방법 논문

인간 탯 줄 혈액에서 내 피 조상 세포의 고립

DOI:

10.3791/56021

⸱

2017년 9월 14일

 ,  , 
1Department of Biomedical Engineering, University of Arkansas

이 논문에서

요약

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

이 프로토콜의 목표는 내 피 뿌리 탯 줄 혈액에서 세포를 분리. 조직 설계 만드는 혈관 및 심장 밸브 구성 및 응용 프로그램의 일부는 biomarker로 심혈 관 위험, 허 혈 성 질환 치료 환자를 식별 하는 데 이러한 세포를 사용 하 여 포함 됩니다.

초록

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

내 피 조상 세포 (Epc) 말 초 혈액에서의 존재와 vasculogenesis에의 참여 Ashara와 동료1에 의해 처음 보고 되었다. 나중에, 다른 비슷한 유형의 골2,3에서 발생 하는 Epc의 실존 문서화. 더 최근에, 요더와 Epc 탯 줄 혈액에서 파생 했다 잉 그램은 높은 증식 잠재력 성인 주변에서 고립 된 사람에 비해 혈액4,,56했다. 출생 후 vasculogenesis에 참여 하 고, 떨어져 Epc 또한 나타났습니다 약속 만드는 조직 설계 혈관 및 심장 밸브 구조7,8셀 원본으로. 존재 하는 다양 한 격리 프로토콜, 일부는 포함 하는 단 세포 (MNCs) 내 피 및 조 혈 마커의 도움으로 설명한 소스에서 파생 된 셀 정렬 또는 특수 내 피 성장 이러한 MNCs를 경작 중간, 또는 이러한 기법9의 조합. 여기, 선물이 고립에 대 한 프로토콜 및 사용 하 여 Epc의 문화 전문 내 피 중간 immunosorting, 뒤에 서쪽에 게 더 럽 히기을 사용 하 여 격리 된 세포의 특성의 사용 없이 성장 인자를 보충 하 고 immunostaining입니다.

서론

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

여러 조사 특성 및 인간의 Epc5,,1011,,1213의 잠재력을 공부 했다. Epc 세포 저 산소 증, 허 혈, 부상, 또는 종양 형성의 사이트에 내 피 조직에 고착 하 고 새로운 혈관 구조4,14의 형성에 기여 하는 능력을가지고 순환 이라고 할 수 있습니다. 출생 후 vasculogenesis의 형태로 neovascularization에 그들의 관찰된 관련 이상 이러한 세포의 치료 응용 프로그램4,15, 에 그들의 사용에 대 한 이해를 주도하 고 있다 16. 개인의 Epc 수 심장 혈관 병 리9,15,,1617,18,19와 상관을 보였다 ,20. 다른 연구는 Epc 밸브 구와 같은 표현 형으로 분화 또한 있고이 세포 조직 공학 심장 밸브7,21사용할 수 제안.

Epc를 분리 하는 데 필요한 특정 세포 표면 분자는 하지 명확 하 게 확인 되었습니다 조사4사이 불일치 때문에. 다양 한 문화 조건에 노출 특정 매트릭스 MNCs의 접착 여러 그룹1,17,,2223, putative Epc 수 있습니다 제안에 의해 수행 되었습니다. 다른 phenotypic 속성을 표시 합니다. 이러한 속성에는 phagocytotic, Matrigel에 관 형성 능력과 Dil acetylated 저밀도 지 단백질의 이해의 부족 포함 됩니다. 높은 clonogenic 및 증식 잠재력 어떤 Epc hierarchized5수 하는 두 개의 속성이 있습니다. Epc 또한 생체 외에서 tubules 때 인간의 태아 폐 섬유 아 세포4cocultured를 형성할 수 있습니다. 이 세포는 내 피 세포 표면 마커를 표현 하 고 조 혈 마커13,,2425의 일부를 공유 하 알려져 있습니다. 긍정적으로 표현된 마커를 형질 Epc에 대 한 널리 받아들여진다는 CD31, CD34, 혈관 내 피 성장 인자 수용 체 2 (VEGFR2), 폰 Willebrand 인자 (vWF), CD133, c-Kit 및 혈관 내 피 cadherin (VE-cadherin)4 , 18. 공동 CD90, CD45, CD14, CD115, 또는 알파-부드러운 근육 걸 (α-SMA)를 표현 하는 세포 phagocytose 박테리아와 드 노 보 인간을 형성 하는 무 능력을 그들의 한정 된 증식 잠재력, 능력 때문에 Epc 수로 간주 되지 않습니다 선박 vivo에서4,7. 이 문서는 수정 된 프로토콜 프로토콜 정렬 셀에 대 한 필요 없이 인간 탯 줄 혈액에서 내 피 조상 세포의 고립에 대 한 설명. 이 문서에 대 한 CD31, CD34, 및 VEGFR2 부정적인 지표로 α-SMA와 긍정적인 마커로 사용 우리.

이 문서에서는, 우리는 분리 하 고 셀을 사용 하 여 정렬 없이 탯 줄 혈액에서 내 피 뿌리 세포를 배양 하는 방법 전문 성장 요인 (EGM) 보충 하는 내 피 성장 매체 제안 합니다. 이 EGM이 혈관 내 피 성장 인자 (VEGF)와 섬유 아 세포 성장 인자 (FGF), 생존, 확산, 그리고 내 피 세포26의 마이그레이션 향상 포함 되어 있습니다. 그것은 또한 포함 하는 셀;의 조약돌 형태를 유지 하는 의약품 인슐린 같은 성장 인자-1 (IGF-1), 신생 및 철새 기능; 그리고 헤 파 린,26의 중간 성장 요인의 향상 된 장기 안정성을 하면. 내 피 세포 배양에 추가 다른 성장 인자 자극 세포 증식 및 분화, EGF26 하 셀 sensitizes 날린 데 도움이 표 피 성장 인자 (EGF)와 보완을 포함 . 우리는이 특정 성장 매체를 사용 하 여 내 피 기저 매체 (EBM) 또는 Dulbecco의 수정이 글 중간 (DMEM)에 비해 Epc의 높은 숫자를 생성 보여줍니다.

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

프로토콜

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

이 연구 아칸소 기관 검토 위원회 (승인 번호 16-04-722) 대학교의 승인을 실시 되었다. 탯 줄 혈액 단위 구 연산 인산 포도 당 (일일) 솔루션 아칸소 코드 혈액 은행에서 수집 그리고 저장에 대 한 요구 사항을 충족 하지 않았다 단위 연구에 대 한 기증 했다. 코드 혈액 단위 했다 주위 온도에 컬렉션의 24 시간 이내 실험실에 couriered.

1. 절연의 내 피 조상 세포 탯 줄 혈액에서

  1. 시 약의 준비. 인슐린 같은 성장 인자 (IGF)의 20 ng/mL, 1 µ g/mL 의약품, 5 ng/mL 재조합 인간 표 피 성장 인자 (rhEGF), 22.5 µ g/mL
    1. 준비 EGM 10% 태아 둔감 한 혈 청 (FBS)에 내 피 기저 매체 (EBM)을 추가 하 여 보완 헤 파 린, 그리고 0.5 ng/mL 혈관 내 피 성장 인자 (VEGF)와 10 ng/mL의 재조합 인간 섬유 아 세포 성장 인자 B (rhFGF-B), 0.2 µ g/mL 날린, 2% 페니실린-스-글루타민. 0.2 µ m polyethersulfone (PES) 멤브레인 진공 필터를 사용 하 여 배양 소독.
    2. 준비 쥐 나 콜라겐 솔루션 0.02 N 초 산을 사용 하 여 50 µ g/mL의 농도에서 꼬리. 0.2 µ m 주사기 필터를 사용 하 여이 솔루션을 소독.
    3. 사전 코트 6-잘 접시 준비 쥐의 2 개 mL 나 각 잘 콜라겐 솔루션 꼬리. 뿌리기 전에 5% CO 2와 적어도 1 시간 동안 37 ° C에서 유지 하는 인큐베이터에 배치.
    4. 탯 줄 혈액으로 행 크 균형 소금 솔루션 (HBSS) 1:1 농도의 약 25 mL를 희석.
    5. 준비 라디오 면역 강 수 분석 결과 150 m m 염화 나트륨, 1% 트라이 톤 X-100, 0.5% 나트륨 deoxycholate, 1 m m β-glycerophosphate, 0.1 %SDS, 및 50 mM Tris (pH 8.0)를 사용 하 여 (RIPA) 버퍼.
  2. 내 피 조상 세포의 고립.
    1. 따뜻한 모든 준비 물 목욕 격리 전에 37 ° C에서 유지 시 약.
    2. 밀도 그라데이션 중간 시 약 20 mL 50 mL 원심 분리기 튜브 추가.
    3. 신중 하 게 20 mL 튜브의 측면 벽 쪽으로 피 펫을 목표로 하 여이 레이어를 깨지 않고 밀도 그라데이션 매체를 포함 하는 원심 분리기 튜브에 희석된 코드 혈액의 레이어.
    4. 에서 원심 분리기 회전자의 브레이크와 함께 실 온에서 30 분 동안 800 x g에서 centrifuging 그들의 밀도 ( 그림 1)에 따라 혈액의 구성 요소를 구분 합니다. 다른 레이어를 방해 하지 마십시오.
    5. 다른 셀 피 펫 팁 MNC에 도달할 수 있게 될 때까지 레이어 레이어 ( 그림 1 참조)을 방해 하지 않고 튜브에서 신중 하 게 pipetting으로 플라즈마 레이어를 제거 합니다. 제거 된 플라즈마 삭제.
      참고: 피 펫 팁을 사용 하 여 플라즈마를 제거를 하는 동안 떠나 MNC 레이어 ( 그림 1) 장애를 줄이기 위해 위에 플라즈마의 작은 층.
    6. MNCs 18 게이지 바늘에 장착 한 주사기를 사용 하 여 포함 된 버 피 코트를 수집 하 고 신선한 원심 분리기 튜브 전송.
    7. EBM의 동일한 볼륨 수집된 MNCs. 원심 분리기를이 관에 추가 10 분 동안 500 x g 4에 ° C. 삭제는 상쾌한.
      참고: 셀 펠 릿 나타납니다 붉은 적혈구/적혈구의 존재 때문에.
    8. 붉은 혈액 세포를 lyse 염화 염화 물 해결책의 5 mL를 추가 합니다. 가끔 흔들어와 5-10 분 동안 얼음이 튜브를 품 어.
      참고: 주의 고려 해야한다이 단계 동안에 지속 시간을 초과 하지 그것은 MNCs에 유해할 수 있다.
    9. 원심 4 ° C에서 10 분 동안 500 x g에서 튜브와 삭제는 상쾌한. 적혈구 계속 되 면, 단계 단계를 반복 1.2.8 및 1.2.9 아니 붉은 색 펠 릿에서 관찰 됩니다.
    10. 준비 EGM에 펠 릿을 resuspend를 사용 하는 hemocytometer는 MNCs 계산.
    11. Aspirate 쥐 꼬리를 나 콜라겐 코팅 6 잘 플레이트 (1.1.3 단계)에서 고 인산 염 버퍼 식 염 수 (PBS) x 1와 3 번 웰 스 세척.
    12. 1 x 10 7에 각 잘 MNCs의 농도에 콜라겐 플레이트 EGM에 resuspended MNC 펠 렛 씨앗. 37 ° C, 5% CO 2 배양 기에.
    13. 후 24 h 매체를 발음 하 고 한번 EGM와 웰 스를 씻어. 각 잘을 EGM 매체의 3 mL를 추가 하 고 37 ° C, 5% CO 2 배양 기에 다시 배치.
    14. 신선한 EGM 매체와 접시 7 일 동안 매일 보충. 7 일 후 변경 EGM 매체 매일.
    15. 식민지 내 피 세포의 진행을 추적 하기 위해 매일 6 잘 플레이트의 이미지를 받아 밝은 분야 현미경을 사용 하 여. 식민지 그들의 성장을 위해 발생 하는 플레이트 표시.
      참고: 그것은 일반적으로 5 ~ 9 일 문화에 식민지를 위한 걸립니다.
  3. 내 피 조상 세포의 확장.
    1. 코트 쥐와 T-25 문화 플라스 크 나 콜라겐 (50 µ g/mL) 꼬리를 37 ° C, 5% CO 2 인큐베이터 적어도 60 분 Aspirate에에서 배치 하 고 셀을 뿌리기 전에 1 x PBS와 세 번 T-25 셀 문화 플라스 크를 씻고.
    2. Trypsinize 내 피 세포 식민지 각 우물에서 0.05% 트립 신-EDTA 용액의 150 µ L를 사용 하 여 크기 약 3 m m를 도달할 때. 6 잘 플레이트 37 ° C, 5% CO 2 배양 기 2-3 분에 대 한 다시 넣습니다
    3. 는 부드럽게 연결 된 셀을 꺼내 려 6 잘 플레이트를 누릅니다. 즉시 EGM의 2 개 mL를 추가 하 고 15 mL 원심 분리기 튜브에 세포를 복구.
    4. 는 hemocytometer를 사용 하 여 셀의 개수 및 초기 시드 밀도 계산.
    5. 스핀 15 mL 원심 분리기 튜브 5 분에 대 한 400 x g에서 EGM에 셀 펠 릿 Resuspend 고 ~ 500000 셀 T-25 플라스 크를 시드합니다. 통로 1이 술병을 표시 하 고 37 ° C, 5% CO 2 배양 기에 다시 T-25 플라스 크를 배치.
      참고: 셀은 EBM과 DMEM EGM와 성장 비교에서 도금 될 수 있다.
    6. 추가 구절에 대 한 플라스 크에 도달 하면 90% 합류, 단계 1.3.1-1.3.5 고 T-75 또는 T-175 셀 문화 플라스 크에 10 4 셀/c m 2에서 셀을 다시 시드합니다. 고립 된 세포 (2 단계와 3 단계)의 특성을.

2. 격리 된 셀 사용 하 여 서 부 럽의

격리 된 셀 특성 확장 단계를 따라 모든 통로에
  1. 추가 50-100 µ L의 세포의 용 해 버퍼. 약 500000 이상의 세포에서 단백질을 수집.
  2. 세포 파열 풀어 단백질을 적극적으로 위쪽 및 아래쪽 플라스틱. 수집 하 고 전송 버퍼 microcentrifuge 튜브.
  3. 500 x g에서 microcentrifuge 튜브를 회전 하 고 신중 하 게 새로운 microcentrifuge 튜브에는 상쾌한 전송. 레이블 및 장기 저장을 위한-80 ° C에서 튜브를 저장.
  4. 어느 브래드 퍼 드를 사용 하 여 각 튜브에 있는 단백질의 양을 계량 ' s 또는 BCA 시험 27 , , 28 29.
  5. 서양 blotting 표준 절차 27 , , 28 29를 사용 하 여 수행 합니다. 5 µ g CD31, CD34, VEGFR2, 및 α-SMA의 표현에 대 한 총 단백질의 분석. 데이터 정규화에 대 한 α-tubulin 사용.

3. 간접 면역 형광

  1. Sonicate 50% 에탄올에서 18 m m 유리 coverslips 고 그들을 건조. 두고 깨끗 한 coverslips biosafety 두건에서 하룻밤 12-잘 접시에 UV 빛에 그들을 소독.
  2. 코트 50 & # 18와 coverslips1; g/mL의 쥐 나 콜라겐 꼬리 및 접시를 37 ℃, 5% CO 2 배양 기 적어도 60 분에 대 한 전송
  3. 는 콜라겐을 발음 하 고 씻고는 coverslips 12-잘 접시에 1 x PBS의 1 mL를 추가 합니다. 1 x PBS를 발음 하 고 두 번 반복.
  4. 씨앗 250000 경작에 각 잘 37 ° C, 5% CO 2 배양 기 immunostaining를 수행 하기 전에 적어도 3 일 동안 다시 Epc.
  5. 세척 3 번 1 x PBS 가진 접시. 각 우물에 얼음 처럼 차가운 메탄올의 1 mL을 추가 하 고 셀을 해결 하기 위해 15 분 동안 실 온에서 품 어.
  6. Immunostaining 표준 프로토콜 27 , , 28 29를 사용 하 여 수행 합니다. 그들의 적절 한 희석에 항 체를 사용 하 여 (예를 들어, CD31 (1:20), CD34 (1:50), α-SMA (1: 100), 및 VEGFR2 (1:50)).
  7. Epifluorescence 현미경을 사용 하 여 immunostained coverslips의 이미지.

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

결과

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

절연 및 내 피 조상 세포의 확장:
회로도 (그림 1) 전체 프로토콜을 묘사한 제공 됩니다. 다른 혈액 구성 요소 레이어 밀도 밀도 그라데이션 매체와 인간 탯 줄 혈액의 그라데이션 원심 다음 관찰 되었다. 콜라겐 치료 접시에 MNCs를 시드 시 식민지의 파생물 일 5와 7 (그림 2A) 사이 처음 관찰 되었다. 이러한 식민지 성장을 계속 하 고 나중 조약돌 모양의 형태 (그림 2E-2 층) 진행 초기 단계에서 스핀 들 모양의 세포 형태학 (그림 2A-2D)를 했다. 그림 3

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

토론

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

앞에서 설명 했 듯이, 점착 Epc 조약돌 형태를가지고 있습니다. 우리의 절연된 MNCs 진행 스핀 들 모양의 셀 식민지 (그림 2A 2D)에서 초기 단계에 조약돌 식민지 (그림 2E-2 층) 문화에 10 일의 기간 동안. Epc는으로 분류 되었습니다 다른 연구 그룹에 의해 다르게 즉 늦은 내 피 조상 세포10, 셀5또는 내 피 조상 세포12형성 내 피 식민지. 이 세포는 기능적으로 동일 및 유사한 세포 표면 마커 익스프레스 주목 한다. 기간 문화 (그림 3) 거의 108 셀 이전 게시에 유사한과 Epc3,

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

공개 사항

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

저자는 공개 없다.

감사의 글

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

이 자료는 부여 번호 아래 국립 과학 재단에서 지 원하는 작업 기반 CMMI 1452943 고 아칸소 대학 명예 대학에 의해. 우리 또한 아칸소 코드 혈액 은행 코드 혈액 단위를 제공 하 고 싶습니다.

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

재료

이 논문에 사용된 재료 목록
이름회사카탈로그 번호댓글
A) 격리 및 배양을 위해
EGM-2 BulletKitLonzaCC-3162
Pencillin-Streptomycin-Glutamine (100x)Thermofisher Scientific10378016
Ficoll-PaqueGE Heatlhcare17-1440-02
Hank's Balanced Salt SolutionThermofisher Scientific14170-112
염화암모늄줄기세포 기술7850
1x 인산염 완충액 식염수Thermofisher Scientific14190250
랫 테일 I 콜라겐코닝354236
빙하 아세트산Amresco0714-500ML
0.05% 트립신-EDTAThermofisher Scientific25300054
HEPES 완충액Thermofisher Scientific15630080
Dulbecco's Modified Eagle's MediumThermofisher Scientific10566-016
B) 항체 및 세포 용해물
CD31 Abcamab283641:250 희석  웨스턴 블로팅용
CD34Santa Cruz Biotechnologysc-70451:100 희석용 웨스턴 블로팅
&알파;-SMAabcamab56941:100 희석용 웨스턴 블로팅
&알파;-튜불린abcamab72911:2,500 웨스턴 블로팅용
희석 VEGFR2abcamsc5041:100 희석 for Western blotting
Human umbilical vein endothelial cell lysateSanta Cruz Biotechnologysc24709 
밸브 간질 세포 용해물자체 실험실에서 배양하고 RIPA 완충액으로 용해된 1차 세포주
C) 웨스턴 블로팅 및 면역 염색
10x Tris/Glycine/SDS 완충액Biorad161-0772러닝 완충액으로 사용
10x Tris/Glycine 완충액Biorad161-0771전달 완충액으로 사용
Immobilon-FL 전사 멤브레인Merck MilliporeIPFL0010이것은 45 µ m 기공 크기 및 프로토콜에 Western Blot Membrane
4x Laemmli sample bufferBiorad161-0747
2-mercaptoethanolBiorad161-0710
10% Criterion TGX 프리캐스트 겔Biorad5671033
Prolong Gold antifadeThermofisher ScientificP36930장기 보관을 위한 면역 염색 커버슬립 장착에 사용됩니다
메탄올VWR 분석BDH1135-4LP
이 제품은 내피 성장 매체 태아 소 혈청 Thermofisher Scientific 26140079 를 만드는 데 필요한 모든 성장 인자가 포함되어 있습니다. .

참고문헌

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Asahara, T., et al. Isolation of putative progenitor endothelial cells for angiogenesis. Science. 275 (5302), 964-967 (1997).
  2. Lin, Y., Weisdorf, D. J., Solovey, A., Hebbel, R. P. Origins of circulating endothelial cells and endothelial outgrowth from blood. J Clin Invest. 105 (1), 71-77 (2000).
  3. Shi, Q., et al. Evidence for circulating bone marrow-derived endothelial cells. Blood. 92 (2), 362-367 (1998).
  4. Hirschi, K. K., Ingram, D. A., Yoder, M. C. Assessing identity, phenotype, and fate of endothelial progenitor cells. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 28 (9), 1584-1595 (2008).
  5. Ingram, D. A., et al. Identification of a novel hierarchy of endothelial progenitor cells using human peripheral and umbilical cord blood. Blood. 104 (9), 2752-2760 (2004).
  6. Yoder, M. C., et al. Redefining endothelial progenitor cells via clonal analysis and hematopoietic stem/progenitor cell principals. Blood. 109 (5), 1801-1809 (2007).
  7. Sales, V. L., et al. Transforming growth factor-beta1 modulates extracellular matrix production, proliferation, and apoptosis of endothelial progenitor cells in tissue-engineering scaffolds. Circulation. 114, 1 Suppl 193-199 (2006).
  8. Sales, V. L., et al. Endothelial Progenitor Cells as a Sole Source for Ex Vivo Seeding of Tissue-Engineered Heart Valves. Tissue Eng Pt A. 16 (1), 257-267 (2010).
  9. Liew, A., Barry, F., O'Brien, T. Endothelial progenitor cells: diagnostic and therapeutic considerations. Bioessays. 28 (3), 261-270 (2006).
  10. Hur, J., et al. Characterization of two types of endothelial progenitor cells and their different contributions to neovasculogenesis. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 24 (2), 288-293 (2004).
  11. Ingram, D. A., Caplice, N. M., Yoder, M. C. Unresolved questions, changing definitions, and novel paradigms for defining endothelial progenitor cells. Blood. 106 (5), 1525-1531 (2005).
  12. Melero-Martin, J. M., et al. In vivo vasculogenic potential of human blood-derived endothelial progenitor cells. Blood. 109 (11), 4761-4768 (2007).
  13. Melero-Martin, J. M., Bischoff, J. Chapter 13. An in vivo experimental model for postnatal vasculogenesis. Methods Enzymol. 445, 303-329 (2008).
  14. Yoder, M. C. Human endothelial progenitor cells. Cold Spring Harb Perspect Med. 2 (7), 006692(2012).
  15. Siddique, A., Shantsila, E., Lip, G. Y. H., Varma, C. Endothelial progenitor cells: what use for the cardiologist. J Angiogenes Res. 2 (6), (2010).
  16. Camci-Unal, G., et al. Surface-modified hyaluronic acid hydrogels to capture endothelial progenitor cells. Soft Matter. 6 (20), 5120-5126 (2010).
  17. Hill, J. M., et al. Circulating endothelial progenitor cells, vascular function, and cardiovascular risk. N Engl J Med. 348 (7), 593-600 (2003).
  18. Young, P. P., Vaughan, D. E., Hatzopoulos, A. K. Biologic properties of endothelial progenitor cells and their potential for cell therapy. Prog Cardiovasc Dis. 49 (6), 421-429 (2007).
  19. Mehta, J. L., Szwedo, J. Circulating endothelial progenitor cells, microparticles and vascular disease. J Hypertens. 28 (8), 1611-1613 (2010).
  20. Nevskaya, T., et al. Circulating endothelial progenitor cells in systemic sclerosis are related to impaired angiogenesis and vascular disease manifestations. Ann Rheum Dis. 66, 67-67 (2007).
  21. Cebotari, S., et al. Clinical application of tissue engineered human heart valves using autologous progenitor cells. Circulation. 114, 1 Suppl 132-137 (2006).
  22. Ito, H., et al. Endothelial progenitor cells as putative targets for angiostatin. Cancer Res. 59 (23), 5875-5877 (1999).
  23. Vasa, M., et al. Increase in circulating endothelial progenitor cells by statin therapy in patients with stable coronary artery disease. Circulation. 103 (24), 2885-2890 (2001).
  24. Wu, X., et al. Tissue-engineered microvessels on three-dimensional biodegradable scaffolds using human endothelial progenitor cells. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 287 (2), 480-487 (2004).
  25. Boyer, M., et al. Isolation of endothelial cells and their progenitor cells from human peripheral blood. J Vasc Surg. 31 (1), Pt 1 181-189 (2000).
  26. Huber, B., Czaja, A. M., Kluger, P. J. Influence of epidermal growth factor (EGF) and hydrocortisone on the co-culture of mature adipocytes and endothelial cells for vascularized adipose tissue engineering. Cell Biol Int. 40 (5), 569-578 (2016).
  27. Sturdivant, N. M., Smith, S. G., Ali, S. F., Wolchok, J. C., Balachandran, K. Acetazolamide Mitigates Astrocyte Cellular Edema Following Mild Traumatic Brain Injury. Sci Rep. 6, 33330(2016).
  28. Lam, N. T., Muldoon, T. J., Quinn, K. P., Rajaram, N., Balachandran, K. Valve interstitial cell contractile strength and metabolic state are dependent on its shape. Integr Biol (Camb). 8 (10), 1079-1089 (2016).
  29. Tandon, I., et al. Valve interstitial cell shape modulates cell contractility independent of cell phenotype. J Biomech. 49 (14), 3289-3297 (2016).
  30. Cockshell, M. P., Bonder, C. S. Isolation and Culture of Human CD133+ Non-adherent Endothelial Forming Cells. Bio-Protocol. 6 (7), (2016).

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

재인쇄 및 허가

이 JoVE 논문의 텍스트 또는 그림 재사용 허가 요청

허가 요청

태그

관련 논문