이 콘텐츠를 보려면 JoVE 구독이 필요합니다. 로그인하거나 오늘 무료 평가판을 시작하세요.

방법 논문

Aachener Minipigs의 멸균 심낭염 심방 근 병증 및 심방 세동을위한 모델로서

2.8K 조회수

⸱

DOI:

10.3791/63094

⸱

2021년 9월 24일

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Laboratory of Physiopharmacology, University of Antwerp, 2Department of Cardiac Surgery, University Hospital Antwerp, 3Department of Animal Welfare, University of Antwerp, 4Comparative Perinatal Development, University of Antwerp, 5Department of Cardiology, University Hospital Antwerp, 6Department of Cardiology, ZNA Middelheim Hospital, 7Research Group Cardiovascular Diseases, GENCOR, University of Antwerp

이 논문에서

요약

우리는 심방 근 병증과 심방 세동 (AF)을 연구하기 위해 미니 피그에서 멸균 심낭염 모델을 설명합니다. 우리는 외과 및 마취 기술, 혈관 접근 전략 및 AF의 유도성을 연구하기위한 프로토콜을 제시합니다.

초록

심방 세동 (AF)은 심방 근병증이라고도하는 심방의 구조적 리모델링으로 인한 가장 흔한 부정맥입니다. 현재의 치료법은 전기적 이상만을 표적으로 하고 근본적인 심방 근병증은 표적으로 삼지 않는다. 새로운 치료법의 개발을 위해서는 심방 근 병증의 재현 가능한 대형 동물 모델이 필요합니다. 이 논문은 Aachener 미니 돼지에서 멸균 심낭염으로 인한 심방 근병증의 모델을 제시합니다. 멸균 심낭염은 멸균 활석을 분무하고 심방 심막 표면 위에 멸균 거즈 층을 남겨둠으로써 유도되었다. 이로 인해 심방 근병증의 병태생리학의 두 가지 중요한 구성 요소인 염증과 섬유증이 발생하여 심방이 AF의 유도에 취약해졌습니다. 두 개의 심박 조율기 전극이 각 심방망에 심막 모양으로 배치되고 서로 다른 제조업체의 두 심박 조율기에 연결되었습니다. 이 전략은 수술 후 지정된 시점에서 AF의 유도성을 결정하기 위해 반복적 인 비 침습적 심방 프로그램 자극을 허용했습니다. AF 유도성을 테스트하기 위한 상이한 프로토콜이 사용되었다. 이 모델의 장점은 AF 유도성과 심방 근병증에 존재하는 염증 및 섬유증의 신속한 유도와 그 재현성과 함께 임상 관련성입니다. 이 모델은 심방 근병증 및 AF를 표적화하는 신규한 치료법의 개발에 유용할 것이다.

서론

심방 세동 (AF)은 가장 널리 퍼진 심장 부정맥으로 심각한 이환률, 사망률 및 의료 비용을 초래합니다1. 많은 경우에, AF는 단지 심방의 구조적, 전기적, 자율적, 및 수축성 리모델링에 의해 정의되는 근본적인 심방 근병증의 전기적 증상일 뿐이다. 이 심방 근병증은 AF 및 뇌졸중 2,3으로 이어질 수 있습니다. 대부분의 치료법은 전기 리모델링만을 목표로하지만 심방의 근본적인 구조적 변화 (염증 및 섬유증)를 목표로하지 않습니다 4,5,6,7. 이것은 아마도 현재의 치료법이 특히 더 진행된 심방 근병증에서 미미하게 효과적인 이유 중 하나 일 것입니다8.

재현 가능한 동물 모델은 심방 근병증에 존재하는 염증 및 섬유증을 표적으로 삼는 데 중요합니다. 심방 빈틈이 모델은 여러 대형 동물 종 9,10,11,12에서 개발되었습니다. 이들 모델에서, 심방 조직은 전기적 및 궁극적으로 구조적 변화를 유도하기 위해 장기간 연속적으로 진행된다. 타키페이싱 모델의 주요 단점은 심방 근병증의 구조적 징후가 나타나기 전에 오랜 기간 지속되며 심방 근병증 전에 전기적 이상이 발생하는 임상 증후군에만 관련성이 있다는 것입니다. 이론적 인 위험은 긴 추적 관찰 9 동안 섬유증으로 인한 페이싱 리드 실패입니다.

멸균 심낭염 모델에서, 멸균 활석은 심방의 심외막 표면 위에 분무되어 급성 염증 및 섬유성 반응을 유도하여, 심방 근병증13,14를 초래한다. 돼지는 인간의 심장 해부학 및 생리학과 유사하므로 돼지 모델은 번역 관련성이 높습니다. 미니 피그 사용의 장점은 기존의 돼지 균주보다 크기가 작기 때문에 취급이 쉽고 체중이 크게 증가하지 않고 장기간 유지 될 수 있다는 것입니다10. 이러한 모든 이유로 인해 미니 피그의 멸균 심낭염은 심방 근 병증 및 세동 조사를위한 훌륭한 모델입니다. 이 프로토콜과 비디오는 다양한 연구 시설에서이 모델의 설정을 용이하게하고 AF의 유도성을 연구하기위한 프로토콜을 표준화하는 것을 목표로합니다.

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

프로토콜

이 프로토콜은 앤트워프 대학 동물 실험을위한 윤리위원회 (사례 번호 2019-29)의 승인을 받았으며 앤트워프 대학의 동물 관리 지침을 따릅니다. 이 연구를 위해 체중이 ~20kg인 열일곱 6개월 된 아체너 미니피그(수컷, 거성)를 선정하였다.

1. 약물 및 마취

  1. 약물 치료 전
    1. 돼지가 12 시간 동안 금식하지만 물에 무제한으로 접근 할 수 있도록하십시오.
    2. 진정을 위해, 한 번의 근육 주사로 다음을 투여하십시오 : 아트로핀 0.05 mg / kg, 케타민 10 mg / kg, 미다 졸람 0.5 mg / kg.
    3. 의식을 잃은 후 돼지의 정확한 체중을 결정하십시오 (투여 후 약 10 분). 돼지를 수술실로 운반하십시오.
    4. 돼지를 가열 패드에 놓습니다.
    5. ECG 모니터링, 맥박 산소 농도계를 적용하고 초기 온도 측정을 수행하십시오.
    6. 바늘 위 카테터 (22G)를 변연부 귀 정맥 또는 외부 saphenous 정맥에 삽입하십시오.
  2. 마취
    1. 마취의 유도를 위해, 삽관을 시작하기 전에 프로포폴 (1-4 mg / kg IV)의 볼루스를 투여하십시오. 표면 마취가 나타나면 미다졸람 0.2 mg / kg IV의 여분의 볼루스를 투여하고 ~ 5 분 후에 삽관으로 진행하십시오.
    2. 삽관
      1. 돼지를 경향이있는 위치에 두십시오.
      2. 조수에게 거즈 두 개 및 / 또는 입 살포기를 사용하여 동물의 입을 열어 달라고 요청하십시오. 2 mL 무바늘 주사기로 후두에 리도카인 1 mL (10 mg)를 뿌리고 후두를 탈감작시키기 위해 30-60 초 동안 기다린 다음 계속하십시오.
      3. 후두경을 사용하여 내부 직경이 6.5mm인 기관내관(ETT)을 놓습니다. 후두경을 사용하여 시각화하고, 부드러운 미각에서 epiglottis를 대체하고, 더 나은 조작을 위해 ETT에 스타일릿을 배치하십시오.
        참고 : 돼지의 입을 크게 열 수 없으며 코 끝에서 후두까지의 거리가 길다. 따라서, 리마 글로티스 의 시각화는 제한적이다. 따라서 ETT와 stylet는 시각화에 도움이됩니다.
    3. 인공 호흡기를 연결할 때 필요한 경우 보충 약물을 투여하십시오 : midazolam 0.5 mg / kg IV 및 / 또는 알펜타닐 30 μg / kg IV.
    4. 다음 인공 호흡기 설정을 사용하십시오 : 10 mL / kg의 미리 설정된 조수 부피를 가진 볼륨 제어 환기 (VCV), 11-15 cmH2 0의 피크 흡기 압력 (PIP),2-5 cmH20의 양의 최종 내쉼 압력 PEEP로 이어짐; 호흡률 : 35-45 mmHg 사이의 최종 조수 CO2 (ETCO2)를 유지하는 12-16 Brpm; FiO2: 50% (포화가 100%일 때 감소됨); 세보플루란 2.5%.
    5. 진통제의 경우 알펜타닐 0.5-1 μg· (kg·분) -1 크리.
    6. 10 mL/kg의 플라스마용해물 3-5 mL· (킬로그램·h) -1 저혈당증으로 인한 저혈압을 교정하기 위해 10-20 분 이상.
    7. 세파졸린 IV 1g을 투여하십시오. 수술 2시간마다 세파졸린 IV 500mg을 추가로 투여하십시오.
      참고: 수술실에서 복용해야 할 응급 약물에 대한 개요는 표 1을 참조하십시오. 비뇨기 방광 카테터 삽입은 수컷 돼지에서는 어렵고 일반적으로이 절차에는 필요하지 않습니다.
    8. 동물의 흉부와 목 부위를 면도하십시오.
    9. 마취 중 건조와 눈 자극을 방지하기 위해 수의사 연고를 눈에 바르십시오.
    10. 중요한 매개 변수를 지속적으로 모니터링합니다. 턱 긴장이 이완되고, 마비 반사가 없으며, 눈이 회전하고, 자극의 행동 징후가 없는지 평가하여 적어도 10 분마다 마취의 깊이를 확인하십시오. 점막의 색깔을 확인하고 모세관 리필 시간을 확인하여 조직 관류를 평가한다. 투여된 모든 약물과 함께 모든 데이터를 개별 마취 차트에 기록하십시오.
    11. 동맥선 배치
      1. 압력 전도 시스템을 준비합니다. 헤파린 5000 IU를 0.9 % NaCl 500 mL의 IV 백에 넣으십시오.
      2. 동물을 수핀 위치로 되돌립니다. 다리를 확장하고 경동맥 환경에서 혈관 프로브와 함께 초음파를 사용하여 대퇴 동맥을 찾습니다. 사타구니 영역을 클로르헥시딘으로 소독하십시오. 초음파 프로브의 멸균을 위해 우모늄을 사용하고 (또는 멸균 변환기 커버를 사용) 살균 장갑을 사용하여 방부제를 보장하십시오.
      3. 초음파 안내를 사용하여 대퇴골 동맥에 구멍을 뚫습니다. 셀딩거 기술을 사용하여 3Fr 칼집을 삽입합니다.
        참고 : 대퇴 동맥의 직경이 작기 때문에 조수가 바늘을 통해 가이드 와이어를 삽입하게하는 것이 도움이 될 수 있습니다. 초음파 프로브를 들어 올리는 것만으로도 바늘 끝이 탈구 될 수 있습니다.
      4. 봉합사로 칼집을 고정하십시오. 시스를 트랜스듀서에 연결하고 플러시합니다. 실시간으로 동맥 혈압을 모니터링합니다.

2. 수술

  1. 준비
    1. 동물이 안정된 위치에 수핀인지 확인하십시오. 추가 안정성을 위해, 동물을 지탱하기 위해 미리 예열 된 IV 백을 부척추 위치에 두십시오.
    2. 전기 소작의 접지판을 동물 아래에 놓습니다. 소량의 초음파 젤을 사용하여 피부와 적절하게 접촉하십시오.
    3. 피부 준비 : 목, 상지, 전방 흉부, 복부 윗부분, 사타구니 및 ECG 전극 부위와 같은 영역에서 동물을 면도하십시오. 알코올 70 %와 요오드 2 %로 세 번의 번갈아 가며 스크럽을 수행하여 피부를 적절하게 소독하십시오.
    4. 멸균 커튼을 놓습니다. 동물의 발톱을 멸균 시트 나 장갑으로 감싸십시오. 멸균 거즈를 사용하여 수축하십시오.
    5. 멸균 상태를 보장하려면 멸균 수술 커버로 수술 부위를 드레이프하고 멸균 도구를 사용하며 피부가 닫힐 때까지 멸균 상태에서 작업하십시오.
      참고 : 수술 전반에 걸쳐 외과 의사는 헤어 캡, 입 마스크, 수술 가운 및 멸균 장갑을 착용해야합니다.
  2. 영구 중심 정맥 카테터 (CVC)의 외과 적 배치
    1. 흉쇄 유두종 근육의 내측 경계에있는 홈에서 5cm 절개를하십시오. 내부 경정맥에 도달 할 때까지 무뚝뚝하게 해부하십시오.
    2. 정맥 주위의 섬유 조직을 제거하고 원하는 카테터 삽입 부위 주위에 Prolene 6-0으로 사각형 봉합사 (= 원을 형성하는 3 ~ 4 개의 바늘)를 배치하여 혈관 제어를 얻습니다.
    3. Seldinger 기술을 사용하여 3 개의 프랑스 트리플 루멘 CVC로 내부 경정맥을 캐뉼레이트하십시오. 카테터 주위에 Prolene 6-0 봉합사를 조이십시오.
    4. 카테터의 손잡이를 흉쇄 유돌근 근육에 고정시킵니다.
    5. 세 개의 카테터 루미나를 별도로 터널링하십시오 : 터널을 만들기 위해 무딘 해부 가위의 큰 쌍을 사용하고 외상성 클램프가 터널을 통해 카테터 루미나를 당깁니다.  카테터의 끝을 피부에 단단히 부착하고 바늘이없는 주사 포트에 올려 놓으십시오. 카테터 루미나의 출구 부위는 귀 뒤에 위치하고 절개 부위에서 가능한 한 멀리 떨어져 피부 아래 카테터의 최대 궤적 길이를 보장합니다.
    6. 절개 부위를 두 층으로 닫습니다.
  3. 흉골 절제술
    1. 흉골이 분명해질 때까지 흉골의 manubrium에서 xiphoid 과정 아래 3cm까지 중간 절개를하십시오.
    2. xiphoid 과정에서 caudally 해부하십시오. 흉골의 내장 측면에 손가락을 대고 내장 흉골 표면을 따라 가능한 한 결합 조직을 제거하십시오.
      참고: 흉골 절제술을 시행하는 동안 심근 손상을 예방하기 위해 결합 조직을 제거합니다.
    3. 흉골 톱을 사용하여 흉골을 절단하십시오. 모든 출혈 부위를 통제하십시오. 흉골 살포기를 사용하여 흉강에 대한 접근을 확대하십시오. 흉막의 손상을 피하십시오.
    4. 심낭을 조심스럽게 열고 서스펜션 봉합사를 사용하여 수술 현장에서 벗어나십시오.
  4. 심박조율기 리드 배치( 그림 1 참조)
    1. 심박 조율기 리드를 왼쪽 아트리움에 놓습니다.
      1. 리드 고정 나사의 연장 및 후퇴 메커니즘을 테스트합니다. 그런 다음 팁을 (곡선) 포셉에 놓고 필요한 경우 스타일릿을 60 ° 구부립니다.
      2. 좌심실에 압축을 가하고 부드럽게 옆으로 당겨 왼쪽 심방을 볼 수 있습니다.
        참고 : 심실에 가해지는 압력은 신속하게 저혈압을 유발합니다. 마취과 의사가 CVC를 통해 저용량 노르에피네프린으로 이것을 예상하는지 확인하십시오. 평균 혈압이 >20 초 동안 40 mmHg 이하로 떨어지면 심실을 풀어줍니다. 동물의 혈압이 정상화 된 경우에만 진행하십시오.
      3. 왼쪽 심방의 시각화에 따라, 왼쪽 심방이없는 벽에 납 팁을 단단히 고정시키고, 가능한 한 폐정맥에 가깝고 심실에서 최대한 멀리 떨어 뜨립니다. 나선을 심방 조직으로 연장시켜 나사로 조이십시오, 바람직하게는 약간의 경사로 말하십시오. 가능한 한 빨리하고 좌심실의 압력을 즉시 해제하십시오.
      4. 프로그래밍 가능한 전기 자극기 또는 심박조율기 프로그래머를 사용하여 리드의 감지 및 간격 임계값과 임피던스를 측정합니다. 고전압(10V)에서 페이싱할 때 심실 오버캡쳐(ECG의 넓은 QRS)가 없는지 확인하십시오. 만족스럽지 않으면 리드의 나선을 철회하고 2.4.1.1 단계부터 다시 시작하십시오.
        참고: 정상 간격 임계값은 펄스 폭이 0.5ms(일반적으로 ~0.5V @0.5ms)인 <1V여야 합니다.
    2. 심박 조율기 리드를 오른쪽 심방망에 놓으면 왼쪽 심방 리드의 배치와 완전히 유사합니다.
    3. 두 리드 모두 흉부를 미드 라인에 남겨 두어야합니다. 왼쪽 심방 리드는 xiphoid 과정에서 왼쪽 측면으로 복부 피하 지방을 통해 터널링되어야하며, 오른쪽 심방은 오른쪽 측면으로 이어집니다.
    4. 돼지의 왼쪽과 오른쪽 측면에있는 피하 지방에 심박 조율기 주머니를 만드십시오. 심박 조율기를 리드에 연결하고 주머니 안에 넣으십시오. (50Hz) 버스트 페이싱을 수행할 수 있는 페이스메이커를 왼쪽 심방 리드(페이싱 허용)와 다른 제조업체의 심박조율기(두 심박조율기를 동시에 읽는 동안 누화를 피하기 위해)를 오른쪽 심방 리드(감지 허용)에 연결합니다. 고전적인 단일 봉합사가있는 2 개의 층, Vicryl 1-0이있는 내부 층 및 Mersilene 0이있는 외부 층으로 닫습니다.
  5. 멸균 심낭염의 유도
    1. 심실을 부드럽게 잡아 당겨 심방을 다시 노출시킵니다. 거즈로 심실을 덮으십시오 (그리고 나중에 거즈를 가져 가십시오).
    2. 팩에 포함된 디스펜서를 사용하여 양쪽 심방의 심외막 표면 위에 멸균 활석을 분무하십시오. 서맥과 저혈압이이 조작을 따르기 때문에 약 1 분 후에 자발적으로 회복 할 수있는 충분한 시간을주십시오. 필요한 경우, 노르 에피네프린 드립을 시작하거나 증가 (주입 속도).
    3. 양쪽 심방의 심막 표면에 멸균 거즈 (5cm x 5cm)의 한 층을 남겨 두십시오 : 한 조각은 왼쪽과 한 조각은 오른쪽입니다.
    4. 폐쇄를 시작하기 전에 심박 조율기 리드의 위치를 마지막으로 한 번 확인하십시오.
  6. 가슴 닫기
    1. 종격동에 배수구를 남겨두고 피부 표면으로 터널링하십시오. 드레인을 멸균 진공 항아리에 연결; 피부의 첫 번째 층이 닫힐 때 연결을 엽니 다 (공기 누출을 피하기 위해). 동물을 안정으로 되돌릴 때 배수구를 제거하십시오.
    2. Prolene 6-0으로 심낭을 닫습니다.
    3. 스테인레스 스틸 와이어가있는 고전적인 자궁 경부 기술을 사용하여 흉골을 닫습니다.
    4. 재흡수 가능한 스레드로 두 개의 레이어에서 서브 커티스를 닫습니다.
    5. 5 mL의 0.5% 부피바카인을 피부 내로 침윤시켜 흉골 블록을 수행하는 단계; 골막에 침투하기 위해 흉골과의 뼈 접촉을 보장하십시오.
      참고 : 또는 흉골을 절개하기 전에 흉골 블록을 수행하여 선제 진통제를 사용하는 것이 더 나을 수도 있습니다.
    6. 재 흡수 가능한 실을 사용하여 연속 피내 봉합사로 피부를 닫으십시오.

3. 수술 후 관리

  1. 점차적으로 동물의 피부를 닫는 동안 모든 진정제를 끄십시오.
  2. 체온, 환기 및기도 개통, 산소 공급 및 혈류 역학 매개 변수를 면밀히 모니터링하여 동물을 수술실에 보관하십시오.
  3. 시술 중에 자주 발생하는 체온이 크게 떨어지기 때문에 담요, 가열 패드 및 핫 팩을 사용하여 동물을 따뜻하게 유지하십시오. 회복 중에, 특히 떨림이 나타날 때 산소를 공급하십시오.
  4. 수술 후 진통제를 위해 50 μg / h의 펜타닐 패치를 적용하십시오. 펜타닐 패치가 효과가되기 전에 6-8 시간의 지연이 있기 때문에이 기간을 메우기 위해 0.05-0.1 mg / kg의 모르핀을 피하로 투여하십시오.
  5. 동물이 안정하면 체온의 증가를 나타내고 있습니다. 그것의 머리를 들어 올릴 수있다; 삼키고있다; 정상적인 안구 반사를 보여줍니다; ETT가 제자리에 있지 않고 상기도 방해의 징후없이 자발적으로, 자유롭게, 깊게 호흡하고 있습니다. 그것은 펜으로 다시 운반 될 수 있습니다. 복구 단계 동안 가열 수단(예: 적외선 램프, 가열 매트, 담요)을 제공합니다.
    참고 : 마약 중독 후 몇 시간 후에도 호흡 정지가 가능하기 때문에 동물을 펜에 다시 넣지 마십시오 .
  6. 동물에 대한 검진을 수행하십시오 : 수술 후 첫 시간 동안 15 분마다, 동물이 편안하지 않은 경우 처음 4-6 시간 동안 매시간 또는 그 이상을 자주. 동물이 통증의 징후를 보이면 편안해질 때까지 2 시간마다 0.025-0.05 mg / kg씩 보충 모르핀을 피하로 투여하십시오. 수술 후 세파졸린 1g과 16 시간을 투여하십시오.
    참고 : 통증 평가는 태도, 행동 (서서, 먹기, 음주) 및 슬픔과 같은 주관적인 요소로 구성됩니다. 통증의 객관적인 징후는 심박수 상승, 호흡률 상승 및 피상적 인 호흡입니다. 동물은 24 시간 이내에 정상적인 상태와 행동으로 돌아갑니다. 수술 후 3 일째에 펜타닐 패치를 제거하십시오.

4. AF의 유도를 위한 심방 타키페이싱

  1. 케타민 10 mg / kg과 미다 졸람 0.5 mg / kg을 근육 내 (아트로핀 없이) 주사하고 충분한 진정 수준에 도달 할 때까지 기다리십시오.
  2. 후속 조치를 위해 돼지의 무게를 다시 측정하십시오. 동물을 제지 된 슬링에 넣고 수술실로 가져 오십시오.
  3. ECG 및 산소 포화도 모니터링을 연결하고 프로그래머의 머리를 해당 심박 조율기 위에 놓습니다. 심박 조율기를 심문하십시오.
  4. 자발적 AF의 발생에 대한 심박 조율기 설정을 확인하십시오. 이중 챔버 심박 조율기를 사용할 때 심실 리드 경고를 찾으십시오.
  5. 임피던스와 감지 및 페이싱 임계값을 결정합니다. 전기 생리학 (EP) 연구를 수행 할 때 항상 문턱 전압의 두 배로 속도를 내고 실험 중에 전압 임계 값의 증가를 관찰하십시오.
  6. 버스트 페이싱 동안 1:1 포획이 유지되는 최단 사이클 길이로 근사된 심방 유효 내화 기간(AERP)을 결정합니다.
    참고: 이 방법은 임상 AERP 결정과 다르지만 이 프로토콜과 더 관련이 있습니다.
  7. 왼쪽 및 오른쪽 심방 리드 사이의 전도 시간을 결정하려면 페이싱 스파이크의 시작과 오른쪽 심방 리드의 심방 탈분극 사이의 시간을 측정하십시오.
  8. 첫 번째 프로토콜의 경우 AERP + 30ms의 사이클 길이로 20초 동안 버스트 페이스를 적용합니다. 페이싱이 중단 된 후 AF의 존재를 확인하고 에피소드가 얼마나 오래 지속되는지 측정하십시오. 각 페이싱 세션 사이에 최소 5 초 동안 일시 중지하고 부비동 리듬 심박수가 기준선으로 회복 될 때까지 기다리십시오. 이것을 ≥10 번 반복하십시오. AF 유도성의 백분율로 표시됨-AF를 유도하기 위한 시도의 총량에 대한 "성공한" 시도의 비율에 주목한다.
    참고: 5초> 에피소드만 관련성이 있는 것으로 간주됩니다.
  9. 두 번째 프로토콜의 경우 AERP + 20ms의 주기 길이부터 시작하여 20초 동안 버스트 페이스를 적용합니다. 다음 버스트 동안 최소 사이클 길이가 1:1 캡처될 때까지 사이클 길이를 줄입니다. 이것을 적어도 10 번 반복하십시오. AF 지속 시간 및 AF 유도성에 유의하십시오.
  10. 세 번째 프로토콜의 경우 50Hz에서 5초에 버스트 페이스를 적용합니다. 이 속도를 10번 이상 반복하십시오. AF 지속 시간 및 AF 유도성에 유의하십시오.
  11. 동물이 깨어나거나 다른 절차 (예 : 심 초음파 검사, 치료, 혈액 채취)를 계속하게하십시오.

5. 안락사

  1. 한 달 동안 지속 된 실험 후 동물은 IV 펜토바르비탈 (50 mg / kg, IV)의 과다 복용으로 안락사됩니다. 안락사에 대한 인간적인 종점은 적절한 치료에도 불구하고 심한 통증이나 불편 함의 징후를 지속하고있었습니다. 이것은 매일 임상 적으로 평가됩니다 : 놀라운 징후에는 고혈압, 빈맥, 호흡률 증가, 행동 변화 (불안, 고정, 발성) 및 턱 꽉 막힘.

6. 샴 수술

  1. 심방 심막 위에 활석을 뿌리거나 멸균 거즈 층을 남기지 않고 동일한 프로토콜을 수행하십시오.

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

결과

이환율 및 사망률:
우리가 Aachener 미니 피그에서이 멸균 심낭염 모델을 개발하기 시작했을 때, 우리는 17 마리의 돼지 중 4 마리 (23.5 %)의 수술 전 사망률을 발견했습니다 : 4 명 중 3 명이 "학습 곡선 효과"로 인해 처음 6 번의 수술에서 사망했습니다. 병인은 다음과 같습니다 : 수술 후 호흡 정지로 인해 2 마리의 돼지가 사망했습니다. 이 문제는 알펜타닐의 투여량을 감소시킴으로써 해결되었다. 한 마리의 돼지는 첫 번째 페이싱 세션 동안 심실 세동으로 사망했으며 한 마리는 페이싱 리드 테스트 중에 사망했습니다 : 이것은 왼쪽 심방 리드가 심실에 너무 가깝게 배치되어 심실 과다 포획으로 인한 것입니다. 후속 기간 동안 모든 동물은 희생 될 때까지 생존했습니다. 또한, 불편 함의 징후는 수술 후 24 시간 동안 사라졌습니다. 이 시간 후에도 불편 함의 징후가 지속되면 조사관은 합병증을 의심해야합니다.

간격 속성:...

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

토론

신뢰할 수있는 대형 동물 모델은 심방 근 병증 및 AF 연구 및 AF에 대한 새로운 치료법 개발의 주요 자산입니다. 심방 심막에 심박 조율기 리드를 이식하면 종방향 추적 관찰 및 반복적 인 전기 생리학 테스트가 가능해졌으며 이는 작은 동물에서는 어렵습니다. 미니피그는 다루기 쉽고, 그들의 심장은 구조적으로나 생리적으로 인간의 심장과 유사하다10.

멸균 심낭염 모델은 맞춤형 프로그램 된 심박 조율기가 필요하지 않기 때문에 지속적인 심방 빈맥에 비해 상대적으로 간단합니다. 이 모델에서 유도 된 병리 생리학은 염증 및 섬유증이 AF2의 유도보다 선행하기 때문에 인간에서 종종 관찰되는 병리 생리학과 더 유사합니다. AF가 심실 기능 장애 또는 승모판 역류에 이차적인 다른 모델은 개발하기가 더 복잡해지는 경향이 있으며, 비심방 원발성 질환의 존재는 치료 개입에 의해 유도되는 효과의 해석을 혼란스럽게 한다...

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

공개 사항

저자 중 누구도 공개 할 이해 상충이 없습니다.

감사의 글

이 연구는 Industrieel OnderzoeksFonds/Strategisch Basisonderzoek (IOF / SBO) 연구 보조금 (PID34923)과 앤트워프 대학의 Geconcerteerde Onderzoeksactie (GOA) 보조금 (PID36444)에 의해 지원되었습니다. 선임 임상 연구자 펠로우십 (VFS에) 및 과학 연구 플랑드르 기금의 연구 보조금 (신청 번호 1842219N, G021019N, G0D0520N 및 G021420N); ERA.Net RUS Plus (2018, Project Consortium 278)의 연구 보조금에 의해; Vlaamse Interuniversitaire Raad/Interuniversitair Bijzonder OnderzoeksFonds (VLIR/iBOF) grant (20-VLIR-iBOF-027). 심박 조율기 리드의 상당 부분을 후원해 주신 Abbott와 Boston Scientific과 심박 조율기 프로그래머의 대출을 위해 Medtronic 및 Biotronik 회사에 감사드립니다. 우리는 앤트워프 대학 동물 시설의 동물 직원들에게 동물을 훌륭하게 돌봐 준 것에 대해 감사드립니다.

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

재료

이 논문에 사용된 재료 목록
이름회사카탈로그 번호댓글
Aachener minipig, 6개월, 수컷, 거세, 체중 15-25kgCarfil
마취 및 준비
ECG 전극
기관내관, 6.5mm IDCovidien115-65OR
외부 제세동기InnomedCardio-aid 200B
가열 패드OK.OUB60321
정맥 카테터 22 GA, 1인치BD381323
후두경 블레이드 크기 4MillerSUS426601
모니터GE Medical systems2600040-003
호흡기Datex-Ohmeda1009-9000-000
면도기AesculapGT 104 / REF 985203
주사기 드라이버 펌프Fresenius Kabi082470
동맥 및 중심 정맥 라인 배치
3-루멘 중앙 정맥 카테터 삽입 세트, 7 프랑스어, 16cm, 0.032 인치 가이드Arrow medicalEU-22703-EN
동맥 카테터 3 프랑스어, 8cmVygon1,15,090
Caresite Luer 액세스 장치B. Braun415122-01
유체: 플라스마lyte IV 백, 포도당 5%, NaCl 0.9%(500mL 또는 1000mL)
헤파린 식염수
바늘: 18Ga / 40mm 및 22Ga / 40mm
압력 모니터링 세트, 195cmEdwards LifesciencesT005021M
튜브 180cmEdwards Lifesciences50P172
봉합사 바늘
주사기 Luerlok : 2mL, 5mL, 10mL, 20mL, 50mL
초음파 젤Zealand 코팅446-1
혈관 프로브가있는 초음파Philips healthcareEPIQ 7C / REF BZE1723
Surgical set
Blunt-tip 수술용 가위Martin11-934-25
60도 곡선 Debakey 집게AesculapFB403
해부학적 집게AS13-102-16
Debakey 집게Geister10-0634
전기 소작 모듈AlsaAlsatom SU 140 / D MPC
홀더 스테인레스 스틸 와이어COBE013-123
MosquitoLeibinger32-01008
Needledriver, 미세Delacroix-Chevalier50302-21
Needledriver, 일반AesculapBM 77
Rib SpreaderMartin24-178-01
메스Swann-Morton0511no. 24
스테인리스 스틸 와이어 용 가위Jakobi411830
스프레더AS16-058-00
흉골 톱Eure-Power5000020
흉골 톱날MicroAireZR-032M
수술용 소모품
소독제: 요오드, 클로르헥시딘
푸시 버튼이 있는 전기 소작 연필, 케이블 5mDongguan QueenMed 장비ESPB4001LQ
위관Vygon390.12
Mersilene-0, 75cmEthiconF2505H
Monocryl 3-0, 70cmEthiconY423H
입 마스크, 헤어 네트
Oriflex-4 진공 플라스크 외과 배수Oriplast KrayerVK00352
Prolene 6-0, 75cmEthicon8711H
스테인레스 스틸 모노 필라멘트 비 흡수성 봉합사EthiconW995
멸균 드레이프3M9010
멸균 거즈 20 x 10 cmStella35921
멸균 장갑
멸균 수술 가운
Steritalc PF3Novatech16863
Vicryl-0, 75 cmEthiconV324H
Cardiac pacing
Bipolar 페이싱 리드 Fineline II Sterox EZ 58 cmBoston Scientific4474
바이폴라 페이싱 리드 Tendril STS 58 cmAbbott2088TC
Ellegaard Gö ttingen Minipig 프레임 3LomirDF H1PU
Ellegaard Gö ttingen Minipig 슬링 커버LomirSS CEG1
Micropace 심장 자극기Boston ScientificEPS 320
페이싱용Pacemaker MedtronicAzure XT DR MRI SureScan
Pacemaker 감지용BiotronikEluna 8 DR-T
페이스메이커 페이싱용MedtronicCareLink Encore 29901A
BiotronikICS 3000 DS CD-W US
Medication
Adrenaline 1 mg/mL, 1 mLSterop
Atropine 0.5 mg/mL, 1 mLSterop
Catapressan 150 µ 감지용 심박 조율기 프로그래머; g/mL, 1ml 클로니딘Boehringer IngelheimBE021402
Cefazoline 2g 분말MylanBE319794
Cordarone 50mg/mL, 3mL amiodaroneSanofi
Durogesic 50 µ g/h 펜타닐 패치Janssen-Cilag
Glucose 5%, 500mLBaxterAE0063
Ketalar 50mg/mL, 10mLPfizer804101
Lanoxin 0.25mg/mL, 2mL digoxineAspen
Marcaine 0.5% + Adrenaline 1:200,000Aspen
Midazolam 5mg/ml, 3mLB. Braun3521740
모르파인 10 mg/mL, 1 mL스테롭
NaCl 0.9%, 500 mL박스터AKE1323
니트로 폴 1 mg/mL, 5 mL 니트로글리세린폴 보스캄
노르아드레날린 1 mg/mL, 4 mL아게탄트
플라스마라이트 1000 mL박스터AKE0324
프로포폴 10 mg/mL, 20 mLB. 브라운3521810
프로타민 1400 IU/mL, 5 mL레오 파마
라피펜 0.5 mg/mL, 2 mLJanssen-Cilag95103
셀로켄 1 mg/mL, 5 mL 메토프롤롤AstraZeneca
Sevorane 퀵 필 100% 세보플루란, 250 mLAbbvie1283-415
Tracrium 10 mg/mL, 5 mL atracuriumAspen
압 프로그래머 프

참고문헌

  1. Hindricks, G., et al. 2020 ESC Guidelines for the diagnosis and management of atrial fibrillation developed in collaboration with the European Association for Cardio-Thoracic Surgery (EACTS): The Task Force for the diagnosis and management of atrial fibrillation of the European Society of Cardiology (ESC) Developed with the special contribution of the European Heart Rhythm Association (EHRA) of the ESC. European Heart Journal. 42 (5), 373(2021).
  2. Sajeev, J. K., Kalman, J. M., Dewey, H., Cooke, J. C., Teh, A. W. The atrium and embolic stroke: myopathy not atrial fibrillation as the requisite determinant. JACC. Clinical Electrophysiology. 6 (3), 251-261 (2020).
  3. Shen, M. J., Arora, R., Jalife, J. Atrial myopathy. JACC: Basic to Translational Science. 4 (5), 640-654 (2019).
  4. Jalife, J., Kaur, K. Atrial remodeling, fibrosis, and atrial fibrillation. Trends in Cardiovascular Medicine. 25 (6), 475-484 (2015).
  5. Fu, X. X., et al. Interleukin-17A contributes to the development of post-operative atrial fibrillation by regulating inflammation and fibrosis in rats with sterile pericarditis. International Journal of Molecular Medicine. 36 (1), 83-92 (2015).
  6. Liao, J., et al. TRPV4 blockade suppresses atrial fibrillation in sterile pericarditis rats. JCI Insight. 5 (23), 137528(2020).
  7. Zhang, Y., et al. Role of inflammation in the initiation and maintenance of atrial fibrillation and the protective effect of atorvastatin in a goat model of aseptic pericarditis. Molecular Medicine Reports. 11 (4), 2615-2623 (2015).
  8. Vizzardi, E., et al. Risk factors for atrial fibrillation recurrence: a literature review. Journal of Cardiovascular Medicine. 15 (3), Hagerstown, Md. 235-253 (2014).
  9. Dosdall, D. J., et al. Chronic atrial fibrillation causes left ventricular dysfunction in dogs but not goats: experience with dogs, goats, and pigs. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 305 (5), 725-731 (2013).
  10. Schuttler, D., et al. Animal models of atrial fibrillation. Circulation Research. 127 (1), 91-110 (2020).
  11. Wijffels, M. C., Kirchhof, C. J., Dorland, R., Allessie, M. A. Atrial fibrillation begets atrial fibrillation. A study in awake chronically instrumented goats. Circulation. 92 (7), 1954-1968 (1995).
  12. Willems, R., Ector, H., Holemans, P., Van De Werf, F., Heidbuchel, H. Effect of different pacing protocols on the induction of atrial fibrillation in a transvenously paced sheep model. Pacing and Clinical Electrophysiology. 24 (6), 925-932 (2001).
  13. Pagé, P. L., Plumb, V. J., Okumura, K., Waldo, A. L. A new animal model of atrial flutter. Journal of the American College of Cardiology. 8 (4), 872-879 (1986).
  14. Schwartzman, D., et al. A plasma-based, amiodarone-impregnated material decreases susceptibility to atrial fibrillation in a post-cardiac surgery model. Innovations. 11 (1), Philadelphia, Pa. 59-63 (2016).
  15. BCFI vzw. Vetcompendium BCFIvet. , Available from: https://www.vetcompendium.be/nl (2021).
  16. Swine in the laboratory. Surgery, anesthesia, imaging, and experimental techniques, Third edition. Swindle, M. M., Smith, A. C. , CRC Press. (2016).
  17. Unit for Laboratory Animal Medicine. Guidelines on anesthesia and analgesia in swine. , Available from: https://az.research.umich.edu/animalcare/guidelines/guidelines-anesthesia-and-analgesia-swine (2021).
  18. Ettrup, K. S., et al. Basic surgical techniques in the Gottingen minipig: intubation, bladder catheterization, femoral vessel catheterization, and transcardial perfusion. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (52), e2652(2011).

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

재인쇄 및 허가

더 많은 논문 탐색

무균성 심낭염 모델미니돼지 모델심외막 페이스메이커 리드버스트 페이싱심방 섬유화전기생리학적 연구마손 트리크롬 염색심장 영상 촬영
Aachener Minipigs의 멸균 심낭염 심방 근 병증 및 심방 세동을위한 모델로서
문의하기
도서관에 추천하기

개인정보 처리방침

이용 약관

정책

저작권 © 2026 MyJoVE Corporation. 모든 권리 보유.