Name: 반대 미리 정의된 T 세포 수용체 Specificities와 Transnuclear 쥐 Toxoplasma gondii SCNT 비아 획득 (동영상) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-09-30T17:00:00.000+00:00
Duration: 13 min 36 s
Description: 배우세요 SCNT를 이용해 Toxoplasma gondii 특이 T 세포 수용체를 가진 생쥐 모델을 생성하는 방법을. FACS 정제와 핵이식을 통해 면역학 및 감염병 연구에 활용할 수 있습니다.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

저자 H. 아이젠, M. Gubbels, K. 반 Grinsven, E. 길렌, A. 드레 이크, V. Mahajan, Q. 가오, 유익한 토론과 시약에 대한 G. 야프에 감사하고 있습니다. 우리는 J. Dausman, R. 플레너리 및 마우스 식민지의 관리와 지원 J. 잭슨 감사합니다. 우리는 FACSorting위한 P. Wisniewski에 감사하고 있습니다. EMF는 인간 프론티어 과학 프로그램에 의해 지원되었다. RJ는 건강 보조금 RO1 - HD045022 및 R37 - CA084198 국립 연구소에 의해 지원되었다. HLP는 건강의 국립 연구소에서 보조금에 의해 지원되었다.

이 방법에 보고된 연구에 사용된 <a href="http://www.sciencemag.org/cgi/content/abstract/328/5975/243">Kirak 외., 과학 328 (5975), 243-248 (2010)가</a> . 1. 기증자 세포 분리 특정 T 또는 B 세포가 transnuclear 마우스 모델을 생성하기 위해 기증자 세포로 사용할 수 있습니다 전에 쥐를 관심의 병원체와 감염이나 관심의 항원과 예방 접종을해야합니다. Toxoplasma gondii 우리가 특정 CD8 + 세포를 사용했기 때문에 다음과 같은 프로토콜은 개인적인 관심에 따라 적응 이러한 세포와 요구의 생성 및 절연을 설명합니다. <ol><li> 마우스 뇌 homogenate (40)에서 파생된 Cysts는 BL / 6 H - 2 B와 H - 2 D 제한 CD8 + T 세포 모두의 고립을 가능하게 X Balb / C F1 (B6CF1) 마우스로 내부 peritoneally를 주입하고 있습니다. </li><li> 면역 반응의 정상에 감염된 마우스 euthanized이며, 비장 고립 6 ML 적혈구 세포 (RBC) 용해 버퍼를 포함하고있는 그릇에 배치. </li><li> 두건의 살인 사건이 은폐 슬라이드의 서리 낀 측면을 사용하여 비장이 신중하게 지상과 RT에서 5 분 RBC의 용해 버퍼에서 incubated입니다. </li><li> 14 ML PBS를 추가, 50 ML 팔콘 튜브와 300g에서 5 분 원심 분리기에 셀 스트레이너 (40 ~ 70 μm의)를 통해 세포 현탁액을 필터링합니다. </li><li> 뜨는 제거, 세포 펠렛은 1.5 ML Eppendorf 튜브에 1 ML PBS 및 전송에 resuspend. 300g에서 5 분 원심 분리기와 나중에 뜨는를 제거합니다. </li><li> , 50 μL PBS에 세포 펠렛을 Resuspend 관심의 세포 유형 (예 인 경우에는 3 번 CD, B220, CD8 및 CD4)를 식별 찬란 표시된 항체를 추가하고, 찬란 MHC - I tetramer (CD4 T 세포에 대한 MHC - II tetramer) 로드된 표시 4 30 분에 대한 세포 현탁액과 부화 관심 펩타이드 ° C.와 함께 </li><li> 1 ML PBS, 3 ML PBS에서 300g, resuspend 펠렛에서 5 분 원심 분리기를 추가하고, 튜브에 세포 스트레이너 (40 ~ 70 μm의)를 통해 세포 현탁액을 필터링합니다. </li><li> (그림 1B) stringently 성문을 설정하여 FACSorting을 수행합니다. </li></ol> 2. 체세포 핵 전송 체세포 핵 이전을위한 몇 가지 프로토콜이있다. 사람은 여기 Metaphase - II에서 체포 oocytes을 사용하게하고 Cytochalasin B. 따라서 기증자의 세포를 사용하여 두 번째 meiotic 부문의 억제가 G0/G1 단계에있는 필요합니다 설명했다. <ol><li> oocytes의 준비 <ol><li> BDF1 배경의 여성 생쥐는 오후 5시과 오후 7시 사이에 마우스를 따라 5IU PMS와 내부 peritoneally를 주입하고 있습니다. </li><li> 약 47시간 후, 각각의 마우스는 5IU HCG와 내부 peritoneally를 주입합니다. </li><li> HCG 주사 같은 날에 oocytes의 문화 요리 (KSOM - AA가 기름 방울 이하)을 준비하고 인큐베이터 37에 그들을 배치 ° C 5 % CO 2. 또한 수은을 로딩하여 SCNT (핵의 제거를위한 7μm 4 또는 림프구 핵의 핵 이전에 대한 5μm)에 필요한 바늘을 준비합니다. </li><li> 쥐를 안락사와 HCG 후 13h (약 오전 8시)에 대한 oviducts을 분리. HCZB 1-2 방울의 oviducts를 수집합니다. </li><li> 한 - 바이 - 하나 M2 W / Hyaluronidase을 포함하는 드롭으로 oviducts 이동합니다. 닉은 forcep과 함께 신중하게 수란관하고 드롭에 oocyte - 적운 - 복잡한 이동합니다. 모든 oocyte - 적운 - 단지가 고립되어 있고, 요리가 37 incubated 있습니다 ° C. 후 </li><li> 2-5 분 (정확한 시간은 Hyaluronidase의 배치에 따라 다름) oocytes를 수집 후, HCZB 및 플레이트 그들 KSOM - AA의 방울로에 씻으십시오. </li></ol></li><li> oocytes의 핵의 제거 <ol><li> SCNT 접시를 준비하기 위해 페트리 접시의 뚜껑을 사용합니다. 현미경 및 micromanipulator를 설정합니다. </li><li> 핵의 제거와 함께 시작하기 전에 PVP에서 핵의 제거 바늘 (7 μm의)를 씻으십시오. </li><li> 핵의 제거를위한, Cytochalasin B (5 μg / ML)로 HZCB의 드롭으로 oocytes의 그룹 (10-30)를 놓으십시오. 수평 라인 - 업 oocytes (5 분 min.) 잠복기 동안. </li><li> 한 oocyte을 가지고 개최 바늘 앞에서 그것을 놓으십시오. 진공을 적용하여 잡고 바늘에 oocyte을 수정. 핵의 제거의 바늘을 사용하여 염색체 스핀들 - 복합 (CSC, 종종 "핵")를 3시 위치에까지 oocyte를 켜십시오. </li><li> 압전 - 펄스는 oocyte를 손상하지 않고 신중하게 조나 pellucida 침투 사용합니다. Metaphase - II 스핀들에 인접한 바늘의 개방 장소와 진공을 적용합니다. "핵"는 천천히 바늘로 이동해야하고, 완전히 제거되면 멤브레인 자체가 봉쇄해야합니다. </li><li> KSOM - AA 방울로 다시 enucleated oocytes를 전송하고, 그들에게 여러 번 씻는다. 전자를 반복oocytes의 새로운 그룹과 핵 단계. 모든 계란이 enucleated 또는 오전 11시에 대한 때까지 때까지 계속합니다. </li></ol></li><li> 핵 전송 <ol><li> 핵 전송, 교환 핵 전송 바늘 (4 ~ 5 μm의)와 PVP로 씻어와 핵의 제거 바늘 (7 μm의). </li><li> , PVP와 드롭으로 관심의 세포를 (예 : CD8 + T 세포) 장​​소 잘 섞어 10 분 최소 품어. </li><li> Cytochalasin B (2.5 μg / ML)로 HCZB의 드롭으로 enucleated oocytes의 그룹 (10-30)를 놓으십시오. 핵 전송 바늘을 사용하여 라인 업 oocytes 가로 (5 분 min.) 잠복기 동안. </li><li> PVP - 세포 현탁액에서 기증자 세포를 들고 및 및 아웃 바깥 막가 (막과 cytosol의 조각이 표시되어야합니다) 분해 때까지 그것을 대기음. 필요한 경우 압전 - 펄스는 적용할 수 있습니다. 핵이 고립되면, 바늘에 약간에게 위로 이동하고 10-30을 때까지 핵을 데리러 진행합니다. </li><li> 정렬 enucleated oocytes를 포함하는 드롭로 이동합니다. 진공을 적용하여 들고 바늘 한 oocyte을 수정. 핵 전송 바늘 (핵 될 멀리 열한다) 조나 pellucida에 인접하고 바늘이 조나 pellucida를 통과하기 전까지는 압전 - 펄스를 적용 플레이스. 신중하게, 바늘의 끝에 하나의 핵으로 이동 바늘 끝이 삼분의이 안에 때까지 oocyte에 바늘을 밀어. oocyte 막의 약간은 바늘에 있도록 작은 부정적인 압력을 적용합니다. </li><li> oocyte 실제로 "열기"때 그것은 유일한 시간이기 때문에 다음 단계는 매우 중요합니다. , 압전의 단일 펄스를 적용 긍정적인 압력을 적용하여 바늘의 핵심을 밀어 조심스럽게 팁이 oocyte의 1 / 3에 대한되도록 바늘을 다시 끌어와 다음 적용을 부정적인 압력을하고 바늘을 다시 끌어 계속 oocyte을 봉쇄. 각 oocyte이 단계를 반복합니다. </li><li> 그룹의 모든 oocytes이 핵을받은 후, 그들은 KSOM - AA 미디어의 세탁 및 양식입니다. 모든 oocytes이 절차를 반복합니다. </li><li> 마지막 그룹은 30 분 최소 KSOM - AA의 문화를했습니다 후 SCNT - 배아는 SrCl2를 포함하는 CA - 무료 정품 미디어의 방울로 전송됩니다. </li><li> 활성화 6 시간 후, 의사 pronuclei의 양을 (PPN) - 긍정적인 SCNT - 배아가 결정됩니다. 그들은 blastocyst 단계에 도달하기 전까지 배아는 다음 세탁 및 KSOM - AA에서 양식하는 것은 추가 3.5 일 방울. </li><li> 약물 또는 화학 물질을 선택 (예 : Trichostatin 등)이 활성화 및 문화 미디어에 추가할 수 있습니다. </li></ol></li></ol> 배아 줄기 세포의 3.Derivati​​on SCNT - blastocysts은 의사 임신 여성 (또한 직접 또는 한 단계 복제라고도 함)로 그들을 전송하거나, 배아 줄기 세포를 (또한 간접 또는 두 단계의 복제라고도 함) 파생하는 데 사용할 수 있습니다. 그것이 훨씬 더 ES 세포를 생성하는 효율적인 것이므로, 우리는 두 단계 절차를 선택합니다. 과학자가 직접 복제에 관심이 경우에는 제 5에 설명한 바와 같이, blastocysts은 의사 임신 여성에 직접 전송할 수 있습니다. 배아 줄기 세포의 유도를 설명하는 많은 프로토콜이 있습니다. 여기에서 설명한 사람은 피더 세포 및 태아 송아지 혈청을 이용하여 표준 기술입니다. <ol><li> 핵이 완료된 후 두 번째 날, ES 세포 유도를위한 96 U - 잘 접시를 준비합니다. </li><li> 10 분 최소 품어 96 U - 잘 플레이트의 각 우물에 다행 100 μL를 추가하고 나중에 그것을 제거합니다. </li><li> 해동 피더 세포와 ESD 매체에 따라 볼륨에 resuspend, 25cm 2 면적에 상응하는 등 피더 세포가 10 ML ESD 매체와 세포 현탁액 200 μL에 resuspended 아르는 젤라틴 - 처리 자의 각에 추가됩니다. </li><li> 37 보육과 문화에 접시를 넣어 ° C 5 % CO 2. </li><li> 3.5 일 후에 배아는 blastocyst 단계에서해야합니다. </li><li> 몇 방울의 ES 세포 매체와 산성 thyrode을 도금하여 살균 박테리아 요리를 준비합니다. </li><li> blastocysts 먼저 일반 ES 세포 매체를 포함 방울로 KSOM - AA 방울에서 전학을 두 번 세탁하고 있습니다. </li><li> 조심스럽게 산성 thyrode 한방울로 blastocysts 그룹을 (5-10 blastocysts) 전송 및 조나 pellucida가 해산 때까지 거기에 계속. </li><li> blastocysts은 다음 ES 매체와 드롭으로 전송 번 씻어 다음 피더 - 코팅 96 U - 잘 플레이트 (물론 하나에 하나 blastocyst)에 배치됩니다. </li><li> 배아는 그들을 방해하지 않고 37 ° C, 5 % CO 2 배양기에서 5~7일에 대한 양식입니다. 이것으로 배아 시간을 제공합니다피더 레이어 ttach, 그리고 가지를 형성합니다. </li><li> 각 우물에 ESD 매체 도금 모이통에 의해, 24 잘 접시를 준비, 예를 들어 12 ML ESD 매체 50cm이 피더의 동등한 resuspend, 각 우물에 세포 현탁액 500 μL를 추가합니다. </li><li> 조심스럽게 배아와 96 U - 잘 판에서 ESD 매체를 제거, 250 μL Hepes (또는 PBS)으로 두 번 각 잘 씻고, 50 μL 트립신을 추가하고 37 약 5 분 품어 ° C. </li><li> 가지는 단일 세포 현탁액, 37에서 24 잘 판과 부화로 전송 ° C, 5 % CO 2.로 나빠진 때까지 여러 번 위아래로 피펫 </li><li> ESC의 유래가 성공했다면 ESC의 식민지가 7~10일 후 표시됩니다. </li></ol> 4.Blastocyst 주입 blastocysts의 주입은 유전자 변형 마우스 모델의 어떤 종류를 생성하는 루틴을 기술입니다. blastocysts 및 의사 임신 여성에 후속 송금의 주입이 잘 초과 수 있어야함을 언급하는 것이 중요합니다. <ol><li> PMS와 HCG와 국무 여성 마우스는 섹션 2.1에서 설명한. HCG 주사는 남성 생쥐 (한 여자와 케이지 당 한 남성 마우스)와 함께 여성 쥐를 넣어 후에. </li><li> 그 다음날, 플러그에 대한 여자를 확인하십시오. 이 0.5dpc (일 게시물 성교)로 계산됩니다. </li><li> 수정된 배아는 다음 추가 3 일간 KSOM - AA 섹션 2.1에서 설명한하고, 교양 등 수란관에서 격리됩니다. </li><li> blastocyst 사출 (3.5dpc)의 당일 ES 세포를 준비합니다. </li><li> ES 세포에서 매체를 제거, 37, Hepes (또는 PBS)으로 두 번 씻어 트립신을 추가하고 5 분 품어 ° C. </li><li> ES 매체, 접시에 접시, 37에서 45-60 분 품어 ° C 5 % 피더 세포 (피더 세포가 빠르게 ES 세포보다 준수)의 양을 줄이기 위해 CO 2.와 Resuspend trypsinized 세포 </li><li> 튜브에 세포 스트레이너 (40 ~ 70 μm의)를 통해 세포 현탁액을 전송하고, 1000rpm에서 5 분 원심 분리기. </li><li> 필요까지 얼음에 500 μL ES 매체와 저장소에 뜨는, resuspend 세포 펠렛을 제거합니다. </li><li> PVP와 HCZB를 포함하는 도금 방울에 의해 살균 세균 접시의 뚜껑을 준비합니다. </li><li> , 수은과 장착 위치에 놓는과 PVP로 씻는하여 15 μm의 바늘을 준비합니다. </li><li> HCZB와 드롭에 blastocysts (10-30 blastocysts)의 그룹을 장소, HCZB 다른 드롭으로 5-50 μL ES 세포 현탁액을 (농도에 따라 다름) 추가합니다. </li><li> 사출 바늘로 ES 세포를 (50-100 셀) 픽업. </li><li> blastocysts와 드롭로 이동합니다. 수평 blastocysts을 정렬하고, 진공을 적용하여 잡고 바늘로 하나를 수정. </li><li> 내부 세포 덩어리 (ICM)가 9시 위치에까지 주사 바늘을 사용하면 blastocyst을 켜십시오. </li><li> 3시 방향에서 분사 바늘을 플레이스, 바늘의 끝에 아무 ES 세포가 없다는 것을 확인하고, 주사 바늘이 조나 pellucida과 blastocoel에 trophectoderm를 통해 침투까지 압전 - 펄스를 적용합니다. </li><li> ES 세포는 ICM에 집중하므로, 몇 ES 세포를 (5-15 셀) 출시. 그룹의 모든 blastocysts은 ES 세포로 주입 때까지 계속합니다. </li><li> blastocysts 중 한 그룹이 완료되면 KSOM - AA에 두 번 그들을 씻어 모든 blastocysts가 주입되기 전까지는 그들 KSOM - AA와 드롭 유지. </li></ol> 5. 배아 전송 의사 - 임신 여성에 배아의 전달은 매우 신중하고 연구자의 기관의 지침에 따라 실시해야 수술을 나타냅니다. <ol><li> 여성받는 쥐를 마취시키다 오른쪽 아래 사분면을 면도하고, 소독. </li><li> 사용 가위는 피부를 열고 피부에서 복막을 분리. </li><li> 복막 (붉은 반점)를 통해 난소를 찾아서, 그리고 난소 가까이에있는 복막을 엽니다. </li><li> 포셉 사용하여 신중하게 수란관을 움켜잡고 자궁을 빼낸다. </li><li> 입 피펫에 연결된 모세관과 함께 약 10 blastocysts의 그룹을 선택하십시오. </li><li> 한 집게로 자궁을 수정, 작은 바늘로 그것으로 작은 전체를 펀치, 그리고 자궁의 루멘에 blastocysts과 모세를 삽입합니다. </li><li> 조심스럽게 자궁에 배아를 출시하고 모세관을 제거하십시오. </li><li> 복강으로 다시 자궁으로 밀어. </li><li> 복막의 가장자리를 찾아 몇 바늘로 닫습니다. </li><li> 몇 스테이 플스와 마우스의 피부를 닫습니다. </li><li> 포스트 수술 고통 들어, 체중의 MG 당 5 μg의 Carprofen을 관리할 수 있습니다. </li></ol><img src="/files/ftp_upload/2168/2168fig1.jpg" alt="그림 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="그림 1"> 그림 1. 체세포 핵 세포B6CF1 배경으로 미리 정의된 T 세포의 양도. SCNT blastocysts에서 파생된 CD8 + T 세포와 배아 줄기 세포에서 생성된 배아의 절대와 상대 번호. <img src="/files/ftp_upload/2168/2168fig2.jpg" alt="그림 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="그림 2"> 그림 2. SCNT 배아 줄기 세포로 주입 키메라 쥐를 대표 흐름 cytometric 분석. 게이트 번호 (총 CD8 + T 세포 당 퍼센트) 키메라 생쥐의 특정 CD8 + T 세포의 존재를 나타냅니다.

<ol><li>Schatz, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((V%28D%29J+recombination%5BTitle%5D)+AND+%22Immunol.+Rev%22%5BJournal%5D)">V(D)J recombination.</a> Immunol. Rev. 200, 5-5 (2004).</li>
<li>Barnden, M. J., Allison, J., Heath, W. R., Carbone, F. R., R, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Defective+TCR+expression+in+transgenic+mice+constructed+using+cDNA-based+alpha-+and+beta-chain+genes+under+the+control+of+heterologous+regulatory+elements%5BTitle%5D)+AND+%22Immunol.+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Defective TCR expression in transgenic mice constructed using cDNA-based alpha- and beta-chain genes under the control of heterologous regulatory elements.</a> Immunol. Cell Biol. 76, 34-34 (1998).</li>
<li>Eggan, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hybrid+vigor%2C+fetal+overgrowth%2C+and+viability+of+mice+derived+by+nuclear+cloning+and+tetraploid+embryo+complementation%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Hybrid vigor, fetal overgrowth, and viability of mice derived by nuclear cloning and tetraploid embryo complementation.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 98, 6209-6209 (2001).</li>
<li>Kishigami, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Significant+improvement+of+mouse+cloning+technique+by+treatment+with+trichostatin+A+after+somatic+nuclear+transfer%5BTitle%5D)+AND+%22Biochem+Biophys+Res+Commun%22%5BJournal%5D)">Significant improvement of mouse cloning technique by treatment with trichostatin A after somatic nuclear transfer.</a> Biochem Biophys Res Commun. 340, 183-183 (2006).</li>
<li>Wakayama, T., Yanagimachi, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+cloning+with+nucleus+donor+cells+of+different+age+and+type%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Reprod+Dev%22%5BJournal%5D)">Mouse cloning with nucleus donor cells of different age and type.</a> Mol Reprod Dev. 58, 376-376 (2001).</li>
</ol>

우리는 SCNT가 미리 정의된 특이성과 T 세포에서 transnuclear 마우스를 생성하는 데 사용할 수있는 것을 여기에 표시합니다. 여기에 표시되지 않지만,이 기술은 또한 미리 정의된 특이성과 B 세포에서 transnuclear 마우스를 생성하기 위해 사용 가능해야합니다. 고려해야 할 중요한 한 가지는 감염이나 예방 접종 및 T 또는 관심있는 B 세포를 분리하는 데 사용되는 마우스의 변형과 성별입니다. T와 B 세포가 일반적으로 매우 낮은 프로그래밍 효율을 가지고 있기 때문에, 우리는 원하는 haplotype의 F1 하이브리드를 사용하는 것이 좋습니다. 기증자 세포는 또한 섹스를 결정하기 때문에, 우리는 T 또는 남성 생쥐의 B 세포를 사용하는 것이 좋습니다. 이것은 오직 남자 키메라 마우스들이 번식을 쉽고 빠르게하고 남성 생쥐와 germline 통해 TCR이나 BCR 전송 거지. 함께 찍은, 우리는 SCNT를 통해 그 epigenetic 프로그래밍이 면역 분야에 대한 큰 이점이 될 것입니다 마우스 모델의 소설 유형을 생성하기위한 강력한 도구를 나타냅니다 생각합니다.

<table><tbody><tr><td>적혈구 용해 완충액</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>R7757</td><td></td></tr><tr><td>세포 스트레이너</td><td>BD Biosciences</td><td>참조 352340</td><td></td></tr><tr><td>임신 말 혈청 (PMS)</td><td>Calbiochem</td><td>367222</td><td></td></tr><tr><td>인간 융모성 성선자극호르몬 (HCG)</td><td>Calbiochem</td><td>230734</td><td></td></tr><tr><td>히알루로니다제</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H4272</td><td>제 IV-S형</td></tr><tr><td>KSOM-AA</td><td>EMD Millipore</td><td>MR-106-D</td><td></td></tr><tr><td>HCZB</td><td>EMD Millipore</td><td>MR-173-D</td><td>맞춤형 배지</td></tr><tr><td>활성화를 위한 칼슘 결핍 배지</td><td>EMD Millipore</td><td>MR-174-D</td><td>맞춤형 배지</td></tr><tr><td>SrCl2&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>255521</td><td>100mM = 10배 농축액</td></tr><tr><td>AlbuMAX I</td><td>GIBCO, by Life Technologies</td><td>11020-021</td><td></td></tr><tr><td>폴리비닐피롤리돈</td><td>MP Biomedicals</td><td>102787</td><td>HCZB를 사용하여 10% 용액을 조제하고, 0.1% AlbuMAX I를 첨가하십시오.</td></tr><tr><td>사이토칼라신 B</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C6762</td><td>500&amp;#x03BC;g/ml = 100x</td></tr><tr><td>트리코스타틴 A</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T8552</td><td>5mM = 1000배 농축액</td></tr><tr><td>미네랄 오일</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M5310</td><td></td></tr><tr><td>바늘 잡기</td><td>Humagen</td><td>MPH-SM-30</td><td></td></tr><tr><td>주입 및 전이 바늘</td><td>Humagen</td><td>4-15, 7-15, 15-15</td><td></td></tr><tr><td>구강 피펫팅</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A5177</td><td></td></tr><tr><td>가위</td><td>Fine Science Tools</td><td>14088-10</td><td>또는 그와 유사한 것</td></tr><tr><td>포셉</td><td>Fine Science Tools</td><td>11251-10</td><td>또는 그와 유사한 것</td></tr><tr><td>상처 클립 도포기</td><td>BD Biosciences</td><td>427630</td><td></td></tr><tr><td>상처 클립</td><td>BD Biosciences</td><td>427630</td><td></td></tr><tr><td>봉합</td><td>Ethicon Inc.</td><td>K871H</td><td></td></tr><tr><td>DMEM</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D6429</td><td></td></tr><tr><td>태아 송아지 혈청</td><td>Hyclone</td><td>SH30071.03</td><td>15%</td></tr><tr><td>페니실린/스트렙토마이신</td><td>Lonza Inc.</td><td>17-602E</td><td>100배율</td></tr><tr><td>글루타민</td><td>MP Biomedicals</td><td>101806</td><td>200mM = 100배 농축액</td></tr><tr><td>비필수 아미노산</td><td>Life Technologies의 GIBCO</td><td>11140050</td><td>100배율</td></tr><tr><td>&amp;#946;-머캅토&amp;#8211;에탄올</td><td>Life Technologies의 GIBCO</td><td>21985-023</td><td>5&amp;#x03BC;500ml 중 l</td></tr><tr><td>백혈병 억제 인자 (LIF)</td><td>EMD Millipore</td><td>ESG1106</td><td>1000배</td></tr><tr><td>MEK 억제제</td><td>Cell Signaling Technology</td><td>9900L</td><td>ES 유도 단계에서만, ES 배지에 (최종 농도 50&amp;#x03BC;M)</td></tr></tbody></table>

반대 미리 정의된 t 세포 수용체 specificities와 transnuclear 쥐 toxoplasma gondii scnt 비아 획득

Transnuclear Mice with Pre-defined T Cell Receptor Specificities Against Toxoplasma gondii Obtained Via SCNT

같은 T 세포와 같은 Lymphocytes은 어떤 특이성 1 수용체를 생성, 유전자 V (D) J 재조합을 받고있다. 에 대한 유전자 변형 쥐 뜯어 항원에 특정한 T 세포 수용체 (TCR)가 T 세포 개발 및 기능을 연구하기 위해 필수적인 도구가되었습니다. 그러나, TCRs는 대개 피할 높은 친화력과 T 세포에 대한 선택 반복 항원 자극, 다음과 같은 장기적인 문화 이후 관련 T 세포에서 격리됩니다. TCR의 임의 게놈 통합 α -와 β - 체인 및 비 내생 발기인의 표현이 표현 수준과 속도론의 차이가 발생할 수 있습니다. 체세포 핵 송금을 통해 Epigenetic 프로그래밍 관심의 세포에서 배아 줄기 세포와 마우스를 생성하는 도구를 제공합니다. epigenetic 자국이 재설정하는 동안 따라서, SCNT가 알려진 특이성의 T 세포에 적용되었을 때, 이러한 유전자 V (D) J의 rearrangements는 SCNT - 배아 줄기 세포 (ESCs) 및 그들에서 파생 마우스로 전송됩니다. Toxoplasma gondii 우리에 대해 미리 정의된 specificities와 T 세포가 실험적으로 도입 유전자 수정하지 않고, 그들의 내생 loci에서 특정 TCR을 표현 마우스 모델을 생성하는 데 사용할 수있는 것을 증명하고있다. 이러한 transnuclear 모델 얻을 수있는 상대 간편하고 속도가 다른 질병 모델의 건설에 대한 약속을 보유하고 있습니다.

우리는 체세포 핵 전송 (SCNT)를 통해 epigenetic 프로그래밍이 사전 정의된 T 세포 수용체 (TCR) specificities와 마우스 모델을 생성하는 도구로 사용할 수 여기를 보여줍니다. 이러한 transnuclear 생쥐는 내생 모터의 제어하에 자신의 내생 로커스에서 해당 TCR을 표현.

반대 미리 정의된 T 세포 수용체 Specificities와 Transnuclear 쥐 Toxoplasma gondii SCNT 비아 획득

T 세포와 같은 림프구는 특정 특이성을 가진 수용체를 생성하기 위해 유전적 V(D)J 재조합을 거칩니다1. 재조합된 ...으로 형질전환된 마우스는

항원 특이적 T 세포 수용체 형질전환 마우스는 체세포 핵 이식(SCN)을 통해 사전 정의된 T 세포 수용체 특이성을 가진 마우스 모델을 생성함으로써, T 세포의 발달과 기능을 연구하는 데 필수적이었습니다. 먼저 마우스에 관심 대상인 병원체를 감염시킵니다. 그 후 마우스에서 T 세포를 분리하고, 형광 활성화 세포 분류법(FACS)을 통해 정제합니다.정제된 T-세포는 이후 체세포 핵 이식에 사용됩니다. 배아가 포배 단계에 도달하면 배아줄기세포를 분리합니다. 이 세포들을 포배에 주입한 후, 이를 가임기 가임 마우스(pseudo pregnant mice)로 이식합니다.결과로 태어난 새끼들은 관심 대상인 T-세포 집단이 현저하게 증가하며, 이는 PAX 분석을 통해 검증할 수 있습니다. 안녕하세요, 저는 화이트 생의학 연구소(White Institute for Biomedical Research)의 박사후 연구원 Okta AK입니다. 오늘은 체세포 CLE 전이 블라스트 보조 주입법 및 배아 전이 수행 방법을 보여드리겠습니다.체세포 전이의 주요 장점은 T세포 수용체를 내인성 유전자좌에서 발현하며, 따라서 내인성 프로모터의 조절을 받는 마우스 모델을 매우 빠르게 생성할 수 있다는 점입니다. 체세포 액상 전이는 미리 정의된 T세포 수용체 또는 B세포 수용체 특이성을 가진 마우스 모델을 생성하는 도구로 사용될 수 있습니다. 이는 자가면역, 감염성 질환 및 암과 같은 분야에서 연구하는 사람들에게 특히 유용합니다.복강 내 주사를 통해 Toxoplasma Gandhi와 같은 병원체에 감염되어 면역 반응이 정점에 도달한 마우스로부터 병원체 특이적 T 세포를 분리하기 위해, 안락사시킨 마우스에서 비장을 적출합니다. 이후 공여 세포를 균질화하여 분리한 다음, 형광 표지 항체 및 적절한 테트라머(tetramer)와 함께 배양합니다. 마지막으로, 유세포 분석 분리(FACS)를 수행하여 병원체 특이적 T 세포를 얻습니다. 난자 탈핵 절차 전날 저녁에 수행합니다.주사기를 사용하여 4, 5, 7 µm 크기의 피소(piso) 주입 바늘에 수은을 역방향으로 충전하여 준비합니다. 다음 날, 난자를 수집하여 체세포 핵 이식 프로토콜을 시작하고, 마우스 피펫을 사용하여 페트리 접시 내의 K-S-O-M-A-A 배지 방울로 난자를 옮깁니다. 페트리 접시의 뚜껑에서.PVP 약 10방울, 5 µg/mL의 cyto B를 포함하는 HCZB 약 10방울, 그리고 2.5 µg/mL의 cyto B를 포함하는 HCCB 약 10방울을 떨어뜨려 체세포 핵 이식(somatic cell nuclear transfer, SCNT) 수행을 위한 플레이트를 준비합니다. 이 플레이트를 S-C-N-T-A 플레이트라고 합니다. S-C-N-T-A 플레이트를 도립 복합 현미경의 스테이지 위에 올립니다.다음으로 7 µm 핵 제거용 니들을 마이크로 매니퓰레이터에 장착하고, 폐기용 PVP 용액을 5~10회 흡입하여 세척합니다. 그런저나 페트리 접시에서 중기 2기에 정지된 난자 10~30개를 5 µg/mL Cyto B가 포함된 HCCB 방울 중 하나로 옮깁니다. S-C-N-T-A 플레이트에서 실온으로 5분 동안 배양하며, 배양하는 동안 난자들을 수평으로 정렬합니다.5분이 경과한 후, 핵 제거용 니들을 사용하여 난자를 홀딩 니들 앞에 위치시킵니다. 마이크로 인젝터를 사용하여 진공을 가함으로써 난자를 마이크로 피펫 홀딩 니들에 고정합니다.다음으로, 투명대 제거용 바늘을 사용하여 난자를 회전시켜, 난구질에 비해 매우 투명하게 보이는 염색체 방추사 복합체가 3시 방향에 오도록 맞춘 뒤, 페달을 눌러 피조 펄스(pizo pulse)를 발생시켜 투명대(zona lucida)를 관통합니다. 피조 펄스는 종방향으로 전달되어 제거 바늘의 팁을 진동시키는 기계적 펄스입니다. 이러한 팁의 진동은 투명대를 뚫고 들어가는 것을 돕습니다.투명대(zona pellucida)를 통과한 후, 핵 제거 바늘의 입구를 중기 2기 방추사 옆에 위치시키고 진공을 가합니다. 염색체 방추사 복합체가 바늘 안으로 천천히 이동합니다. 바늘을 제거하면 세포막이 자동으로 밀폐됩니다.마지막으로, 마우스 피펫을 사용하여 핵이 제거된 세포들을 다시 K-S-O-M-A-A 방울로 옮깁니다. 그 다음 동일한 피펫을 사용하여, 세포들을 KSOM AA 방울 사이로 차례로 옮기며 세척합니다. 핵 이식을 수행하기 위해, 마이크로 매니퓰레이터에 장착된 7 µm 핵 제거 니들을 4~5 µm 핵 이식 니들로 교체합니다. 이전과 마찬가지로 PVP를 사용하여 니들을 세척합니다.앞서 분리한 CD8 양성 T 세포를 S-C-N-D-A 플레이트 위의 PVP 한 방울에 넣습니다. 잘 혼합한 후 실온에서 최소 10분 동안 배양합니다. 다음으로, 핵이 제거된 세포 10~30개를 2.5 µg/mL 농도의 HCZB 한 방울로 옮깁니다.S ct. A 플레이트 상의 Cyto B를 실온에서 5분 동안 배양합니다. 배양하는 동안, 핵 이식 바늘을 사용하여 주입 바늘로 세포들을 수평으로 정렬합니다.PVP 배지에서 공여자 CD8 양성 세포를 집어 올린 후, 외막이 분해될 때까지 흡입과 배출을 반복합니다. 필요한 경우, 피조 펄스(pizo pulse)를 가하여 막 조각과 세포질이 보이게 합니다. 핵을 바늘 안으로 끌어당깁니다.그런 다음 핵이 10~30개가 될 때까지 계속해서 수집합니다. 다음으로, 정렬된 탈핵 난자가 포함된 액적(drop)으로 이동합니다. 진공을 가하여 홀딩 니들에 난자 하나를 고정합니다.그런 다음 NU 핵이식 바늘을 zop lucita 옆에 배치하고, 핵이 개구부 반대 방향을 향하게 합니다. 바늘이 zop lucita를 통과할 때까지 pizo 펄스를 가합니다. 마이크로 매니퓰레이터를 밀어 핵 하나를 바늘 끝으로 조심스럽게 이동시킵니다.바늘 끝이 2/3 정도 들어갈 때까지 바늘을 난자 속으로 밀어 넣습니다. 약간의 음압을 가하여 난자 막의 일부가 바늘 안으로 들어오게 합니다. 다음 단계는 매우 중요합니다.난자가 실제로 열려 있는 유일한 시기이므로, ZO 펄스를 한 번 가합니다. 그런 다음 양압을 가하여 바늘 밖으로 핵을 밀어냅니다.바늘 끝이 난자의 약 3분의 1 지점에 위치하도록 조심스럽게 뒤로 당긴 다음, 음압을 가하면서 바늘을 계속해서 뒤로 당겨 난자를 밀봉합니다. 각 난자에 대해 이 단계를 반복합니다.모든 난자에 핵이 이식되면, 난자들을 페트리 접시로 옮긴 후 37°C에서 최소 30분 동안 배양한 KS OM AA 배지의 방울 사이로 차례로 옮기며 세척합니다. 배양이 끝나면 SCN T 배아를 염화 스트론튬이 포함된 칼슘 제거 활성화 배지 방울로 옮깁니다. 염화 스트론튬은 수정 과정에서와 유사하게 칼슘 진동을 유도하여 난자를 활성화합니다.6시간 동안 배양합니다. 원하는 경우, 히스톤 탈아세틸화 효소의 비특이적 억제제인 TSA를 활성화 배지에 첨가하십시오. 활성화 후 효율을 높이기 위해 도립 현미경으로 배아를 관찰하여 가성 전핵(pseudo pronuclei) 또는 PPN 양성 SCNT 배아의 수를 확인합니다. PPN은 그 외형으로 식별할 수 있습니다.이들은 난자와 같은 형태를 띱니다. 세척 후 배양합니다. 배아를 K-S-O-M-A-A 배지에 떨어뜨려 37 °C에서 3.5일 동안 배양하여 배반포 단계에 도달하게 합니다.우선, 방금 보여드린 핵 제거(nucleation) 및 핵 이식(NU nuclear transfer) 절차를 정확하게 수행하는 데 집중하십시오. 이 기술들을 숙달하면 다음 절차들을 더 쉽게 관리할 수 있습니다. 여기에 사용된 배아줄기세포(ES cells)는 표준 기술을 사용하여 유도되었습니다.이것들은 교배 후 3.5일째인 blast assisted injection 당일에 준비해야 합니다. PVP와 HCZP가 포함된 방울을 도말하여 멸균된 박테리아 디쉬의 뚜껑을 준비하십시오. 그런 다음 이전과 동일하게 piezo pulse용 15 micrometer 주사 바늘을 준비하십시오.다음으로, 주입 바늘을 마이크로 매니퓰레이터에 장착하고 PVP 전이액으로 세척합니다. HCZB 방울에 10~30회 블래스트 어시스트(blast assist)를 수행합니다. 그다음, ESL 현탁액 5~50 µL를 또 다른 HCZB 방울에 넣습니다.ES 세포를 쉽게 채취할 수 있을 만큼 충분한 양이 있어야 하지만, 너무 밀집되어서는 안 됩니다. 다음으로, 주입 바늘을 사용하여 30~100개의 ES 세포를 채취합니다. 배반포 보조 장치가 있는 방울로 이동합니다.블라스트 어시스트를 수평으로 맞추고 진공을 가하여 홀딩 니들로 하나를 고정합니다. 인젝션 니들을 사용하여 내세포집단이 9시 방향에 올 때까지 블라스트 어시스트를 회전시킵니다. 인젝션 니들을 3시 방향에 위치시킵니다.바늘 끝에 ES 세포가 없는지 확인하고, 주입 바늘이 투명대와 내세포집단을 통과하여 배반포강 내로 들어갈 때까지 피조 펄스를 가합니다. 5~15개의 ES 세포가 내세포집단에 부착될 수 있도록 방출합니다. 모든 배반포에 주입이 완료될 때까지 이 과정을 반복합니다.K-S-O-M-A-A로 두 번 세척한 후, 가임치 환축 마우스로의 외과적 배아 이식을 진행합니다. 마취된 가임치 환축 수용 마우스를 수술 구역에 배치합니다. 전기 면도기를 사용하여 우측 하복부의 털을 제거합니다. 해부 현미경 하에서 요오드 기반 용액과 70% ethanol을 사용하여 해당 부위를 소독합니다.가위로 피부를 절개한 다음, 닫힌 가위를 피부와 복막 사이에 넣고 가위를 벌려 복막을 피부로부터 분리합니다. 복막을 통해 붉은 점처럼 보이는 난소를 찾습니다. 그런 다음 가위를 사용하여 해당 부위의 복막을 절개합니다.포셉을 사용하여 UCT 또는 주변 지방을 조심스럽게 잡고, 마우스 피펫에 연결된 모세관을 이용해 자궁을 끌어냅니다. 포셉으로 수란관과 자궁을 잡은 상태에서 약 10개의 배반포 그룹을 채취합니다. 바늘을 사용하여 자궁에 작은 구멍을 뚫습니다.그런 다음 배아 이식 보조 장치가 장착된 모세관을 자궁강 내로 삽입하고 배아를 방출합니다. 자궁을 복강 내로 다시 밀어 넣습니다. 복막의 가장자리를 찾아 몇 바늘 꿰매어 닫아줍니다.스테이플러로 마우스의 피부를 몇 군데 봉합합니다. 진통제를 피하 투여합니다. 그 후 마우스를 가열 램프가 있는 케이지로 다시 옮깁니다.마우스가 깰 때까지 호흡 상태를 모니터링하십시오. 핵 제거 및 체세포 핵 이식 후, 배아의 약 70%에서 가성 전핵이 양성으로 나타났습니다.이 그림에서 보는 바와 같이, 6시간 또는 10시간 동안 TSA로 처리했을 때는 아무런 효과가 없었습니다. 배양 후 3.5일이 지나자, 배아의 5~10%가 배반포로 발달했습니다.마찬가지로, TSA의 첨가는 배반포 보조 발달률에 아무런 영향을 미치지 않았습니다. 이후 SCNT 배반포 보조물을 사용하여 배아줄기세포를 유도하였습니다. TSA는 배반포 보조물로부터 ESL이 유도되는 비율을 유의미하게 향상시켰습니다.S-C-N-T-E-S 세포는 키메라 마우스를 생성하는 데 사용됩니다. 이 마우스들로부터 혈액을 채취하고, 여기에 나타난 것과 같이 FACS 분석을 통해 특정 T 세포의 존재 여부를 분석합니다. 혈액을 anti CDA 항체와 특정 테트라머(tetramer)로 염색하면, 이중 양성 집단을 식별할 수 있습니다.SCNT에 사용된 공여 세포가 정확한 특이성을 가졌음을 나타냅니다. 지금까지 체세포 LU 이식, 배반포 보조 주입 및 배아 이식 수행 방법을 보여드렸습니다. 가장 중요하게 고려해야 할 점은 T세포 또는 B세포의 순도입니다.체세포 이식 방법을 익히고 배아가 포배 단계에 도달하면, 이를 가상 임신된 암컷에 직접 이식하거나, 배아줄기세포를 유도하여 키메라 생쥐를 생성하는 방법 중 하나를 선택할 수 있습니다.

transnuclear-mice-with-pre-defined-t-cell-receptor-specificities

Research

연구

JoVE Journal

Immunology and Infection

면역학 및 감염학

우리는 retroviral 전달을 사용하여 항원 - 특정 마우스 T - 세포를 생산하는 프로토콜을...

마우스 T - 세포에서 T - 세포 수용체의 Retroviral 전달

유도된 pluripotent 줄기 (IPS) 세포로부터 T lymphocytes의 생성은 T 세포 기반 immunotherapy에 대한 배아 줄기 세포를 사용하는 대체 방식을 제공합니다. 방법 중 하나를 이용하여...

T Lymphocytes쪽으로 유도 Pluripotent 줄기 세포의 분화 감독

인간화 마우스를 사용하여 종양 특정 T 세포의 생성 및 특성이 여기에 설명되어 있습니다. 인간 thymic 조직 및 유전자 변형 인간의 조혈 줄기 세포는 면역 저하 된 쥐에 이식되어 있습니다. 안티 종양 면역 반응의 생체 시험에서 허용하는 엔지니어링 인간의 면역 시스템의 reconstitution에이 발생합니다.

줄기 세포 기반 유전자 치료 종양 모델로 BLT 인간화 마우스를 사용하여

여기에서 우리는 필요한 도구를...

생체 마우스 Neuroepithelium에서 단일 세포 분열의 라이브 영상

이 프로토콜을 사용하여, 우리는 시각화 및 encysting 기생충 감염된 신경 세포 사이의 공간 관계의 분석을 가능하게 기생충 톡소 포자충, 감염된 마우스의 이미지를 160 μm의 두께 뇌 부분에 수 있었다.

신경 세포의 3 차원 이미징 및 분석 감염 생체와 톡소 포자충

이진 유전 전략을 활용하여 Cre 매개 재조합 후 상보적 시냅스 경진 추적자를 발현하는 마우스의 신경 회로 추적을 위한 자세한 프로토콜을 제공합니다. 세포 특이적 추적자 생산은 유전적으로 암호화되기 때문에 당사의 실험적 접근 방식은 단일 세포 해상도에서 쥐 배아 뇌 발달 중 신경 회로의 형성 및 성숙을 연구하는 데 적합합니다.

배아 마우스의 뇌에 추적 조건부 유전 Transsynaptic

Forward genetics는 세포 내 병원체에서 세포 자율 면역에 대한 저항에 중요한 유전자를 식별하는 강력한 접근 방식입니다. 현재 접근 방식은 선천성 면역 세포, 특히 대식세포를 사용하여 면역 회피에 중요한 새로운 Toxoplasma gondii 유전자를 식별합니다.

앞으로 유전학 식별하는 대 식세포를 사용하여 화면<em&gt; 톡소 포자충</em&gt; 유전자 중요 저항이하는 IFN-γ 의존 세포 자치 내성

장 신경계는 장에서 증식하고 이동하고 군체화하는 신경능선세포에 의해 형성됩니다. 신경능선세포(neural crest cell)는 신경전달물질 표현형에 특이적인 마커를 가진 뉴런으로 분화합니다. 이 프로토콜은 장 신경계 신경전달물질 발현을 시각화하기 위해 쥐 배아 위장관을 해부, 고정 및 면역 염색하는 기술을 설명합니다.

쥐 장내 신경 시스템 개발을 시각화하는 면역 염색

우리는 단일 T 세포 수용체(TCR) 레트로바이러스 기반 생체 내 발현 시스템을 위한 빠르고 유연한 프로토콜을 제시합니다.  레트로바이러스 벡터는 골수 전구 세포를 transduction하여 TCR 형질전환 마우스의 대안으로 in vivo에서 단일 TCR의 T 세포 발달 및 기능을 연구하는 데 사용됩니다.

골수 전구 세포의 레트로 바이러스 형질 도입은 T 세포 수용체 Retrogenic 마우스를 생성하는

여기에 제시 라이브 마우스 안구 표면 이미징을위한 다광 현미경 플랫폼입니다. 형광 형질 전환 마우스는 안구 표면 내의 세포 핵, 세포 막, 신경 섬유 및 모세 혈관의 시각화를 가능하게합니다. 콜라주 구조에서 파생된 비선형 제2 고조파 생성 신호는 기질 아키텍처에 대한 라벨없는 이미징을 제공합니다.

마우스 각막과 결막의 라이브 이미징을 위한 맞춤형 다광현미경 플랫폼

이 논문은 인간 특이적 항-CD19 단클론 항체를 방사선 표지하는 방법론과 생체 내 PET 이미징, 생체 외 감마 계수 및 자가 방사선 촬영 접근법을 사용하여 다발성 경화증 마우스 모델의 중추 신경계 및 말초 조직에서 B 세포를 정량화하는 데 사용하는 방법을 자세히 설명합니다.

양전자 방출 단층 촬영을 사용한 실험적 자가면역 뇌척수염 마우스 모델에서 CD19+ B 세포 이미징

배우세요 SCNT를 이용해 Toxoplasma gondii 특이 T 세포 수용체를 가진 생쥐 모델을 생성하는 방법을. FACS 정제와 핵이식을 통해 면역학 및 감염병 연구에 활용할 수 있습니다.

반대 미리 정의된 T 세포 수용체 Specificities와 Transnuclear 쥐 Toxoplasma gondii SCNT 비아 획득

더 많은 동영상 탐색