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방법 논문

이식형 원격 측정을 사용한 의식 설치류의 지속적인 동맥압 모니터링 및 꼬리 커프 방법과의 비교

980 조회수

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DOI:

10.3791/69652

⸱

2025년 11월 14일

 ,  ,  , 
1Advanced Institute for Medical Sciences, Dalian Medical University, 2School of Basic Medical Sciences, Xi'an Jiaotong University, 3East China Normal University Health Science Center

이 논문에서

요약

이 프로토콜은 외과적 이식, 수술 후 관리, 데이터 수집 및 꼬리 커프 방법과의 비교를 포함하여 의식이 있는 설치류의 지속적이고 신뢰할 수 있는 동맥압 모니터링을 위한 이식형 원격 측정의 적용을 자세히 설명합니다.

초록

무선 원격 측정은 생리학적 조건에서 의식이 있는 설치류의 안정적이고 지속적인 동맥 혈압(BP) 모니터링을 가능하게 하는 동시에 작업자 관련 인공물을 최소화합니다. 이식형 트랜스미터에는 압력 감지 카테터가 포함되어 있으며, 이식 절차는 사용되는 종과 연구 목적에 따라 다릅니다. 설치류에서 가장 일반적인 접근법은 경동맥이나 복부 대동맥을 통한 이식입니다. 경동맥 접근법은 대동맥궁으로 가는 직접적인 경로로 인해 종종 선호되어 정확한 중심압 측정이 용이하며, 복부 대동맥 접근법은 만성 연구에도 널리 활용됩니다. 꼬리 커프와 같은 비침습적 방법에 비해 이식형 원격 측정은 보다 정확하고 일관된 측정을 제공하므로 정밀한 장기 혈압 모니터링이 필요한 고혈압 연구에 특히 유용합니다. 이 프로토콜은 마취, 외과적 이식 기술 및 수술 후 관리뿐만 아니라 혈역학적 매개변수(수축기, 이완기 및 평균 동맥압 및 심박수(HR))를 획득 및 분석하는 절차와 꼬리 커프 측정에 대한 비교 평가에 대해 자세히 설명합니다.

서론

의식이 있는 설치류의 동맥 혈압(BP)을 정확하고 지속적으로 모니터링하는 것은 심혈관 연구, 특히 동적 혈역학적 변화가 정확한 측정이 필요한 고혈압 연구에 필수적입니다 1,2,3. 꼬리 커프 방법과 같은 전통적인 비침습적 방법은 널리 사용되지만 간헐적인 샘플링, 스트레스 관련 인공물 및 일주기 혈압 변화를 포착하지 못하기 때문에 제한됩니다 4,5. 이러한 문제는 정확성과 재현성을 손상시켜 장기 혈역학 연구에서의 사용을 제한합니다6.

무선 원격 측정 시스템은 보다 정확하고 일관된 혈압 측정을 제공합니다. 자유롭게 움직이는 동물의 지속적인 고품질 혈압 모니터링이 가능하여 작업자 취급의 변동성과 구속으로 인한 스트레스를 제거합니다 7,8,9,10. 이 접근법은 혈압 상승의 시작, 크기 및 안정성과 일주기 패턴을 포착하는 것이 중요한 고혈압 연구에 특히 유용합니다 11,12,13. 또한 지속적인 원격 측정을 통해 질병 진행 중 일시적인 변동을 감지할 수 있으며 약리학적 개입에 대한 자세한 평가를 제공하며, 이는 전통적인 꼬리 커프 방법이 제공할 수 없는 이점입니다14.

무선 원격 측정 시스템은 압력 감지 카테터가 있는 이식형 송신기를 사용하며, 이는 종 및 연구 설계에 따라 선택된 해부학적 부위에 외과적으로 배치됩니다. 마우스에서 카테터는 일반적으로 안정적인 신호를 보장하기 위해 경동맥을 통해 대동맥궁으로 삽입됩니다9. 나이가 많거나 무거운 마우스에 대한 장기 연구와 같은 특정 실험의 경우 복부 대동맥에 배치하는 것이 선호될 수 있습니다. 쥐에서 복부 대동맥은 신뢰할 수 있는 장기 기록을 위한 표준 부위입니다15. 이러한 이식 전략을 통해 수축기, 이완기 및 평균 동맥압과 심박수(HR)를 정확하게 측정할 수 있으므로 원격 측정 시스템은 고혈압 모델을 표현형화하고 치료 개입을 평가하는 데 유용한 도구가 됩니다16.

이 프로토콜은 마취, 외과적 이식(카테터 배치 옵션 포함), 수술 후 관리, 데이터 수집 및 분석에 대한 자세한 절차와 테일 커프 방법과의 비교 평가를 간략하게 설명합니다.

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프로토콜

모든 실험 절차는 Xi'an Jiaotong University의 IACUC(Institutional Animal Care and Use Committee)의 승인을 받았습니다(No. XJTUAE2025-2784)을 수행했으며 실험 동물의 관리 및 사용에 대한 제도적 및 국가 지침에 따라 수행되었습니다. 8주 령령의 수컷 자발성 고혈압 쥐(SHR)와 C57BL/6 마우스를 실험에 사용했습니다.

1. 동물 준비

  1. 주거 조건: 모든 동물을 환경적으로 통제된 방에 수용합니다. 주변 온도 21°C, 상대 습도 60%를 유지하십시오. 12시간 밝음/12시간 암흑 주기를 설정합니다. 표준 실험실 차우와 물을 자유롭게 제공합니다.
  2. 원격 측정 이식을 위한 권장 무게: 적절한 카테터 이식 길이를 보장하고 원격 측정 송신기의 크기를 수용하기 위해 무게가 20-35g인 마우스를 선택합니다(HD-X11: 33 x 33 x 14mm; HD-S10: 42 x 42 x 18mm). 경동맥 카테터 삽입에는 20g 이상의 마우스를 선택하고, 복부 대동맥 이식에는 30g 전후의 마우스를 사용한다. 쥐의 경우 적절한 핏을 보장하고 수술 합병증을 최소화하기 위해 체중이 170g ≥ 동물을 선택하십시오. 쥐에게 복부 대동맥 이식 접근법을 사용하십시오.
    참고: 이 체중 범위는 만성 원격 측정 모니터링을 위한 수술 타당성과 동물 복지 고려 사항의 균형을 유지합니다.

2. 수술 전 준비

  1. 원격 측정 임플란트 모델 검증: 마우스의 경우 HD-X11 송신기를 사용합니다. 쥐의 경우 HD-S10 송신기를 사용하십시오. 송신기의 모델 번호와 코딩을 확인합니다(그림 1).
  2. 외과적 무균 준비: 수술 전에 수술 부위를 철저히 소독하고 121°C에서 20분 동안 고압멸균하여 모든 기구를 멸균합니다(보충 그림 1A). 멸균 드레이프, 수술용 식염수 및 필요한 시약을 준비합니다( 재료 표). 적절한 개인 보호 장비(장갑, 마스크 및 모자)를 착용하고 멸균 트레이에 기구를 배치하고 사용하기 전에 멸균 표시기를 확인하십시오. 절차 전반에 걸쳐 엄격한 무균 기술을 유지하십시오. 수술 후에는 오염된 물질을 적절하게 폐기하고 재사용 가능한 기구를 신속하게 재멸균하십시오.
  3. 송신기의 전처리
    1. 투명 플라스틱 트레이에서 흰색 패키지 덮개를 떼어내어 멸균 패키지를 엽니다.
    2. 투명 트레이 커버를 들어 올리고 카테터 채널에 멸균 식염수를 뿌린 다음 즉시 커버를 교체합니다. 멸균 상태를 유지하기 위해 송신기 또는 내부 트레이와의 접촉을 피하십시오.
    3. 패키지를 따로 보관하고 카테터를 멸균 영역으로 옮기기 전에 15분 동안 수화되도록 합니다. 카테터 팁이 균일하게 반투명하고 젤로 채워져 있는지 확인하십시오. 불투명하거나 흰색 팁이 충분히 수분이 공급되지 않은 것으로 확인하고 계속하기 전에 수분을 보충하십시오.
    4. 흰색 덮개(교정 데이터 포함)와 멸균 패키지(반품 가능성 대비)를 보관하십시오.
      알림: 친수성 특성으로 인해 적절한 카테터 수화를 보장하십시오. 수화되지 않은 상태에서 이식하면 카테터가 혈액에서 수분을 흡수하여 확장됩니다. 이러한 확장으로 인해 카테터 끝에 겔 후퇴 및 공극 형성이 발생하여 혈전 형성 위험이 증가합니다.
  4. 마취 유도
    1. 흡입 마취: 동물을 유도 챔버에 넣고 0.5L/min의 유속으로 산소 중 5% 이소플루란으로 마취합니다. 교정 반사가 상실되면 동물을 온도 조절 수술 플랫폼(37°C)으로 옮기고 절차 전반에 걸쳐 0.5L/min의 산소 흐름으로 2% 이소플루란을 전달하는 노즈콘으로 마취를 유지합니다17.
    2. 주사 마취: 체중 20g당 20μL의 용량으로 Zoletil-자일라진 혼합물(1:2v/v)을 근육 주사하여 마우스를 마취합니다18.
    3. 마취 상태에서 건조함을 방지하기 위해 눈에 수의사 연고를 사용하십시오.
  5. 수술 부위 준비: 팔다리를 테이프로 고정하고 제모크림을 사용하여 목털을 제거한 후 해당 부위를 깨끗이 닦아냅니다. 세 개의 원형 스크럽을 사용하여 벤잘코늄 브로마이드로 절개 부위를 소독한 다음 멸균 드레이프를 놓은 후 포비돈 요오드로 두 번 스크럽합니다.

3. 외과적 원격 측정 송신기 이식

참고: 경동맥 또는 복부 대동맥 카테터 삽입을 통해 외과적 이식을 수행합니다(그림 2).

  1. 경동맥 이식
    1. 턱 아래 피부의 정중선을 따라 1-1.5cm 절개하고 무딘 해부를 사용하여 양측 피하 공간을 만듭니다.
    2. 무딘 기구를 사용하여 이하선과 턱밑샘을 부드럽게 집어넣어 기관 근육을 노출시킵니다. 무딘 해부를 사용하여 기관에 인접한 왼쪽 경동맥을 식별합니다(그림 3A).
    3. 주변 조직에서 경동맥을 분리합니다. 수반되는 미주 신경(독특한 흰색 가닥)을 동맥벽에서 10mm 세그먼트에 걸쳐 조심스럽게 해부하여 분기점을 노출시킵니다.
      참고: 자율신경 조절에 필수적이므로 기능 장애를 피하기 위해 견인 없이 미주 신경을 조심스럽게 해부하십시오.
    4. 고립된 경동맥 분절 아래에 식염수에 적신 비흡수성 6-0 봉합사 3개를 통과시키고 각각 두개골, 꼬리 및 중간 위치에 배치합니다(그림 3B). 혈관 손상을 방지하기 위해 용기를 조심스럽게 들어 올리십시오.
    5. 경동맥 분기점에 인접한 더 앞쪽 봉합사를 배치한 다음 영구 매듭으로 혈관을 단단히 결찰합니다. 꼬리 봉합사는 일시적인 혈관 폐색을 제공하는 반면, 중간 봉합사는 삽입 후 카테터 안정화를 위해 느슨한 루프를 형성합니다. 혈관 클램프로 봉합사의 양쪽 끝을 들어 올려 혈관을 팽창시킵니다(그림 3C).
      참고: 내부 경동맥과 외부 경동맥의 분기는 이식된 카테터의 적절한 삽입 길이를 결정하는 데 중요한 랜드마크 역할을 합니다.
    6. 1mL 주사기 바늘 끝을 약 100°로 구부리고 두개골 결찰 근처의 동맥벽을 조심스럽게 뚫습니다. 바늘을 가이드로 사용하여 카테터를 동맥으로 전진시키고 카테터 고정 겸자를 사용하여 혈관을 따라 부드럽게 밀어 넣습니다(보충 그림 1B-C).
    7. 안정된 손으로 바늘을 빼내고 가는 집게로 교체하여 카테터를 혈관 깊숙이 부드럽게 밀어 넣습니다. 카테터의 깊이 마커를 모니터링하고 미리 결정된 위치에 도달하면 삽입을 중지합니다(보충 그림 2A-B). 중간 봉합사를 조여 카테터를 제자리에 고정합니다. 추가 고정을 위해 원위 봉합사를 단단히 묶습니다. 근위 봉합사를 카테터 외부 부분 주위에 고리로 묶고 이탈을 방지하기 위해 결찰합니다. 봉합사의 끝을 가능한 한 짧게 자릅니다(그림 3D).
    8. 마커를 사용하여 카테터 깊이를 확인하고 대동맥궁에 도달하는지 확인합니다. 천자 부위나 카테터 주변에 혈액이 새거나 거품이 생기는지 확인하십시오. 누출이 발생하면 즉시 시정 조치를 취하십시오. 카테터를 부드럽게 잡아당겨 봉합사나 접착제로 제자리에 단단히 고정되도록 합니다.
    9. 무딘 겸자를 사용하여 절개 부위에서 왼쪽 복부 옆구리를 향해 피하 주머니를 만듭니다. 200μL의 예열된(37°C) 식염수를 주입하여 공간을 확장한 다음 원격 측정 송신기를 주머니에 삽입하고 왼쪽 복부 부위에 피하 배치합니다(그림 4A-C).
    10. 선택 사항: ECG 리드(HD-X11)가 있는 임플란트를 사용할 때 이 단계를 수행합니다. 무색 ECG 리드선을 오른쪽 가슴 근육 위에 피하 배치하고 빨간색 리드선을 왼쪽 하복부 피하 공간에 고정합니다. 상처 열개를 방지하기 위해 단속 봉합사로 절개 부위를 봉합합니다(그림 4D-E).
      참고: 표시된 절차는 안락사된 동물에서 수행되었습니다. 모든 생존 수술은 동물 복지와 실험 성공을 보장하기 위해 멸균 드레이핑을 사용하여 엄격한 무균 조건에서 수행되었습니다.
    11. 닫힌 절개 부위를 깨끗하고 접하게 유지하십시오. 급격한 부종, 혈종 형성 또는 봉합선을 통해 혈액이 스며드는 것과 같은 활동성 피하 출혈이 있는지 확인하십시오.
  2. 복부 대동맥 이식
    1. 머리가 외과의로부터 멀어지도록 동물을 바로 누운 자세로 배치합니다.
    2. 3-4cm 정중선 복부 피부 절개를 한 후 피부와 복벽 사이를 무딘 절개로 합니다.
    3. 정중선을 따라 백선을 절개하고 촉촉한 거즈로 장을 부드럽게 집어넣어 후복막 공간을 노출시킵니다.
    4. 하대정맥에 인접한 박동성 복부 대동맥을 식별한 다음 면봉으로 주변 지방/결합 조직을 조심스럽게 해부하여 왼쪽 신장 정맥(위쪽)에서 장골 분기점(아래쪽)까지 대동맥 분절을 노출시켜 모든 복부 표면 조직을 제거합니다(그림 5A).
      참고: 복부 대동맥 표면을 가로지르는 왼쪽 신장 정맥은 근위 대동맥 동원을 위한 중요한 랜드마크 역할을 합니다.
    5. 고립된 복부 대동맥 아래에 식염수에 적신 4-0 비흡수성 봉합사 두 개를 통과시킵니다. 좌측 신정맥-대동맥 교차부에 두개골 봉합사를 배치하고 장골 분기점에 꼬리 봉합사를 배치합니다. 혈류를 막기 위해 두 봉합사를 일시적으로 조입니다(그림 5B).
    6. 5mL 주사기 바늘 끝을 약 100°로 구부린 다음 꼬리 장간막 동맥 바로 아래 대동맥벽을 조심스럽게 구멍을 뚫습니다. 바늘을 가이드로 사용하여 특수 카테터 고정 겸자를 사용하여 진입 부위를 통해 카테터를 대동맥으로 전진시키고 혈관을 따라 주둥이로 부드럽게 밀어냅니다.
    7. 바늘을 빼내고 원위 끝이 전방 폐색 봉합사에서 약간의 저항을 받을 때까지 카테터를 두개골로 조심스럽게 전진시킵니다(그림 5C 및 보충 그림 2C-D).
    8. 카테터 진입 부위에 티슈 접착제 한 방울을 바르고 30초 동안 경화시킵니다. 삽입 부위의 출혈을 면밀히 모니터링하면서 꼬리 견인 봉합사를 점차적으로 풀습니다(보충 그림 3A). 카테터 팁이 왼쪽 신장 정맥의 두개골에 위치하는지 확인합니다.
    9. 5mm x 3mm 섬유막 패치를 준비하여 카테터 삽입 부위 위에 배치한 다음(보충 그림 3B) 생체 적합성 접착제로 고정하여 카테터를 안정화합니다(그림 5D).
    10. 선명한 시각화 하에서 천자 부위 또는 카테터 주변에서 활성 혈액 누출이 있는지 확인합니다. 기포나 누출이 발생하면 즉시 중단하고 시정 조치를 취하십시오. 카테터를 부드럽게 잡아당겨 봉합사 및/또는 접착제로 제자리에 단단히 고정되도록 합니다.
      알림: 고혈압 동물에게 시술을 수행할 때 무외상성 클램프로 시작하십시오. 단계적 클램프 해제 프로토콜을 사용하여 점진적으로 압력 복원: 먼저 원위 클램프를 풀어 저압에서 씰을 테스트한 다음 지혈을 확인한 후에만 근위 클램프를 해제합니다.
    11. 복부 거즈를 모두 제거하고 장을 부드럽게 재배치합니다. 예열된(37°C) 식염수로 복강을 헹구고 카테터 진입 부위에서 지혈을 확인합니다.
    12. 송신기를 장 루프 사이에 복강 내에 놓고 6-0 비흡수성 봉합사를 사용하여 두정 복막에 고정합니다(그림 6A).
    13. 선택 사항: ECG 리드(HD-X11)가 있는 임플란트를 사용할 때 이 단계를 수행합니다. 18G 바늘을 오른쪽 측면 절개 부위(동물의 오른쪽) 근처의 복벽을 통해 내부 장기를 피해 복강에 삽입합니다. 음극 리드(투명 카테터)를 바늘에 끼우고 복부에서 외부로 만듭니다. 리드 위치를 유지하면서 바늘을 빼냅니다. 반대쪽에서 절차를 반복하여 양성 리드(빨간색 카테터)를 외부화합니다(그림 6B-C).
    14. 복벽 봉합: 5-0 또는 6-0 비흡수성 봉합사로 간단한 단속 패턴을 사용하여 복벽을 봉합합니다.
    15. 리드 준비 및 배치: 작은 코일을 남기고 초과 리드 길이를 자릅니다. ~1cm의 단자 실리콘을 제거하여 전선을 노출시키고 5-0/6-0 봉합사로 튜브를 고정합니다. 양극 리드를 왼쪽 꼬리 갈비뼈로, 음극 리드를 오른쪽 가슴 근육으로 터널링하고 각각을 스테이 봉합사로 고정합니다(그림 6D).
    16. 상처 열개를 방지하기 위해 단속 봉합사로 절개 부위를 봉합합니다(그림 6E).
      참고: 이 연구는 시연을 위해 안락사된 동물에 대해 절차를 수행합니다. 동물 복지와 절차적 성공을 보장하기 위해 멸균 드레이핑을 사용하여 엄격한 무균 조건에서 모든 생존 수술을 수행합니다.

4. 외과적 회복

  1. 마취 종료: 가스 마취를 중단하고 전달 장치를 제거합니다. 자발적인 움직임이 완전히 재개될 때까지 정상 체온을 유지하기 위해 동물을 37°C 온난 패드로 옮깁니다. 동물이 흉골 누운 자세를 유지할 수 있을 만큼 충분한 의식을 회복할 때까지 동물을 방치하지 마십시오.
  2. 수술 후 진통: 수술 후 통증 완화를 위해 멜록시캄을 체중 5mg/kg으로 피하 투여합니다 19,20,21,22.
    참고: 통증을 사전에 예방하기 위해 수술 전에 선제적 진통제를 투여할 수 있습니다.
  3. 회복 모니터링: 수술 후 마우스의 통증과 감염을 체계적으로 모니터링합니다. 안와 조임, 코 돌출, 뺨 돌출, 귀 위치 및 수염 변화에 점수를 매겨 MGS(Mouse Grimace Scale)를 사용하여 자발적인 통증을 평가합니다. 체중 감소, 음식 또는 물 섭취 감소, 구부정한 자세, 모낭 기립, 활동 감소 및 사회적 고립을 포함한 일일 임상 관찰을 기록합니다. 수술 부위에 발적, 부기, 열 또는 분비물이 있는지 매일 검사하십시오(보충 표 1). 비정상적인 행동이나 모양이 관찰되는 경우 미리 정의된 인도적 종점에 따라 진통제를 투여하거나 수의사와 상담하십시오 23,24,25,26,27. 완전히 회복된 후(일반적으로 수술 후 10일) 지속적인 데이터 수집을 위해 원격 측정 수신기 플레이트의 표준 케이지에 마우스를 개별적으로 수용합니다.

5. 데이터 기록 및 분석

  1. 송신기 이식 및 작동: 강력한 자석을 사용하여 이식형 송신기를 켜거나 꺼서 제어합니다. 근처 FM 라디오에 가청 신호가 있는지 확인하여 성공적인 활성화를 확인합니다.
  2. 송신기 구성 및 데이터 수집
    1. 소프트웨어(Ponemah v5.00)를 사용하여 데이터를 수집합니다. 구성 옵션은 추가 파일 1 을 참조하십시오.
    2. Ponemah v5.00을 열거나 새 실험을 만들거나 기존 실험을 엽니다. Configuration > Hardware(하드웨어 구성) 로 이동하고 Edit APR Configuration(APR 구성 편집 )을 클릭하여 빈 수신기를 선택합니다.
    3. 하드웨어 > MX2 구성 편집을 열어 임플란트를 연결합니다. 임플란트와 연결된 수신기를 선택하고 이름, 임플란트 모델, 신호 유형, 샘플 속도 및 일련 번호와 같은 매개변수를 구성합니다.
    4. HD 임플란트 검색을 클릭합니다. 자석을 사용하여 임플란트를 활성화하고 시스템이 신호를 인식할 때까지 지정된 감지판에 놓습니다. 저장을 클릭하여 확인합니다.
    5. 피험자 이름, 성별 및 종을 설정하여 피험자 세부 정보를 구성한 다음 임플란트 유형에 해당하는 검출 항목을 선택합니다.
    6. 대상 송신기를 선택하고 클릭한 다음 재생 버튼(삼각형 이니셜 기호)을 선택하여 신호 수집을 시작합니다. 확인을 클릭하여 확인합니다.
    7. 일 시 중지 버튼을 클릭하여 녹음을 종료합니다.
    8. 실험 데이터 수집을 위해 실험 요구 사항에 따라 샘플링하십시오.
  3. 데이터 분석
    1. 원격 분석 데이터를 로드합니다. 소프트웨어에서 File > Load Data로 이동합니다. 대상 매개 변수를 선택합니다. 양식 목록에서 송신기를 선택하고 기록된 시작/중지 시간에 따라 분석 기간을 설정합니다.
    2. BP 오프셋 결정: 샘플링 종료 전 30분 기간의 데이터를 추출합니다. 값을 평균 ± SEM으로 계산하고 보고합니다.
    3. 맥압, 수축기 혈압(SBP), 이완기 혈압(DBP), 평균 동맥압(MAP), HR 및 활동 수를 포함한 심혈관 매개변수를 내보냅니다(그림 7A). 꼬리 커프 방법 5,6,28(보충 파일 2)을 사용하여 VPR(Volume Pressure Recording) 원리를 통해 마우스의 혈압을 측정하고 분석을 위한 압력 곡선을 생성합니다(그림 7B).
    4. 통계 분석: SEM± 데이터를 평균으로 표현합니다. GraphPad Prism 8.0을 사용하여 통계 분석을 수행합니다. 짝이 없는 스튜던트 t 검정으로 그룹 평균 간의 차이를 평가하고, 양방향 분산 분석에 이어 Bonferroni의 사후 검정으로 24시간 연속 데이터를 분석합니다. 0.05 < p- 값은 통계적 유의성을 나타내는 것으로 간주됩니다.

6. 송신기 검색

  1. 표준 기술을 사용하여 동물을 안락사시킵니다. 경추 탈구는 카테터를 손상시킬 수 있으므로 사용하지 마십시오.
  2. 송신기가 들어 있는 피하 주머니를 가는 수술용 가위로 절개합니다. 주머니의 꼬리 끝에서 시작하여 카테터와의 접촉을 피하면서 절개 부위를 두개골로 확장합니다. 주머니에서 송신기를 제거하고 카테터가 손상되지 않도록 주의하면서 복부 목 부위를 향해 두개골 절개를 계속합니다.
  3. 모든 결합 조직에서 카테터를 제거합니다. 카테터의 우발적인 절단을 방지하기 위해 송신기를 부드럽게 들어 올려 동물의 머리 근처 수술 부위에 놓습니다.
  4. 가는 수술용 가위로 정중선 복부 절개를 하고 두개골로 확장하여 횡격막과 흉골을 절개합니다. 흉강을 완전히 노출시키기 위해 측면 흉곽을 통해 양측 절개를 만듭니다.
  5. 마음을 식별하십시오. 흰색 조직으로 나타나는 흉선을 조심스럽게 해부하고 제거하여 대동맥궁을 시각화합니다. 카테터는 흉선 아래 대동맥궁 내에 있으므로 밑에 있는 혈관이 손상되지 않도록 해부 중에는 흉선만 잡으십시오.
  6. 흉선 제거 후 대동맥궁을 찾습니다. 주변 조직에서 부드럽게 분리하고 아치 아래에 끝이 가는 겸자를 놓아 카테터 팁을 찾습니다. 이 부위의 대동맥궁을 절개하여 카테터 끝을 노출시키면서 카테터가 손상되지 않도록 주의합니다.
  7. 카테터 끝을 추적하고 결찰 봉합 부위까지 총경동맥을 향해 대동맥을 역행시키는 대동맥을 조심스럽게 절개합니다. 봉합사 매듭을 부드럽게 잘라 삽입 지점을 노출시키고 전체 카테터를 회수합니다.

7. 송신기의 현장 청소 및 재멸균

  1. 조직 및 파편 제거: 1% Tergazyme 용액을 준비합니다. 송신기를 용액에 24시간 동안 담가 혈액, 혈청 단백질 및 조직 파편을 제거합니다. 흐르는 물에 철저히 헹굽니다.
  2. 오염 제거: 흄 후드 아래에서 작업하십시오. 밀폐된 50mL 원심분리기 튜브 내에서 트랜스미터를 글루타르알데히드에 24시간 동안 담급니다. 멸균 식염수로 철저히 헹구고 멸균 포장에 보관하십시오.

8. Regel 주사기 준비 및 카테터 충전

  1. 깨끗한 장갑을 착용하십시오. 바늘 끝에서 소량의 젤을 현조하여 주사기에서 공기를 제거합니다.
  2. HD-S10의 경우 바늘 끝을 카테터의 가장자리에 닿지 않고 삽입합니다. 잔여 물질의 표면 아래로 전진시키십시오. 팁이 완전히 채워지고 기포나 부스러기가 없을 때까지 바늘을 천천히 빼내면서 부드러운 압력으로 젤을 주입합니다.
  3. HD-X11의 경우 바늘 삽입을 피하십시오. 멸균 표면에 작은 젤 방울을 놓습니다. 카테터 전구를 부드럽게 눌러 공기나 혈전을 배출합니다. 오리피스를 젤 방울로 접촉시킵니다. 모세관 작용과 음압을 통해 역행성 충전을 허용하기 위해 해제합니다.

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

결과

C57BL/6 마우스에서 BP 및 HR의 지속적인 원격 측정 기록
8주 된 수컷 C57BL/6 마우스는 경동맥 캐뉼라 삽입(CAC) 또는 복부 대동맥 캐뉼라 삽입(AAC)에 의한 전달체 이식을 받도록 무작위 배정되었습니다. 회복 10일 후 기준선 혈압을 기록했습니다. 지속적인 24시간 모니터링은 예상되는 일주기 리듬으로 안정적이고 신뢰할 수 있는 신호를 확인했으며, 주간 값보다 야간 값이 약간 더 높았습니다. CAC와 비교하여 AAC는 더 높은 SBP(그림 8A), DBP의 차이 없음(그림 8B), MAP의 약간의 증가(그림 8C) 및 밝은 단계 또는 어두운 단계 동안 HR(그림 8D)의 차이를 초래했습니다. 보충 그림 4A-D에서 볼 수 있듯이 SBP...

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토론

프로토콜 내의 중요한 단계
이식형 원격 측정은 의식이 있고 자유롭게 움직이는 설치류에서 지속적이고 충실도가 높은 심혈관 모니터링을 위한 황금 표준으로 널리 인식되고 있습니다31,32. 중요한 단계는 실험 목표에 따라 경동맥 또는 복부 대동맥과 같은 카테터 이식 부위를 선택하는 것입니다. 경동맥 이식은 기술적 단순성을 제공하며 급성 연구 또는 중심압 측정에 적합한 고충실도 박동압 기록을 위해 카테터를 상행 대동맥으로 전진시킬 수 있습니다. 그러나 이 접근법은 장기 연구에서 대뇌 관류에 영향을 미칠 수 있으며 혈전색전증 합병증을 예방하기 위해 신중한 항응고제가 필요합니다 33,34,35,36.

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공개 사항

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감사의 글

이 작업은 중국 자연과학재단(82230012, N. Wang에게 81830015, L. Xiao에게 91939108 82570478 보조금)의 지원을 받았습니다.

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재료

이 논문에 사용된 재료 목록
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APR-1 대기압 기준데이터 사이언스 인터내셔널 (DSI)APR-1 주변 기압 참조는 각 DSI 원격 측정 시스템의 필수 구성 요소로, 압력 측정이 모니터링되어 텔레메트리 임플란트가 수행한 절대(진공 대비) 측정값에 미치는 압력 변화의 영향을 동적으로 보정하기 위해 모니터링됩니다
셀룰로오스 패치 키트데이터 사이언스 인터내셔널 (DSI)370-0036-001
글루타알데히드메트리사이드89132-856
그라페 겸자(Graefe Forps) 곡선형, 이빨 포함데이터 사이언스 인터내셔널 (DSI)11054-10
임플란트(HD-S10)데이터 사이언스 인터내셔널 (DSI)825969
임플란트(HD-S10)데이터 사이언스 인터내셔널 (DSI)910265
임플란트(HD-X11)데이터 사이언스 인터내셔널 (DSI)1315981
임플란트(HD-X11)데이터 사이언스 인터내셔널 (DSI)1315986
이소플루란RWD 생명과학R510-22-10
렉사-베이비 가위-직선, 10cm데이터 사이언스 인터내셔널 (DSI)14078-10
매트릭스 2.0 (MX2) 데이터 사이언스 인터내셔널 (DSI)매트릭스 2.0(MX2)은 PhysioTel과 PhysioTel HD 텔레메트리 임플란트와 획득 컴퓨터 간의 통신을 관리합니다.
모리아 악기 케이스데이터 사이언스 인터내셔널 (DSI)20311-21
생리식염수켈롱 제약C1250213B1
올슨-헤가 바늘 홀더-엑스트라 섬세한데이터 사이언스 인터내셔널 (DSI)12002-12
펜토바르비탈 나트륨시그마-올드리치P3761
RPC-1 수신기데이터 사이언스 인터내셔널 (DSI)34668RPC-1 수신기는 주로 플라스틱 우리에 갇힌 동물을 모니터링하는 데 사용되며, 이 우리를 수신기 위에 올려놓을 수 있습니다. RPC-1 수신기는 디지털 텔레메트리를 통해 전송된 데이터를 신뢰성 있게 수신하며, 전송 패턴의 방향성에 따라 끊김을 최소화하기 위해 두 개의 수신 안테나가 직각으로 배치되어 있습니다.
RPC-1 수신기데이터 사이언스 인터내셔널 (DSI)34669
테르가자임시그마-올드리치Z273287
혈관 캐닐레이션 겸자, 길이 11cm데이터 사이언스 인터내셔널 (DSI)00608-11
혈관 확장기-45도 각도 끝, 길이 13.5cm데이터 사이언스 인터내셔널 (DSI)00276-13
Vetbond 조직 접착제미네소타 광산 및 제조 회사 (3M)1469SB
자일라진 20시그마-올드리치X1251
졸레틸 50버박 연구소

참고문헌

  1. Van Vliet, B. N., Chafe, L. L., Montani, J. P. Characteristics of 24 h telemetered blood pressure in enos-knockout and c57bl/6j control mice. J Physiol. 549 (Pt 1), 313-325 (2003).
  2. Braga, V. A., Prabhakar, N. R. Refinement of telemetry for measuring blood pressure in conscious rats. J Am Assoc Lab Anim Sci. 48 (3), 268-271 (2009).
  3. Morgan, T. O., et al. Cardiac hypertrophy depends upon sleep blood pressure: A study in rats. J Hypertens. 18 (4), 445-451 (2000).
  4. Kurtz, T. W., Griffin, K. A., Bidani, A. K., Davisson, R. L., Hall, J. E. Recommendations for blood pressure measurement in animals. Arteriosclerosis Thrombosis Vasc Biol. 25 (3), 478-479 (2005).
  5. Wang, Y., Thatcher, S. E., Cassis, L. A. Measuring blood pressure using a noninvasive tail cuff method in mice. Methods Mol Biol. 1614, 69-73 (2017).
  6. Feng, M., et al. Validation of volume-pressure recording tail-cuff blood pressure measurements. Am J Hypertens. 21 (12), 1288-1291 (2008).
  7. Mancarella, S., Parks, C., Alam, M. A. Long-term blood pressure measurement in freely moving mice using telemetry. J Vis Exp. (111), e53991(2016).
  8. Butz, G. M., Davisson, R. L. Long-term telemetric measurement of cardiovascular parameters in awake mice: A physiological genomics tool. Physiol Genomics. 5 (2), 89-97 (2001).
  9. Mills, P. A., et al. A new method for measurement of blood pressure, heart rate, and activity in the mouse by radiotelemetry. J Appl Physiol (1985). 88 (5), 1537-1544 (2000).
  10. Huetteman, D. A., Bogie, H. Direct blood pressure monitoring in laboratory rodents via implantable radio telemetry. Methods Mol Biol. 573, 57-73 (2009).
  11. Popova, A., et al. Adaptation to a blood pressure telemetry system revealed by measures of activity, agility and operant learning in mice. J Pharmacol Toxicolog Methods. 85, 29-37 (2017).
  12. Lemmer, B., Mattes, A., Böhm, M., Ganten, D. Circadian blood pressure variation in transgenic hypertensive rats. Hypertension. 22 (1), 97-101 (1993).
  13. El-Mas, M. M., Abdel-Rahman, A. A. Longitudinal studies on the effect of hypertension on circadian hemodynamic and autonomic rhythms in telemetered rats. Life Sciences. 76 (8), 901-915 (2005).
  14. Anderson, N. H., et al. Telemetry for cardiovascular monitoring in a pharmacological study: New approaches to data analysis. Hypertension. 33 (1 Pt 2), 248-255 (1999).
  15. Kapsdorferová, V., Grešová, S., Švorc, P. Measurement of blood pressure in rats: Invasive or noninvasive methods. Physiol Rep. 12 (17), e70041(2024).
  16. Hilliard, L. M., et al. Gender differences in pressure-natriuresis and renal autoregulation. Hypertension. 57 (2), 275-282 (2011).
  17. Gargiulo, S., et al. Mice anesthesia, analgesia, and care, part ii: Anesthetic considerations in preclinical imaging studies. Ilar J. 53 (1), E70-E81 (2012).
  18. Chang, M. Y., et al. A mice model of chlorhexidine gluconate-induced peritoneal damage. J Vis Exp. (182), e63903(2022).
  19. Carbone, E. T., Lindstrom, K. E., Diep, S., Carbone, L. Duration of action of sustained-release buprenorphine in 2 strains of mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 51 (6), 815-819 (2012).
  20. Kuchinsky, S., Ascher, J. Postoperative multimodal pain management. Lab Animal. 44 (4), 132-134 (2015).
  21. Busch, U., et al. Pharmacokinetics of meloxicam in animals and the relevance to humans. Drug Metab Dispos. 26 (6), 576-584 (1998).
  22. Bourque, S. L., Adams, M. A., Nakatsu, K., Winterborn, A. Comparison of buprenorphine and meloxicam for postsurgical analgesia in rats: Effects on body weight, locomotor activity, and hemodynamic parameters. J Am Assoc Lab Anim Sci. 49 (5), 617-622 (2010).
  23. Oliver, V. L., Pang, D. S. J. Pain recognition in rodents. Vet Clin North Am Exot Anim Pract. 26 (1), 121-149 (2023).
  24. Matsumiya, L. C., et al. Using the mouse grimace scale to reevaluate the efficacy of postoperative analgesics in laboratory mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 51 (1), 42-49 (2012).
  25. Mogil, J. S., Pang, D. S. J., Silva Dutra, G. G., Chambers, C. T. The development and use of facial grimace scales for pain measurement in animals. Neurosci Biobehav Rev. 116, 480-493 (2020).
  26. Le Moëne, O., Larsson, M. A new tool for quantifying mouse facial expressions. eNeuro. 10 (2), (2023).
  27. Jacobsen, K. R., Kalliokoski, O., Teilmann, A. C., Hau, J., Abelson, K. S. Postsurgical food and water consumption, fecal corticosterone metabolites, and behavior assessment as noninvasive measures of pain in vasectomized balb/c mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 51 (1), 69-75 (2012).
  28. Daugherty, A., Rateri, D., Hong, L., Balakrishnan, A. Measuring blood pressure in mice using volume pressure recording, a tail-cuff method. J Vis Exp. (27), e1291(2009).
  29. Safar, M., Chamiot-Clerc, P., Dagher, G., Renaud, J. F. Pulse pressure, endothelium function, and arterial stiffness in spontaneously hypertensive rats. Hypertension. 38 (6), 1416-1421 (2001).
  30. Jama, H. A., et al. Rodent models of hypertension. Br J Pharmacol. 179 (5), 918-937 (2021).
  31. Pickering, T. G., et al. Recommendations for blood pressure measurement in humans and experimental animals: Part 1: Blood pressure measurement in humans: A statement for professionals from the subcommittee of professional and public education of the American Heart Association Council on High Blood Pressure Research. Circulation. 111 (5), 697-716 (2005).
  32. Gunasekaran, D., Turner, J. M. Current and developing technologies for bp monitoring. Curr Cardiol Rep. 25 (10), 1151-1156 (2023).
  33. Faraci, F. M., Heistad, D. D., Mayhan, W. G. Role of large arteries in regulation of blood flow to brain stem in cats. J Physiol. 387, 115-123 (1987).
  34. Santillan, A., et al. Cannulation of the internal carotid artery in mice: A novel technique for intra-arterial delivery of therapeutics. J Neurosci Methods. 222, 106-110 (2014).
  35. Sasaki, T., et al. A novel model of occlusive thrombus formation in mice. Lab Invest. 84 (11), 1526-1532 (2004).
  36. Flores Gerónimo, J., Corvera Poiré, E., Chowienczyk, P., Alastruey, J. Estimating central pulse pressure from blood flow by identifying the main physical determinants of pulse pressure amplification. Front Physiol. 12, 608098(2021).
  37. Rötzer, R. D., et al. Implantation of combined telemetric ecg and blood pressure transmitters to determine spontaneous baroreflex sensitivity in conscious mice. J Vis Exp. (168), e62101(2021).
  38. Mccormick, D., et al. Frequency response of implantable blood pressure telemetry systems. Clin Exp Pharmacol Physiol. 37 (8), 862-869 (2010).
  39. Wang, Y., Thatcher, S. E., Cassis, L. A. Blood pressure monitoring using radio telemetry method in mice. Methods Mol Biol. 1614, 75-85 (2017).
  40. Pichler, G., et al. Pulse pressure amplification and its determinants. Blood Press. 25 (1), 21-27 (2016).
  41. Mattson, D. L. Comparison of arterial blood pressure in different strains of mice. Am J Hypertens. 14 (5 Pt 1), 405-408 (2001).
  42. Westerhof, N., Lankhaar, J. W., Westerhof, B. E. The arterial windkessel. Med Biol Eng Comput. 47 (2), 131-141 (2009).
  43. Safar, M. E., et al. Central pulse pressure and mortality in end-stage renal disease. Hypertension. 39 (3), 735-738 (2002).
  44. Drüeke, T. B., Devuyst, O. Blood pressure measurement in mice: Tail-cuff or telemetry. Kidney Int. 96 (1), 36(2019).
  45. Cruz-López, E. O., Merkus, D., Danser, A. H. J. Blood pressure monitoring through radiotelemetry: Exploring the viability of its application in multihoused small laboratory animals. Hypertension. 81 (5), 947-950 (2024).
  46. Leung, C. C. Current role of the cardiomems device for management of patients with heart failure. Curr Cardiol Rep. 21 (9), 98(2019).

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