。気管内に挿入されたファイバ端の縁がやさしく≈2 CMエンドからファイバを保持した後、1000グリットエモリー紙に数秒間先端をドラッグしながら小さな円を作って丸めなければならない。 </td></tr><tr><td>光源</td><td>ボルピ</td><td> NCL-150 </td><td>私たちも、はるかに低いワット数150 Wのハロゲン光源は任意の同等な光源を使用していますが使用することができます。 </td></tr><tr><td>シリコーンゴム栓</td><td></td><td></td><td>第1位シリコーンゴム栓はこのデモで使用される光源に適合します。異なる光源は異なるサイズを必要とするかもしれません。 </td></tr><tr><td>小さいシリコーンゴムチューブ</td><td>コー​​ル - パーマー</td><td> EW-96410から13 </td><td>シリコーンゴムチューブの≈1.5センチメートルピース（0.8内径4ミリメートル外径） </td></tr><tr><td>アングルド支持スタンド</td><td></td><td></td><td>我々は、プレキシガラスからconstuctedされていますが、スレッドまたはワイヤーがほぼ垂直の角度でマウスを保持するために貼り付けることができるため、任意の材料を用いることができる。 </td></tr></tbody></table>

マウス肺挿管の簡単な方法

A Simple Method of Mouse Lung Intubation

肺機能測定のためのマウスを挿管するための簡単​​な手順では、限られた数字や高価な動物との縦断的研究では、いくつかの利点を持っているでしょう。これは、より日常的に行われていないことを理由の一つは、それを達成するための方法を説明するいくつか発表された研究があるにもかかわらず、相対的に難しいということです。本稿では、挿管の全体の時間の間に気管を可視化することが、この挿管​​に関連する主要なハードルの一つを排除する手順を示しています。アプローチは、マウスの気管内に挿管カニューレを指示するイントロデューサとして機能0.5ミリメートルファイバーオプティックライトソースを使用します。我々は、それが少なくとも数週間の時間経過とともに、個々のマウスの肺メカニクスを測定するためにこのプロシージャを使用することが可能であることを示している。技術は、比較的少ない費用と専門知識を使用して設定することができ、それが日常的に比較的少しのトレーニングで達成することができる。これは、MAKべき日常的にこの挿管を行うために、任意の実験室のための可能な電子ば、それによって個々のマウスにおける縦断的研究、それによって必要とされるマウスの数を最小限にし、独自のコントロールとして、それぞれのマウスを使用して統計的検出力を増加させることを可能にする。

方法の評価として、我々は27.7の平均重量（±SEM）±0.40 gで4つの20週齢の雄BALB / cマウスを使用していました。彼らは肺抵抗が以前11に記載されているように 、システムを用いて測定した5週連続、について調査を行った。各マウスは、IP注射を介して生理食塩水にケタミン（100μg/ gでBW）およびキシラジン（15μg/ gで、BW）で麻酔しました。上記のように彼らはその後挿管した。カニューレが気管ではなく食道内にあるかどうか疑義がある場合、これは小さなデンタル·ミラーを使用して検証することができます。冷凍庫にミラーを保持し、カテーテルのルアー·ハブの前に場所を必要とするとき。カテーテルが気管内にある場合は、吐き出された息がミラーで見えるコンデンセートを形成することになる。 挿管後、我々は、マウスを2 Hzの速度と0.2ミリリットルの一回換気量で換気した換気装置と測定肺抵抗にマウスを接続し、呼吸抵抗<html>インダクタンスは、前述の11として吸気閉塞法により測定した。 <stro...

本論文では、マウスが回復することを可能にし、それ以降の回で学んだことが肺機能測定や肺点滴用のマウスを挿管のstriaghforwardかつ効率的な方法を説明します。手続きは、直接気管を照らす安価な光ファイバ光源を必要とする。

A  simple procedure to intubate mice for pulmonary function measurements would  have several advantages in longitudinal studies with limited numbers or  ...

この手順の全体的な目的は、マウスに挿管し、人工呼吸または液体の注入を可能にすることです。まず、カニューレと光源を組み立てます。次のステップとして、マウスを上顎切歯で垂直に吊り下げます。頭部と身体を操作して挿管のための直線的な経路を確保した後、ファイバーオプティックインデューサーとカニューレを声帯を通して挿入します。最終的に、光ファイバーを取り除き、カニューレを留置したマウスを仰臥位にして、換気または設置を行います。それでは、本日はマウスの肺への簡単な挿管手順を実演します。視覚的な確認は重要です。なぜなら、カニューレを挿入する際、マウスのポジショニングが極めて重要なステップとなることが多く、習得には多少の練習が必要だからです。短期間の練習を積めば、誰でも繰り返しこの操作を行えるようになります。本日は、呼吸器内科および医学部の若手教員であるSandy Doss博士に、この手順を実演していただきます。最初のステップは準備です。成体マウス用のカニューレを準備します。長さ1〜1.5インチの20ゲージIVカテーテルを使用します。次に、0.5 mmの長さの光ファイバーケーブルを切断し、端を滑らかにしてファイバーケーブルを準備します。切断後、ファイバーの端を持ち、先端が1000番のエメリーペーパーに触れるように小さな円を描くように動かします。もう一方の端を、光源の開口部に適合するサイズのシリコンゴムストッパーに挿入します。まず、18Gの針を押し込みます。次に、光ファイバーを針の内腔に通して、針を抜き取ります。次に、ゴム栓を150 Wのハロゲン光源に接続します。続いて、光ファイバーケーブルを短いシリコンゴムチューブに通します。光ファイバーケーブルの調整が可能な状態で、チューブを固定します。配置が完了したら、シリコンチューブをカニューレのルアー端にしっかりと挿入します。光ファイバーケーブルの位置を調整し、カニューレを通り抜けて先端から約4 mm前方に伸びるようにします。すべての準備が整ったら、麻酔をかけたマウスの上顎切歯で慎重に吊り下げ、垂直支持台に固定します。固定後、舌を非常にゆっくりと引き出し、親指と人差し指で保持します。中指を頸部とプラスチック製支持体の間に配置し、人差し指で舌を牽引します。指と親指を使用して口を開き、挿管経路を直線的にします。ここに示すように、首の後ろに中指を添えて頭部の角度を調節します。次に、声帯を確認します。声帯が見えない場合は、中指でサポートしながら舌をゆっくりと強く牽引してください。可視化できたら、光ファイバーケーブルを光源および導入器として使用し、声帯を通して挿入します。カニューレが気管内にある一つの指標として、カニューレを最初に挿入した際にマウスがあえぐことがあります。挿入後、カニューレをさらに約5 mm進め、カニューレを動かさないように注意しながら光ファイバーケーブルを抜き、マウスを横たえ、テープでカニューレを固定し、模型用粘土の上にカニューレハブを置いて支持します。冷凍庫で冷やしておいた小型の歯科用ミラーを使用して、カニューレが食道ではなく気管内に挿入されているかを確認できます。ミラーをカテーテルのルアーハブの前に配置します。カテーテルが正しい位置にあれば、呼気によってミラーに結露が生じます。肺への薬剤のエアロゾル投与のみを目的に挿管を行う場合は、マウスを仰向けにした状態で実施可能です。しかし、この体位よりも、マウスを垂直に吊るした状態で液体を投与する方が効率的であり、その後すぐにカニューレを抜去して肺機能測定に移行します。挿管し麻酔をかけたマウスを、ここで示すように人工呼吸器に接続します。換気に遅延が生じないよう、挿管を開始する前に人工呼吸器の設定を完了させておきます。この挿管マウスにおける換気圧および換気量の記録を以下に示します。我々は、5週間にわたって気道抵抗の再現性のある測定値を得るための本手法の能力を評価しました。このグラフのデータは、ベースラインの抵抗が比較的一定に保たれているため、繰り返し測定を行うことによる影響がないことを示しています。週ごとの間隔で調査した4匹のマウスそれぞれにおいて、マウスを屠殺した後、肺に空気塊を注入することで、気管と挿管カニューレ間の密封性を評価しました。ストレスおよび弛緩回復後に非常に緩やかな漏出がある可能性がありますが、圧力漏出は最小限であると考えられます。この手順を行う際は、マウスを支持スタンドから取り外すときに十分注意してください。誤ってカニューレを抜いてしまう可能性が非常に高いためです。

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