Name: 이식 근육 전구 세포를 타겟팅 할 수 분자 이미징 (동영상) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-03-27T08:54:00.000+00:00
Duration: 9 min 24 s
Description: 배우세요 생체 발광 이미징을 이용한 근육 전구 세포 이식의 비침습적 평가 방법을. 삼중 융합 리포터 유전자로 C2C12 세포를 표지하고 이식 후 세포 추적 및 생존율을 분석합니다.

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저자는 fluc/mrfp/sr39tk의 리포터 유전자의 선물 Sanjiv Gambhir 감사드립니다. 이 작품은 캐나다의 줄기 세포 네트워크 (SCN), 그리고 제시의 여행 재단의 지원을받는되었다.

1. C2C12 Myoblasts의 유지 관리 및 전파 <ol><li> 판 C2C12 75cm 2 플라스크에 myoblasts와 10 %의 최종 농도에 태아 소 혈청 (FBS)와 보충 높은 포도당 Dulbecco의 수정 된 이글의 세럼 (HG-DMEM)에 세포를 유지하고 있습니다. 이 myoblastic 인구를 고갈되므로 세포는 언제든지 합류가하는 것을 허용하지 않습니다. ° C 사용하기 전에 물을 욕조에 37 항상 따뜻한 매체 :. 매체는 매일 참고 변경해야합니다. </li><li> myoblasts이 약 80 % 합류가되면 새로운 플라스크에 통과 세포. 문화 매체를 대기음. 트립신 억제 혈청을 포함 문화 매체의 모든 흔적을 제거하는 4-5 ML 행크스 균형 소금 솔루션 (HBSS)으로 세포를 씻으십시오. 간단히 2-3 ML 0.25 % 술병에서 자기편 myoblasts을 해리하는 (w / V) 트립신 - EDTA (에틸렌 다이아 민 테트라 초산) 솔루션과 세포 레이어를 씻어. 5 분에 37 ° C에서 보육의 트립신과 장소 플라스크를 대기음. </li><li> 이 incuba 동안기는 HG-DMEM/10 % FBS 매체의 구 ML로 새 플라스크를 준비합니다. trypsinization 후, 중간에있는 모든 세포의 수집을 보장하기 위해 셀 및 피펫 4-5 시간에 완벽한 매체 10 ML를 추가합니다. 새로운 플라스크에 세포 현탁액 1 ML을 추가하고 37 5 % CO 2에 품다 ° C. </li></ol> 2. C2C12 세포 Transfection <ol><li> 일단 세포는 Invitrogen에서 제조업체의 지침에 따라, confluency 50 %를 transfect에 도달했습니다. 간단히, 4.5 ML OPTI-가상 매체와 90 μl Lipofectamine 2000 시약 조화를 이루고 있습니다. 또 다른 관에서 4.5 ML OPTI-가상으로 36 μg CMV-trifusion 기자 유전자 DNA가 조화를 이루고 있습니다. 5 분을 결합하고 기다리는 각 관을 긋기. 두 튜브의 내용을 결합하여, 부드럽게 혼합 정확히 삼십분 동안 실온에서 배양 참고 :. 두 번째 플라스크는 단지 부정적인 제어 역할을 Lipofectamine 및 OPTI-가상을받을 수 untransfected 셀에 설정해야합니다. </li><li> C2C12 세포에서 미디어를 제거하고 15.5을 추가신선한 HG-DMEM/10 % FBS 매체의 ML. 20 ML에 총 볼륨을 가져 transfection 매체를 추가 할 수 있습니다. </li><li> 세포가 37 최소한 20 시간을 위해 밤새 transfect 할 수 있도록 허용 ° C. </li><li> 다음 날, transfection 매체를 대기음 10 ML HG-DMEM/10 % FBS를 추가합니다. </li><li> 역 형광 현미경으로 세포를 볼 수 있습니다. 시야과 붉은 형광 이미지를 모두 캡처 (TRITC 필터 큐브를 이용하여, mrfp 예 / EM : 607분의 584 nm의). transfection 효율을 생성하는 뷰의 여러 분야에 대한 시야에서 볼 셀의 총 횟수로 나눈 형광에서 볼 RFP - 표현 세포의 수를 계산합니다. </li></ol> 3. 셀 Survivability / MTT 분석의 평가 <ol><li> 24 잘 플레이트의 각도에 transfection, 판 1x10 5 C2C12 세포하기 전에 어느 날. 셀은 HG-DMEM/10 % FBS 500 μl 권 도금해야합니다. </li><li> 다음 날, transfect의 myoblasts 하룻밤 이전에 설명 된대로. transfection 시약에 대한 제조업체의 제안에 따라24 잘 접시 t 권. 컨트롤에 불과 Lipofectamine (NO DNA)와 우물 세트를 품다. 그 적절한 transfection가 발생했습니다 보장하기 위해 형광에 따라 세포를 볼 수 있습니다. </li><li> HG-DMEM/10 % FBS 5 MG / ML thiazolyl 블루 tetrazolium 브로마이드 (MTT)에 transfection 매체 및 품다 myoblasts을 제거합니다. transfected 우물의 8 D-luciferin을 추가, 4 시간 동안 37 ° C에서 알을 품다. </li><li> 우물에서 매체를 제거합니다. 각도에 이소프로판올 180 μl를 추가하여 파란색 formazan의 결정을 Solubilize. 15 분에 37 ° C에서 흔들어. </li><li> 96 - 웰 플레이트에있는 침전물, 피펫 솔루션을 피하고 575 nm의에서 흡광도를 참조하십시오. </li></ol> 4. 이식을위한 Myoblasts의 작성 <ol><li> , 미디어를 제거 HBSS와 myoblasts을 씻고, 및 1.1에 명시된 바와 같이 셀을 trypsinize. </li><li> 전체 매체 중 4 ML의 세포를 다시 일시 중지합니다. </li><li> hemocytometer 사용 10 6 myoblasts를 포함하는 볼륨을 생성하기 위해 셀을 계산합니다. 피펫 권멸균 1.5 ML의 microtubes에 매화. ~ 10 %의 transfection 효율이 값은 100,000 루시 페라 제 - 표현 세포가 이식 후 GE ExploreOptix 스캐너에서 감지되고있는 것으로 나타났습니다. </li><li> 10 6 C2C12 세포를 포함, 15 μl의 최종 주입 볼륨을 충족해야합니다. 필요한 경우, 1 분에 2,000 rpm으로 microtubes을 원심 분리기. 피펫으로 표면에 뜨는을 자세히 대기음. HG-DMEM는 FBS를 부족의 15 μl로 세포를 다시 일시 중지합니다. </li></ol> 5. 세포 주입 <ol><li> 2퍼센트 2 / isoflurane % O 2 마우스를 마취. 등쪽의 뒷다리 영역에서 머리카락을 따. 1.5 % 2 / isoflurane % O 2 마취를 유지합니다. </li><li> 확인 C2C12 myoblasts도 일시 중지됩니다. 쉬운 위치에 마우스로, 뒷다리 다리를 확장하고 직접 30 ° 각도에서 gastrocnemius 근육의 외측 머리에 세포를 주입하는 인슐린 주사기를 사용합니다. 오른쪽 뒷다리와 untransfected myoblasts의 정수로 transfected myoblasts를 삽입contralateral (왼쪽) 뒷다리 다리를 O. </li><li> 기준 bioluminescence 검사를 수행 빠르게 발생하기 쉬운 위치에 마우스를 놓고, 광학 스캐너에 무대에 마우스를 전송할 수 있습니다. 마취 줄을 연결. 마우스가 anesthetized 상태로 유지하려면, 두 사람이 마취 라인을 연결하기 위해 존재해야합니다 스캐너의 다른 장소 동물 동안. </li><li> 분사의 영역이 표시되도록 부드럽게 뒷다리 다리를 확장합니다. 예를 들어, 의료 테이프와 같은 부드러운 접착제와 장소에 테이프를 두 다리. </li><li> 챔버를 닫고이 감지 배경 신호를 증가로 더 빛이, 스캐너의 내부에 액세스 할 수 없습니다 있는지 확인합니다. 스캐너는 bioluminescence 이미징에 대한 제조업체의 지침에 포함 된 매개 변수를 설정해야합니다. 특히, &quot;더 이상 레이저&quot;를 선택하지 않습니다 보장합니다. </li><li> 뽑혀 지역 및 시작 검사 주변 관심 (ROI)의 영역을 그립니다. </li></ol> 6. MDX 마우스로 Fluc 기판, D-luciferin의 주입 &lt;좋았어요&gt; <li> 마우스가 anesthetized intraperitoneally는 반딧불 루시 페라 제 기판, D-luciferin의 150 밀리그램 / kg를 주입하는 동안 (40 MG / ML 주식 솔루션에서, 제조업체의 지침에 따라 구성). </li><li> 마우스를 복구하고 다음 스캔을 위해 마우스를 준비하기 전에 15 분 정도 호응 기간을 허용합니다. </li></ol> 7. BLI는 DMD의 마우스 모델에 임플란트 후 루크 - 표현 MPCs를 타겟팅 할 수 <ol><li> 5.1에서 설명 된대로 이해 기간 후, 다시 마우스를 마취. </li><li> 광학 스캐너에 다시 마우스를 전송하고 백그라운드 검색과 같은 방식으로 다른 bioluminescence 검색을 수행합니다. </li><li> 20 분 통풍 관 기간이 최대 신호 강도를 제공해야하지만, 이후의 스캔이 수행 될 수 있습니다. </li><li> 이미지 수집이 완료되면, 당신의 기관 동물 윤리위원회 및 동물 관리 (CCAC)의 캐나다 협의회가 설정 한 지침에 따라 마우스를 희생. 내가 바로 뒷다리의 근육과 장소를 분리N 포르말린 10 % 파라핀 근입을 수정합니다. myoblasts의 근육 주사를 확인하는 루시 페라 제에 대한 immunohistochemistry 착색을 수행합니다. </li></ol>

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</ol>

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본 연구에서는, 우리는 이식 후 비 invasively 대상 myoblasts / MPCs에 신속하고 신뢰할 수있는 분자 영상, 리포터 유전자의 접근 방식을 설명하고 있습니다. 이 연구는 bioluminescense 이미징 (BLI), 사실은, 쉽게 세포의 주입을 통해 세포 engraftment의 길이 방향 평가에 적용 할 수있는 세포를 타겟으로하는 방식을 통해 이식 MPCs의 단기 현지화을 보여줍니다 동안 안정적으로 명시 리포터 유전자. 이를 위해, 우리 그룹은 통일 리포터 유전자를 가지고 있고, 유전자 변형 마우스 라인을 생성하고 있습니다. 리포터 유전자를 표현 만 셀 BLI를 사용하여 시각화를 위해 광자를 생성하기 위해 D-luciferin을 산화. D-luciferin의 산화는 유전자 발현에 의존하기 때문에,이 비 invasively 이미지를 가능한 이식 세포에있는 강력한 기술입니다. FACS를 통해 격리 이러한 유전자 변형 마우스 및 위성 세포 (SCS)에서 수확 근육 ...

<table border="1"><tbody><tr><td> 시약의 이름 </td><td> 회사 </td><td> 카탈로그 번호 </td><td> 코멘트 (선택 사항) </td></tr><tr><td> C2C12 myoblasts </td><td> ATCC </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Dulbecco의 수정 된 이글의 매체 </td><td> 생명 기술 </td><td> 12800-017 </td><td></td></tr><tr><td> 태아 소 혈청 </td><td> 생명 기술 </td><td> 12483020 </td><td></td></tr><tr><td> 0.25 % 트립신 - EDTA (에틸렌 다이아 민 테트라 초산) </td><td> 생명 기술 </td><td> 25200-72 </td><td></td></tr><tr><td> 행크스 균형 소금 솔루션 </td><td> 시그마 알드리치 </td><td> H6648 </td><td></td></tr><tr><td> Lipofectamine 2000 </td><td> 생명 기술 </td><td> 11668-019 </td><td></td></tr><tr><td> 니콘 이클립스 TE2000-5 </td><td> 니콘 인스트루먼트 주식회사 </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Xenolight D-luciferin </td><td> PerkinElmer </td><td> 122796 </td><td> PBS 40 MG / ML </td></tr></tbody></table>

이식 근육 전구 세포를 타겟팅 할 수 분자 이미징

Molecular Imaging to Target Transplanted Muscle Progenitor Cells

Duchenne 근육질 영양 장애 (DMD)는 3500 소년의 1에 영향을 미치는 심각한 유전 신경 근육 장애이며, 진보적 인 근육 퇴행 1, 2에 의해 특징입니다. 환자에서 손상된 myofibers를 다시 생성 할 수 주민 근육 위성 세포의 능력 (SCS)는 4 점점 비효율적이된다. 따라서, 건강 분야에서 근육 전구 세포 (MPCs) / myoblasts의 이식은 DMD에 유망한 치료 방법이다. 줄기 세포 치료의 사용에 대한 주요 제한은, 그러나, 이식 세포의 장기 모니터링을위한, 그 효과를 평가하기위한 신뢰할 수있는 이미징 기술의 부족이다. 여기, 우리는 myoblast 이식의 성공 여부를 평가하는 비 침습적, 실시간 접근 방식을 설명합니다. 이 방법은 (반딧불 루시 페라 [fluc], monomeric 붉은 색 형광 단백질 [mrfp]와 sr39 thymidine의 키나제 [sr39tk]) expre 유전자로 구성된 통합 된 퓨전 리포터 유전자 활용ssion은 여러 이미징 modalities 9, 10으로 이미징 할 수 있습니다. 양전자 방출 단층 촬영 (PET), 단일 광자 방출 계산 된 단층 촬영 (SPECT), 자기 공명 영상 (MRI), 광학 이미징, 높은 주파수 3D-초음파 등의 영상 modalities의 다양한 고유의 장점과 한계를 각각, 지금 사용할 수 있습니다 11. Bioluminescence 이미징 (BLI) 연구 예를 들어, 상대적으로 낮은 비용과 높은 처리량가되는 장점이 있습니다. 그것은이 연구에서, 우리는 마우스에 주입 후 가능한 C2C12 myoblasts의 단기 현지화를위한 융합 유전자 및 bioluminescence 이미징 (BLI) 내에 포함 된 반딧불 루시 페라 제 (fluc) 리포터 유전자 시퀀스를 이용, 이런 이유로 DMD의 모델 12-14 (X 염색체 [MDX] 마우스에 근육 영양 장애). 중요한 것은, BLI라는 MPCs 후 주입의 동력학을 검토 할 수있는 수단으로 우리를 제공하며, t를 통해 반복적으로 세포를 추적 할 도움이 될 것입니다IME와 다음과 같은 마이그레이션. 우리 리포터 유전자 접근 방식이 더 우리는 하나의 생활 주제에 여러 이미징 modalities를 병합 할 수 있습니다, 단층 자연, 훌륭한 공간 해상도와 큰 동물과 인간 10,11까지 확장 할 수있는 능력에 따라, PET 미래 작업의 기초를 형성 할 우리 제안은 잠복기 모델 및 임상 응용 프로그램에 세포 개발 방법의 급속한 번역을 촉진 할 수 있습니다.

50~60% confluency시, C2C12 myoblasts는 transiently 위에서 언급 한 퓨전 기자 유전자가 반딧불 루시 페라로 구성된 구조와 transfected되었습니다 [fluc], monomeric 붉은 색 형광 단백질 [mrfp]와 sr39 thymidine 키나제 [sr39tk] (그림 1A). Transfection 효율은 건설 기자의 mrfp 시퀀스의 활용, 형광 현미경 (인물 1B, C)을 통해 계산되었다. 셀 survivability은 BLI 기판, D-luciferin (그림 1D)과 라벨에 의해 영향을받지 않는다되었다. transfection 후, 약 100,000 mrfp - 표현 myoblasts는 MDX 마우스의 gastrocnemius 근육 (이전에 원고를 제출 결정)에 intramuscularly 이식 된, 100,000 untr...

myoblast 이식의 성공 여부를 평가하는 비 침습적 방법이 설명되어 있습니다. 방법은 그의 표현 다른 이미징 modalities를 이미징 할 수 있습니다 유전자로 구성된 통합 된 퓨전 리포터 유전자의 장점을 걸립니다. 여기, 우리는 사용을<em&gt; fluc</embioluminescence 이미징을 통해 세포를 타겟팅 할 수&gt; 리포터 유전자 시퀀스.

Duchenne muscular dystrophy (DMD) is a severe genetic neuromuscular disorder that affects 1 in 3,500 boys, and is characterized by progressive muscle ...

이 절차의 전반적인 목표는 리포터 유전자 접근법과 생물 발광 이미징을 사용하여 근아세포 이식의 성공을 비침습적으로 평가하는 것입니다. 이는 CMV 프로모터의 제어 하에 f Luke, MRFP 및 SR three 90 tk를 발현하는 tri fusion 보고 유전자를 불멸화된 C two C 12 근아세포 세포주에 먼저 도입함으로써 달성됩니다. 두 번째 단계는 포터 유전자를 발현하는 근아세포의 수를 정량화하는 것입니다.이 연구에서는 형광 현미경에서 MRFP 발현 세포를 계수하여 transfection 효율을 계산합니다. 다음으로, 15마이크로리터 이하의 부피로 5개의 공학적 세포 중 10개를 영양이영양증 MDX 마우스의 뒷다리에 근육 주사로 이식합니다. UNT 형질주입된 세포를 대조군으로 반대쪽 뒷다리에 이식한 다음 기준선 스캔을 수행합니다.마지막 단계는 복강내를 삽입하고, 약 20분의 흡수 기간 후에 f Luke가 보고한 유전자 기질 루시퍼를 주입하고, 이식된 세포의 이미지를 획득하기 위해 두 번째 생물 발광 스캔을 수행하는 것입니다. 궁극적으로, 루시퍼의 흡수는 보고 유전자를 발현하지 않는 대조 세포에서 검출 가능한 생물 발광이 없는 세포를 발현하는 f Luke에서 특이적으로 관찰됩니다. 이 방법은 이식 후 세포의 이동, 이식 후 세포 생존과 같은 경미한 손실 전달 기술 분야의 주요 질문에 답하는 데 도움이 될 수 있습니다.이 기술의 의미는 뒤셴 근이영양증(Duchenne muscular dystrophy)과 같은 근육 질환 치료로 확장되는데, 이는 비침습적으로 세포를 표적으로 하는 빠르고 신뢰할 수 있는 수단이기 때문입니다.이식 후 시간이 지남에 따라 생착 부위를 평가하고 치료의 성공 또는 실패를 평가할 수 있습니다. 이 절차를 시연하는 것은 대학원생인 Kelly gut pe와 우리 실험실의 연구 기술자인 Rebecca Mcg가 될 것입니다. 이 세포주에 대한 표준 절차에 따라 10% 태아 혈청이 있는 고혈당 dcos 변형 독수리 배지에서 Culture C two C 12 myoblasts를 배양합니다. 세포가 80% 이상 합류하지 않도록 하면 근세포 개체군이 고갈될 수 있습니다.transfection을 위해 세포를 준비하려면 먼저 HBSS 헹굼 세포층을 트립신으로 간단히 덮어 스톡 플라스크에서 세포를 수확합니다. 그런 다음 트립신을 빠르게 흡인하고 플라스크를 조직 배양 인큐베이터에 5분 동안 넣습니다. 배양하는 동안 각각 9ml의 배양 배지를 포함하는 2개의 T 75 플라스크를 준비합니다.배양 시간이 완료되면 플라스크에 10ml의 배지를 추가하고 플라스크 바닥에서 배지를 4-5회 헹구어 모든 세포를 채취합니다. 그런 다음 각 T 75 플라스크에 스톡 T 75 플라스크에서 세포 현탁액의 10분의 1을 시딩합니다. 이 절차를 처음 시도할 때 MTT 분석을 수행하여 세포 라벨링이 세포 생존 및 분화에 미치는 영향과 이식 전에 조작된 근아세포의 생존 가능성을 평가합니다.세포가 50% confluence에 도달하면 제조업체의 지침에 따라 Lipofectamine 2000을 사용하여 4.5ml 용량의 최적으로 1개의 T 75 플라스크에 36마이크로그램의 CMV Tri fusion reporter 유전자를 transfection합니다. 또한, DNA가 없는 lipo 2000 및 optimum만을 음성 대조군으로 사용하여 두 번째 T 75 플라스크의 모의 transfection을 수행합니다. 세포가 다음날 섭씨 37도에서 최소 20시간 동안 transfection되도록 하고, transfection 배지를 흡인하고, 도립 형광 현미경을 사용하여 적절한 부피의 배양 배지로 교체합니다.명시야 형광 이미지와 적색 형광 이미지를 모두 캡처하여 transfection 효율을 계산합니다. 트립신(trypsin)에 의해 형질주입된 근아세포(myoblast)를 수확하고 4ml의 완전한 배지에 세포를 현탁시켜 복원한 후, 혈세포 분석기를 사용하여 세포 계수를 수행합니다. 약 10%의 형질 주입 효율을 가진 멸균 1.5 밀리리터 마이크로 튜브에 6개의 세포를 피펫 10개씩 넣는다.이 수의 세포는 이식 후 세포를 발현하는 100, 000개의 검출 가능한 루시퍼 어레이를 생성해야 하며, 최종 주입량은 15 마이크로리터여야 한다.튜브의 부피가 이보다 크면 마이크로 튜브를 2000RPM에서 1분 동안 원심분리하고 supinate를 가라앉힌 다음 최대 15마이크로리터의 성장 부피로 reus bending합니다. FBS가 부족한 매체 : 마취 유지를 위해 2%의 불소를 1.5%의 불소로 전환하여 마우스에 마취를 유도한 후. 절차가 진행되는 동안 마우스를 엎드린 자세로 놓고 등쪽 뒷다리 부위의 털을 뽑습니다.C 2 C 12 근아세포가 잘 부유되어 있는지 확인한 다음 세포 현탁액을 인슐린 주사기에 로드합니다. 세포를 위근육의 외측 머리에 30도 각도로 직접 주입합니다. 오른쪽 뒷다리에 형질주입된 근아세포를 주입한 후, 반대쪽 뒷다리에 UNT 형질주입된 근아세포로 절차를 반복합니다.기준선 생물 발광 스캔을 수행합니다. 한 사람이 마우스를 광학 스캐너의 스테이지로 빠르게 옮기고 마우스를 엎드린 자세로 놓아야 합니다. 두 번째 사람이 동시에 마취 라인을 연결하여 마우스가 마취 상태를 유지하도록 합니다.뒷다리를 부드럽게 펴고 의료용 테이프를 사용하여 주사 부위가 모두 보이도록 팔다리를 제자리에 고정합니다. 챔버를 닫고 감지된 배경 신호가 증가하므로 스캐너 내부에 빛이 접근할 수 없는지 확인하십시오. 스캐너는 생물 발광 이미징에 대한 제조업체의 지침에 포함된 매개변수로 설정해야 합니다.뽑아낸 주입 영역 주위에 관심 영역을 그리고 스캔을 시작하여 마우스가 마취되는 동안 기준선 이미지를 얻습니다. 복강내. 반딧불이 루시페라제 기질 루시퍼(Lucifer) 1kg당 150mg을 주입합니다. 마우스를 깨끗한 케이지에 넣고 마취에서 회복될 때까지 기다립니다.다음 스캔을 위해 마우스를 준비하기 전에 15분 동안 흡수 시간을 허용합니다. 15분의 흡수 시간 이후. 마우스를 마취하고 이전과 같이 스캐너로 옮깁니다.배경 스캔과 동일한 방식으로 발광 스캔으로 두 번째 작업을 수행합니다. 총 20분의 흡수 시간은 최대 신호 강도를 제공해야 하지만 원하는 경우 후속 스캔을 수행할 수 있습니다. 이 회로도는 CMV Tri Fusion 리포터 구성을 보여줍니다.왼쪽 패널은 융합 리포터 플라스미드로 형질 주입된 C two C 12 근아세포의 명시야 이미지를 보여주고, 오른쪽 패널은 여기에서 볼 수 있는 형광 이미지와 동일한 영역을 보여줍니다. 근아세포가 주입된 뽑힌 뒷다리 영역을 둘러싸기 위해 관심 영역이 그려집니다. 생물 발광은 배경 스캔 중에 감지되지 않습니다.루시퍼리안 주사 후 23분이 지나면 근아세포를 발현하는 루시페라아제를 주입한 오른쪽 뒷다리에서 명확한 신호가 감지됩니다. 보이는 바와 같이 절제되지 않은 근아세포가 주입된 반대쪽 뒷다리에서는 생물 발광이 감지되지 않습니다. 여기서 반딧불이 루시페라제 항체를 이용한 면역조직화학은 형질주입된 C, 2, C, 12 세포의 근육내 이식을 확인한다.이 절차를 시도하는 동안 무균 조직 배양 기술과 발달 후 적절한 동물 취급 방법을 사용하는 것을 기억하는 것이 중요합니다. 이 기술은 근육 질환 분야의 연구자들이 질병의 전임상 소동물 모델에서 세포 치료의 효능을 탐구할 수 있는 길을 열었습니다. 그런 다음 나중에 환자를 대상으로 한 임상 환경에서 이 비디오를 시청한 후 세포를 이식하는 방법과 생체 발광 이미징을 사용하여 엔지니어링된 이식된 근아세포를 비침습적으로 국소화하는 방법을 잘 이해하게 될 것입니다.

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Research

연구

JoVE Journal

Medicine

의학

작은 동물의 근육 Engraftment의 역학에 의해 추적 VIVO에서 형광 이미징

생체내 bioluminescence과 자기 공명 영상에서 (I), 그리고 (ii) 해부 histological 분석 :이 문서를 사용하여 쥐 두뇌에있는 세포 이식의 multimodal 이미징을위한 이벤트를 최적화된 순서를 설명합니다. 하나의 동물에서 이러한 이미징 modalities를 결합하면 높은 해상도, 민감도와 특이성과 세포 이식 평가를하실 수 있습니다.

마우스의 중추 신경계에서 줄기 세포 주입의 Multimodal 이미징

복잡한 조직 대중은 장기에서 종양, 다양한 세포 요소로 구성되어있다. 우리는 세포의 기원뿐만 아니라 단백질 발현에 따라 세포의 특성을 해독 스펙트럼 unmixing 다음 다중 매개 면역 형광 염색과 함께 멀티 라벨 형광 형질 전환 마우스를 이용한 조직 내에서 세포의 표현형의 기여를 밝혀.

세포의 기원, 종류, 그리고 상호 작용의 시각화를위한 형광 조직 이식에 따라 정량 멀티 스펙트럼 분석

유도된 만능 줄기 세포 (iPSC)유래 한 근생 선조는 근 이영양증을 치료하는 세포 치료 전략에 대한 유망한 후보입니다. 이 프로토콜은 급성 및 만성 근육 재생의 마우스 모델에서 iPSC 유래 메소포아세포(근육 선조의 일종)의 이식 및 분화를 평가하는 데 필요한 이식 및 기능측정을 설명합니다.

근육 재생의 마우스 모델에서 유도 만능 줄기 세포 유래 메소안지오블라스트 와 같은 근생 성 전구의 이식

우리는 생분해 성 고분자 나노 입자를 사용하여 혈관 신생을위한 치료 인자를 과발현 프로그래밍 줄기 세포의 제조 방법을 설명한다. 설명 과정은 체외에서 지방 유래 줄기 세포를 형질 전환하고, 쥐의 뒷다리 허혈 모델에서 혈관 신생을 촉진하기 위해 프로그램 된 줄기 세포의 효능을 검증 고분자 합성 (가) 있습니다.

생분해 성 고분자 나노 입자를 사용하여 치료 혈관 신생에 대한 프로그래밍 줄기 세포

정지 위성 세포의 순수 인구의 분리 및 배양은 근육 줄기 세포 집단은 근육 줄기 세포 생물학 및 재생뿐만 아니라, 근육 퇴행 위축 및 기타 퇴행성 질환의 치료를위한 줄기 세포 이식의 이해에 중요하다.

근육 위성 세포의 분리, 문화, 및 이식

이 프로토콜은 감마 섬광조영술을 사용하여 세포 생존과 조직 분포를 결정하기 위해 말의 힘줄 손상에 말 중간엽 줄기세포의 방사선 표지와 이식을 설명합니다.

말 건 병증에 골수 중간 엽 줄기 세포를 레이블 테크네튬 99m의 생체 ​​이미징 및 추적에서

여기 우리가 사용 발광, x 선, 그리고 양전자 방출 단층 촬영/컴퓨터 단층 촬영 이미징 공부 어떻게 억제 mTOR 활동 영향이 종이 식 모델에서 골 engrafted 발성 종양. 이로써 순수 관련, 비-침략 적, 및 복합 요법 골 engrafted 발성 종양에서 vivo에서대상의 안티 발성 효과의 분석.

다 발성 골 수 Xenografts 노 그 쥐에서의 복합 발광 및 양자 방출 단층 촬영/컴퓨터 단층 촬영 영상

우리는 마우스 뇌에서 루시페라아제-녹색 형광 단백질 (GFP)을 발현하는 이중 리포터 벡터로 형질도입된 인간 신경 전구 세포의 사다리꼴 이식을 기술한다. 이식 후, 루시퍼라아제 신호는 형광 현미경을 사용하여 뇌 절편에서 확인된 생체 내 생체 발광 및 GFP 발현 이식된 세포를 사용하여 반복적으로 측정된다.

Intracerebral 이식 및 마우스 뇌에서 인간 신경 전구 세포의 생체 내 생체 발광 추적

여기에 제시된 프로토콜은 단일 세포 질량 세포분석을 통한 근육 줄기 및 전구 세포의 식별 및 고차원 분석을 가능하게 하고 FACS에 의한 정제를 통해 기능에 대한 심층적인 연구를 가능하게 합니다. 이 접근법은 질병 모델의 재생 역학을 연구하고 약리학적 중재의 효능을 테스트하는 데 적용할 수 있습니다.

High-dimensional Single-Cell Mass Cytometry에 의한 급성 골격근 손상 중 In Vivo의 Myogenic Progenitors 식별 및 분석

세포 요법은 전구 세포를 사용하여 손상된 조직을 복구하고 폐 기능을 개선함으로써 폐 섬유증에 대한 유망한 중재를 제공합니다. 이미징이 세포 통합을 추적하는 데 중추적인 역할을 하기 때문에 여기에서는 마우스 모델에서 폐 섬유증에 대한 세포 요법의 자기 입자 이미징 유도 생체 내 추적에 대해 설명합니다.

자기 입자 이미징을 사용한 폐 섬유증에 대한 이식된 원위 폐 상피 전구 세포의 이미지 유도 생체 내 추적

배우세요 생체 발광 이미징을 이용한 근육 전구 세포 이식의 비침습적 평가 방법을. 삼중 융합 리포터 유전자로 C2C12 세포를 표지하고 이식 후 세포 추적 및 생존율을 분석합니다.

이식 근육 전구 세포를 타겟팅 할 수 분자 이미징

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