인터록 펄서타일 주입 기법과 미세수술 혈관 복구를 이용한 고충실도 전임상 마우스 모델 설계

요약

본 연구는 인터록 펄서틸 주입과 미세수술 수리를 이용한 종양 세포의 일시적 경동맥 내 주입을 통한 뇌 전이의 고충실도 마우스 모델을 확립합니다. 뇌 혈류를 보존하고, 총경동맥 폐색을 방지하며, 종양 전이 율 개선과 사망률 감소를 위한 우수한 전임상 모델을 제공합니다.

초록

뇌 전이는 여전히 치명적인 임상적 문제입니다. 뇌 전이 연구의 주요 과제는 전이 과정을 정확히 재현하는 고품질 모델이 부족하다는 점으로, 이를 통해 암세포가 뇌 내에서 어떻게 정착하는지에 대한 기전적 통찰을 제공합니다. 전통적인 경동맥 내 주사 방식의 뇌 전이 모델은 대뇌 혈역학을 변화시키고 혈뇌장벽(BBB)의 완전성을 손상시키는 대개 경동맥 고정(CCA)을 영구적으로 연결해야 합니다. 이 프로토콜은 뇌 전이의 고충실도 마우스 모델을 구축하는 정교한 방법을 제시합니다. 핵심 혁신은 종양 세포 전달을 위한 인터록 펄서타일 주입(IPI) 기법과 관자 부위의 미세수술 동맥 재건술을 통해 CCA의 생리적 혈류를 회복하는 것입니다. 기존 CCA 결찰 모델과 비교했을 때, IPI–미세수술 수리 접근법은 수술 전이 사망률을 유의미하게 감소시켰으며(2.86% 대 25.71%)고 뇌 전이 확립률을 증가시켰습니다(94.12% 대 65.38%). IPI 기법은 경동맥 내 주사 시 세포 역류를 최소화하기 위해 탠덤 주사기 구성을 사용합니다. 종양 세포 주입 후에는 입체현미경 아래 미세수술용 봉합사를 통해 CCA를 세심하게 복구하여 영구 폐쇄를 방지합니다. 이로 인해 종양 세포 진입 시 본래의 뇌 혈역학과 BBB의 무결성을 유지할 수 있으며, 수술 성공률을 크게 높이고 사망률을 감소시킵니다. 전이성 두개내 병변은 연속적인 생물발광 영상 및 조직병리학을 통해 확인됩니다. 이 방법은 뇌 전이의 병태생리를 연구하고 전임상 치료 평가를 수행하는 데 우수한 플랫폼을 제공하여 전이 과정을 재현합니다.

서론

뇌 전이는 성인에서 가장 흔한 악성 뇌종양 유형으로, 원발성 뇌종양보다 약 10배 더 자주^{발생합니다.} 전신암 환자의 약 10%에서 20%가 질병의 진행 단계에서 뇌 전이가 발생하는 것으로 추정되며, 이는 사망의 주요 원인 중 하나입니다 ^1,2. 원발성 암 치료에 상당한 진전이 있었음에도 불구하고, 뇌 전이 환자의 예후는 여전히 좋지 않습니다. 뇌 전이 환자의 1년 생존율은 20% 미만입니다³. 일부 암이 왜 그리고 어떻게 뇌로 전이되는지에 대한 기전은 아직 밝혀지지 않았습니다. 치료적 도전은 BBB의 존재, 독특한 뇌 면역 미세환경, 신경교세포와의 복잡한 종양 세포 상호작용 등 뇌 전이의 독특한 생물학적 특성으로 인해 더욱 복잡해집니다 ^4,5.

뇌 전이에 관한 약리역학 및 병인학 연구는 인간 질병 과정을 정확히 재현하는 정밀한 전임상 동물 모델에 크게 의존합니다. 현재 뇌 전이의 동물 모델은 널리 사용되고 있지만, 주로 두개내 정형전피 이식, 정맥 또는 꼬리정맥 주사, 심장 내 주사, 경동맥 주사 ^6,7,8,9,10에 기반합니다. 그러나 이러한 모델들은 인간 질병 진행을 완벽하게 반영하지 못하며, 생리적 흐름 조건¹¹에서 종양 세포가 온전한 BBB를 가로지르는 주요 단계를 포착하지 못하는 경우가 많습니다. 정맥 주사 및 심장 내 주사는 뇌 특이적 종양 형성 효율을 낮추며, 광범위한 두개외 전이를 초래하여 상당한 뇌 전이가 발생하기 전에 조기 사망을 초래하는 경우가 많습니다¹². 전통적인 경동맥 내 주입법은 두개내 종양 형성률을 높이지만 CCA의 영구적인 결찰이 필요합니다. 뇌 혈역학을 변화시켜 이 연결은 동측 뇌 영역에 허혈을 유도하고 종양 세포 전달에 필요한 생리적 혈류 패턴을 저해하여 뇌 내 공간적 분포와 집락화 지위에 영향을 줄 수 있습니다^13,14.

뇌 전이의 병태생리를 더 충실하게 모방할 수 있는 고품질 동물 모델은 매우 중요합니다¹⁵. 이상적인 뇌 전이 모델은 종양 세포가 뇌 혈관으로 귀환하는 과정, 혈액-뇌장벽(BBB)을 통한 유출, 그리고 뇌 미세환경과의 동적 상호작용 등 전이 전체 연쇄 과정을 재현해야 합니다¹⁶. 높은 모델 충실도는 기전 연구와 치료 평가 모두에서 매우 중요합니다^. 그러나 기존의 경동맥 내 주사 모델은 특히 정상 뇌혈류 보존과 순환 종양 세포의 자연스러운 분포 등 주요 생리학적 조건을 완전히 재현하지 못합니다.

기존의 전임상 뇌 전이 모델의 한계를 극복하기 위해, IPI 기법과 미세수술 동맥 수리를 기반으로 전이 연쇄 현상을 보다 정확하게 재현하는 고충실도 동물 모델이 개발되었습니다. 이 방법은 종양 세포 주입 후 일시적 동맥 폐색을 시행한 후, 동맥 천자 부위를 세밀하게 복구하여 동측 CCA로 생리적 혈류를 회복하는 과정을 포함합니다. 이 접근법은 모델 일관성과 성공률을 높일 뿐만 아니라, 무엇보다도 뇌 혈역학을 유지하여 BBB를 보존합니다. 뇌 혈류 방해를 최소화함으로써, 수정된 경동맥 내 주사 모델은 뇌 전이 정착의 자연스러운 과정을 보다 정확하게 재현하는 고충실도 플랫폼을 제공하여 뇌 전이 기전 조사와 잠재적 치료법 평가에 더 나은 도구를 제공합니다.

프로토콜

모든 동물 실험은 중국과학원 생물물리학연구소 기관동물관리 및 이용 위원회(IACUC)의 승인을 받았으며(승인 번호: SYXK2021124). 사전에 정해진 종점에 도달한 동물들은 중국과학원 생물물리학연구소 기관동물 관리 및 이용 위원회(IACUC)의 동물 안락사 지침과 동물 안락사 관련 AVMA 지침(2020)¹⁷에 따라 안락사되었습니다.

1. 단일 셀 현탁액 준비

1. 완전한 RPMI-1640 배양지에서 B16F10과 4T1 세포를 배양하고, 10% 태아 소 혈청(FBS)과 1% 페니실린-스트렙토마이신을 보충하였다.
2. 세포를 5% CO₂를 사용하는 가습 인큐베이터에서 37°C로 유지하세요.
3. 수술 하루 전에는 루시퍼레이스 발현을 확인하고 마이코플라즈마 오염이 없음을 확인하세요.
4. 수술 당일, 세포가 80% 합류에 도달하면 먼저 인산염 완충 식염수(PBS)로 세척한 후 트립신화(0.25%)를 3분 미만 37°C에서 세척하여 세포를 채취합니다.
5. 세포에 10% FBS 함유 RPMI-1640 배지를 첨가하여 0.25% 트립신을 억제합니다.
6. 셀을 300 × g에서 3분간 원심분리하세요. 잔여 혈청을 제거하기 위해 PBS에서 세포를 두 번 세척한 후 혈액세포계로 세어보세요.
7. Trypan blue 배제 검사법을 사용하여 주입 시 세포 생존율이 90%–95%로 유지되는지 확인하세요.
8. PBS에 세포를 2× 10⁶ 세포/mL로 재현탁합니다. 주사 전까지 세포를 얼음 위에 보관하세요.
   참고: 루시페라제 표지된 B16F10 및 4T1 세포를 사용할 수 있습니다. B16F10이 대표적인 예로 제시됩니다.

2. 마우스 준비 및 수술 전후 준비

1. 7주에서 8주 된 수컷 C57BL/6 마우스를 사용하세요.
2. 저체온증을 예방하기 위해 수술판 아래에 온열 패드를 깔아주세요. 수술 30분 전에 온열 패드를 켜세요.
3. 모든 수술 기구, 수술판, 하우징 케이지를 오토클레이브로 멸균하세요. 입체현미경과 수술대를 75% 에탄올로 소독하세요.
4. 오토클레이빙으로 멸균할 수 없는 기타 품목은 자외선 방사선과 75% 에탄올로 소독해야 합니다(그림 1A).
5. 마취 전에 쥐의 체중을 재고, 수술 전 체중을 기준으로 기록하세요.
6. 원심분리관에 트리브로모에탄올 10g을 넣고, 그 다음 10mL의 3차 아밀 알코올을 추가합니다. 튜브를 흔들어 트리브로모에탄올이 완전히 녹아버리도록 하세요.
   참고: 트리브로모에탄올은 사망을 포함한 부작용을 일으킬 수 있습니다; 마취 깊이를 주의 깊게 모니터링하세요.
7. 0.22 μm 필터를 거쳐 100% 기본 용액을 준비합니다.
8. 100% 기본 용액을 0.9% NaCl 식염수 또는 희석제로 희석하여 2.5% 작동 용액(1:40 희석)으로 만듭니다. 새로 준비된 각 작동 용액의 마취 효과는 쥐에서 테스트해야 합니다.
9. 쥐에게는 2.5% 트리브로모에탄올을 0.2 mL/10 g의 체중에 주사하여 마취합니다. 필요 시 원래 마취량의 3분의 1에 추가 용량을 투여하여 마취 기간을 연장합니다(그림 1B).
   참고: 체중에 따라 마취 용량을 조절하고 호흡을 지속적으로 모니터링하세요.
10. 가벼운 자극(예: 발가락 꼬집기)을 가하고 운동 반응이 없는지 관찰하여 쥐가 완전히 마취되었는지 확인하세요.
11. 마취 후 목 부위의 털을 밀고 발가락 자국을 남기세요.
12. 눈 건조를 막기 위해 눈 연고를 바르세요.
13. 쥐를 수술용 플레이트 위에 올려놓고 네 개의 팔다리와 윗앞니를 접착 테이프로 고정합니다(그림 1C).
14. 호흡 수와 집음 반사를 평가하여 마취 깊이를 모니터링하여 시술 중 쥐가 통증 없이 움직이지 않도록 하세요.
15. 동물들은 무작위로 실험 그룹에 배정되며, 그룹 배정에 눈이 없는 연구자들이 영상 분석을 수행했습니다.

3. IPI 기법의 표준 수술 절차 및 미세수술 수리

1. 목 부위를 포비돈-요오드 용액으로 소독하고 피부가 완전히 건조될 때까지 기다려 다음 단계로 진행하세요(그림 1D).
2. 멸균 수술용 드레이프를 사용해 쥐를 무균적으로 덮어 목 부위만 노출시킵니다(그림 1E).
3. 멸균 수술용 가위를 사용해 약 0.8–1cm 길이의 경추 중앙선 절개를 하고, 조직 후퇴를 위한 미세한 겸자를 사용한다(그림 2A).
4. 오른쪽 경동맥 피스를 노출시키기 위해 가늘게 각진 겸자를 사용해 표면 근막과 그 아래 근육을 둔하게 해리합니다(그림 2B1, 그림 2C1).
5. 오른쪽 외경동맥(ECA)을 경동맥 덮개에서 분리하고 오른쪽 ECA를 결찰하여 세포가 두개외 가지로 누출되는 것을 방지합니다(그림 2B2, 그림 2C2).
6. 오른쪽 CCA를 경동맥 피 내에서 신중하게 분리하여 혈관 측면과 아래에 위치한 미주신경을 보존하세요(그림 2C1).
7. 고무장갑 조각과 식염수에 적은 면봉을 베개로 넣어 혈관을 들어 올리고 안정시키세요.
   참고: CCA를 올리면 혈관이 안정화되고 정확한 천공과 주입이 가능합니다. (그림 2B4, 그림 2C4).
8. 면뭉치의 먼 쪽과 근위의 CCA 쪽에 두 개의 풀린 고리를 펴고 묶은 뒤, 근위 매듭을 묶으세요(그림 2B3, 그림 2C3).
9. CCA 원위 조여지지 않은 매듭 근처에 미세혈관 클립을 부착하여 CCA 혈류를 일시적으로 차단합니다(그림 2B4, 그림 2C4).
10. 암세포 착상
    1. 인터록 천공
       1. 베벨이 위를 향하게 한 32G 바늘로 오른쪽 CCA의 높게 솟은 부분을 찔러.
       2. 첫 주사기를 빼면서 천공 부위를 유지하세요.
       3. 암세포 현탁액을 보텍스-믹스하여 100 μL을 마이크로리터 주사기에 흡입하여 공기 방울이 흡입되지 않도록 합니다.
       4. 마이크로리터 주사기의 바늘 끝을 3.10.1.1 단계에서 생성된 천공 부위에 삽입하고, 주입을 시작하지 않고 안정적으로 유지하여 세포 전달 전에 안정적으로 위치를 확보합니다(그림 2B5, 그림 2C5, 보조 그림 1).
          참고: 천공은 32G 주사기를, 주사는 마이크로리터 주사기를 사용하여 안정적인 위치와 통제된 투여를 보장하세요. 보조 그림 1은 두 주사기의 매개변수를 보여줍니다. 32G 주사기의 외경은 0.22mm이고, 마이크로리터 주사기 바늘은 0.26mm로, 안전한 삽입과 통제된 주사가 가능합니다.
    2. 펄서틸 주입 (그림 2C5)
       1. 3.9단계에서 적용된 미세혈관 클립을 제거하세요.
       2. 마이크로리터 주사기를 통해 종양 세포 현탁액을 ICA에 주입하기 시작하세요.
       3. 현탁액을 펄서타일 주입 동작으로 전달하며, 주사기 플런저를 연속적인 압력 대신 작은 펄스로 부드럽게 전진시킵니다.
       4. 다음 기준 중 하나에 따라 현탁을 투여하십시오: 심장 주기 기준으로, 원위 내경동맥에서 맥동성 역행성 혈류에 따라 8 심장 주기마다 ~1 μL의 세포 현탁액을 주입; 또는 주입 속도 기준으로, 주입 속도가 60 μL/min을 넘지 않도록 ~1 μL/s를 주입합니다.
       5. 주입 시 혈관을 모니터링하세요. 성공적인 전달은 현탁이 내강을 통과하면서 붉은 혈관이 일시적으로 투명해지고, 천공 부위 주변에 눈에 띄는 유출이 없을 때 나타난다.
       6. 주사를 마친 후에는 마이크로리터 주사기를 조심스럽게 빼내세요.
       7. 즉시 원위 매듭을 통제된 방식으로 조여 혈관을 밀봉하고 역류를 최소화하세요(그림 2B6, 그림 2C6).
          참고: 펄서틸 주사는 과관류를 줄이고 두개내압 상승 위험을 최소화합니다.
11. 미세수술 수리 (그림 2B6, 그림 2C6)
    1. 10-0 나일론 미세수술 봉합사를 사용해 천자 부위를 방수적으로 봉합하고, 바늘 입구와 출구를 결손 가장자리 바로 옆에 위치시켜 혈관 누출을 최소화하고 내관 개수를 유지하세요.
    2. 미세외과 봉합 바늘을 혈관 벽의 구멍을 고배율로 통과시키고, 봉합선을 일시적으로 풀어두세요.
    3. 수술 부위를 헤파린화된 생리식염수로 세척하세요.
    4. 봉합사를 두세 개의 정사각매듭으로 고정하세요.
    5. 이물질 부담을 최소화하고 느슨해지는 것을 방지하기 위해 봉합선의 자유 끝을 약 1–2 mm로 다듬으세요.
       참고: IPI 기법의 표준 수술 절차와 미세수술 수리는 보충 영상 1에 설명되어 있습니다.

4. CCA의 혈류 회복

1. 근위 매듭을 점차 풀어주세요.
2. 내강을 세척해서 잠재적인 미세한 혈전을 제거하세요. 과도한 출혈을 관찰하기 위해 마른 솜뭉치를 수술 현장에 놓으세요.
3. 천자 부위에서 활발한 삼출물이 확인되지 않으면, 경동맥 혈류를 회복하기 위해 원위 결절을 조심스럽게 느슨하게 합니다(그림 2B7, 그림 2C7).

5. 수리 성공 확인

1. 맥박 회복
   1. CCA에서 강한 맥 박이 나타나면 재관류가 성공했음을 나타냅니다.
2. 개통과 혈관 완전성 확인
   1. 수리 부위를 점검하여 협착이 없고 내강이 투명하고 근위 혈관 구간과 연속되어 있는지 확인하세요.

6. 상처 관개 및 폐쇄

1. 수술 부위를 비간파린화 생리식염 수로 충분히 세척하여 이물질과 혈전을 제거하세요.
2. 피부 절개부는 연속 봉합으로 봉합합니다.
   참고: 수술 부위를 촉촉하게 유지하고, 조직 손상을 최소화하기 위해 모든 조작을 부드럽게 진행하세요.

7. 수술 후 관리

1. 수분 지원: 수술 직후 0.5–1 mL 따뜻한 멸균 생리식염수를 피하 투여하여 수술 전후 체액 손실을 보상합니다.
2. 감염 예방: 수술 시간이 40분을 초과할 경우, 엔로플록사신(5 mg/kg, 하루 1회)을 3일 연속 투여합니다. 시술이 40분 미만이면 항생제는 필요하지 않습니다.
3. 영양 및 수분 공급: 수술 후 최소 1주일간 하이드로겔 또는 부드러운 사료를 제공하여 충분한 수분과 영양을 확보하세요.
4. 일일 모니터링: 매일 건강 평가를 실시하며, 원형 행동, 신경학적 결손, 상처 감염, 체중 감소 여부를 관찰합니다.
5. 예상 수술 후 경과: 처음 48시간 동안 쥐는 활동 감소, 가벼운 털 발기, 수술 전 기준치의 최대 15%까지 체중 감소를 보일 수 있으며, 이후 점진적으로 회복됩니다.
6. 진통제: 멜록시캄(5 mg/kg, 피하 투여)을 하루 1회 2–3일간 투여하여 통증 완화와 회복을 촉진합니다.

8. 성공적인 동물 모델 구축을 위한 평가 기준

1. 체중 모니터링
   1. 쥐 무게를 매일 재고 체중을 기록하세요.
2. 임상 평가
   1. 자세와 원을 그리며 도는 행동을 포함한 임상 징후를 매일 평가하세요.
3. 생물발광 영상
   1. 영상 기기와 컴퓨터의 전원 스위치를 켜세요.
   2. 생물발광 영상 분석 소프트웨어(버전 4.7.2)를 실행하고 "초기화"를 클릭하여 생물발광 영상 시스템을 초기화하세요.
   3. 초기화 중에는 영상 시스템 제어판의 온도 상태 표시등이 빨간색으로 표시됩니다. 온도 상태 표시등이 초록색으로 바뀐 후에만 영상 촬영을 수행하세요.
   4. 마취 중 흡인을 막기 위해 영상 촬영 전 6시간 동안 쥐에게 음식과 물을 주지 마세요.
   5. 영상 기질은 10 mg/mL 농도로 준비하며, 시술 내내 빛으로부터 보호합니다. 10 μL/g 체중에서 주입량을 계산합니다.
   6. 영상 촬영을 위해 마우스를 묶으세요. 왼쪽 하복부 주사 부위를 75% 의료용 알코올로 청소하세요.
   7. 면봉으로 주사 부위의 복벽을 부드럽게 자극하여 바늘이 장에 들어갈 위험을 최소화하세요.
   8. 복벽을 천공한 후 부드럽게 흡인하여 혈액이 없음을 확인한 후, 천천히 생체 내 영상 기질을 주입합니다.
   9. 기질 주입 후 4분 30초 후, 쥐를 마취 유도 챔버로 옮깁니다.
   10. 3% 이소플루란을 사용해 마취를 유도합니다. 교정 반사와 집힘 반사가 사라지면, 유지를 위해 이소플루란 농도를 2%로 낮추세요.
   11. 마취된 마우스를 영상 챔버에 넣고, 코 콘이 입과 코를 완전히 덮도록 하세요. 영상실 문을 단단히 닫아라.
   12. 영상 시스템 제어판에서 "Luminescent"를 영상 모드로 선택하세요. 노출 시간을 수동으로 60초로 설정하세요. "사진", "오버레이", "정렬 그리드"를 선택하세요.
   13. 시야각을 D로 설정해 세 마리 마우스를 촬영하세요. 영상 높이를 1.5cm로 조정하세요. 여기 필터는 "블록"을, 방출 필터는 "열기"를 선택하세요.
   14. 기질 주입 10분 후에 "획득"을 클릭하여 이미지를 캡처하세요.
   15. 이미지 획득 후 툴 팔레트로 이동하여 "ROI Tools"를 선택하세요. "서클" 도구를 사용해 관심 지역(ROI)을 구분한 후, "ROIs 측정"을 클릭하여 정량적 데이터를 얻으세요.
4. 조직학적 분석
   1. 실험 종점에서 뇌 조직을 채취하여 조직학적 분석에 적용합니다.
   2. 헤마톡실린과 에오신(H&E) 염색을 통해 전이 병변을 확인하고 확인합니다.

9. 인도적인 종말

1. 동물 복지와 윤리 기준 준수를 보장하기 위해, 즉각적인 안락사를 위한 사전 정의된 인도적 평가 기준이 설정되었습니다.
2. 쥐는 이산화탄소(CO₂) 흡입으로 안락사시키고, 사망을 확인하는 보조 물리적 방법으로 경추 탈구를 시행합니다.
3. 다음 조건 중 하나라도 발생하면 즉시 안락사를 시행해야 합니다.
   1. 신경학적 결손
      1. 운동 장애: 운동실조(불안정한 걸음걸이, 흔들림), 원을 그리며 걷기, 마비, 편마비, 또는 떨림.
      2. 행동 또는 의식 변화: 무기력, 멍함, 혼수상태.
      3. 두개내 압력 상승의 징후: 비정상적인 자세(예: 허리를 굽혀 고통을 나타내는 것) 또는 머리 기울임.
      4. 발작: 전신 또는 국소 경련.
   2. 체중과 생리적 기능의 변화
      1. 체중 감소가 20%를 초과하거나 종양 부담 또는 심한 쇠약으로 인해 독립적으로 식사하거나 마실 수 없는 경우.
      2. 호흡곤란(헐떡임 또는 헐떡임) 또는 요실금/대변실금.
   3. 종양 상태
      1. 종양 관련 궤양, 감염 또는 괴사가 발견되면 즉시 실험을 중단하십시오.
   4. 최대 허용 종양 부담
      1. 쥐는 주 2회 생물발광 영상을 받습니다.
      2. 두개내 종양 신호가 기하급수적 성장 단계(예: 두 번의 연속 영상 촬영 사이에 두 배가 증가하는 경우)에 들어가면, 신경학적 모니터링은 하루 두 번으로 증가합니다.
      3. 안락사는 운동불조나 발작이 시작되자마자 즉시 시행되었으며, 생물발광 신호 값과 상관없이 이루어졌습니다.

결과

생물발광 영상 및 정량적 분석
표준화된 수술 프로토콜에 따라, 최적화된 뇌 전이 마우스 모델은 수술 후 연속 생체 영상에서 안정적인 두개내 생물발광 신호를 보여주었습니다. 경동맥 내 접종 후 4주간 지속된 생체 내 생물발광 영상(그림 3A)과 정량적 분석(그림 3B) 결과, 전이성 B16F10 세포가 뇌 미세환경 내에서 증식하는 것이 확인되었습니다. 수술 후 체중 모니터링 결과, 종양 보유 쥐는 PBS 대조군과 비교하여 점진적인 체중 감소를 확인했습니다(그림 3C). Kaplan–Meier 생존 분석은 B16F10 주사 그룹에서 생존율이 감소함을 추가로 입증했습니다(그림 3D).

토론

뇌 전이를 정확히 재현하는 견고한 전임상 모델은 병태생리학적 기전을 밝히고 치료 효과를 평가하는 데 필수적입니다. 전통적인 경동맥 내 주사 모델은 총경동맥 결찰(CCA)을 필요로 하며, 이는 뇌 혈류를 비생리적으로 변화시켜 동측 허혈성 손상을 유발하고 혈액-뇌장벽(BBB^)을 파괴할 수 ^{있습니다.} 이 모델에는 세 가지 주요 한계가 있습니다: 단일 주사기 주사와 관련된 종양 세포 역류로 인해 종양 형성률이 낮아짐; 지속적인 주사로 인한 높은 수술 중 사망률; 그리고 경동맥 결찰로 인한 전이 과정의 부정확한 재현. 이러한 한계를 해결하기 위해, 본 연구는 최적화된 경동맥 주사 기법과 미세수술 동맥 수리를 결합하여 생리적 뇌혈역학과 BBB 무결성을 ...

재료

이 논문에 사용된 재료 목록

이름	회사	카탈로그 번호	댓글
10-0 마이크로수술용 바늘	Lingqiao	2650798	일반 경동맥 천자 부위의 수리를 위한 마이크로수술용 바늘
100 µL 마이크로리터 주사기	Bolige Tools	100UL	상호 펄스 주입 중 종양 세포 전달을 위한 마이크로리터 주사기
100 µL 피펫	Eppendorf	3123-000250	수술 부위의 식염수 관개를 위한 피펫
32G 1 mL 인슐린 주사기	Kindly	YY0497	초기 동맥 천자 부위를 만드는 데 사용되는 인슐린 주사기
4-0 실크 바늘	Ethicon	W501	피부 절개 부위 폐쇄용 바늘 재료
4T1 유방암 세포주	중국 과학 원 생물 물리학 연구소 Shengdian Wang 실험실에서 얻은	CRL-2539	두경동 뇌 전이 모델링에 사용되는 종양 세포주
75% 에탄올	Annjet	Q/371402AAJ008	주사 부위 청소용 소독제
7–8주령 수컷 C57BL/6J 마우스	Charles River Laboratories	1.10011E+17	B16F10 뇌 전이 모델에 사용되는 실험 동물
8주령 암컷 BALB/c 마우스	Charles River Laboratories	1.10011E+17	4T1 뇌 전이 모델에 사용되는 실험 동물
각진 끝 포스셉	Kewo Tools	—	조직 해리 및 혈관 조작을 위한 마이크로수술용 포스셉
B16F10 흑색종 세포주	중국 과학 원 생물 물리학 연구소 Shengdian Wang 실험실에서 얻은	CRL-6475	두경동 뇌 전이 모델링에 사용되는 흑색종 세포주
생체 발광 이미지 분석 소프트웨어	Living Image (버전 4.7.2)	—	생체 발광 이미지 데이터 분석을 위한 소프트웨어
DMEM	Xigong Bio Tech	M1805	종양 세포 유지를 위한 세포 배양 배지
에노플록사신(항생제)	MCE	HY-B0502	수술 후 감염 예방을 위해 사용되는 항생제
에오신 Y 용액	Beyotime	E301879	에오신 염색을 위한 조직학적 염색 시약
안 연고	백운산	H44023089	마취 중 눈 보호를 위한 안과 연고
태아 소 혈청(FBS)	Pan Sera Tech	ST30-3302	세포 배양 배지용 혈청 보충
GraphPad Prism	버전 4.7.2	—	생존율 곡선 및 정량 데이터 분석을 위한 통계 분석 소프트웨어
헤마톡실린 용액	Beyotime	C0105S	헤마톡실린 염색을 위한 조직학적 염색 시약
이소플루란	H.F.Q. 생물 기술	101357015	영상 촬영 절차 중 사용되는 흡입 마취제
IVIS Spectrum in vivo 이미지 시스템	Lumina Series III	—	생체 내 생체 발광 이미지를 위한 이미지 시스템
멜록시캄(진통제)	기루 동물 건강	150252467	수술 후 진통을 위해 사용되는 비스테로이드성 항염 약물
마이크로수술 가위	Kewo Tools	—	조직 해리를 위한 마이크로수술 가위
미니 혈관 클립	제용 도구	200521	일반 경동맥의 일시적 폐쇄를 위한 미세 혈관 클립
바늘 홀더	강신 도구	1420 20Cr13	마이크로수술 바늘을 취급하는 외과 기구
파라포르말데히드(4%)	중성 완다 테크	20240411	조직학적 분석 전 뇌 조직 보존을 위한 고정제
페니실린	Gibco	1758-9324	세포 배양을 위한 항생제
포비돈-아이오딘 용액	시환파이	Q/PGSHW0009	수술 피부 소독을 위한 소독 용액
RPMI-1640 배지	Xigong Bio Tech	12-115F	종양 세포 성장을 위한 세포 배양 배지
Scilogex 믹서	Scilogex	MX-S	종양 세포 현탁액을 균질화하기 위한 보텍스 믹서
증기 지