April 10th, 2018
프로토콜에 대 한 빠른 마우스에서 유전자 장애 CRISPR/Cas9-중재 하 고 인간의 기본 조 혈 모 세포가이 문서에서 설명 하는. Cas9-sgRNA ribonucleoproteins sgRNAs 녹음 방송 생체 외에서 그리고 상업적인 Cas9를 통해 생성 된 electroporation 통해 소개 된다. 높은 편집 효율성 제한 시간 및 금융 비용으로 달성 된다.
이 프로토콜의 전반적인 목표는 리보핵단백질(ribonucleoprotein) 접근법을 사용하여 CRISPR/Cas9 및 1차 조혈전구세포를 통해 빠르고 효율적인 유전자 파괴를 달성하는 것입니다. 이 방법은 유전자 X의 손실의 분자 및 표현형 결과가 무엇인지와 같은 정상 및 악성 조혈 분야의 주요 질문에 답할 수 있습니다.이 기술의 주요 장점은 매우 쉽고 빠르며 비용 효율적이라는 것입니다. 실험 구상부터 실행까지 필요한 예상 시간은 1주일 미만입니다.
이 방법은 조혈전구세포에 최적화되어 있지만 1차 T 세포, 마우스 및 인간 조혈 세포주, 원발성 백혈병 샘플과 같은 다른 세포 유형에도 적용할 수 있습니다. 우리는 플라스미드 및 바이러스를 포함한 다른 CRISPR/Cas9 전달 방법이 우리 세포에 독성이 있거나 처리 시간이 느리다는 것을 깨달았을 때 이 방법에 대한 아이디어를 처음 갖게 되었습니다. 관심 있는 single-guide RNA를 설계하려면 먼저 CRISPRscan 웹사이트로 이동합니다.
관심 세포에 따라 마우스 또는 인간 버튼을 누른 다음 UCSC 검색 상자에 관심 유전자를 입력하고 이동을 클릭합니다. 다음으로, 표적화하려는 엑손을 확대합니다. Single-guide RNA 타겟 염기서열이 Genes 제목의 CRISPRscan predictions 아래에 나열되어 있는지 확인합니다.
다음으로, 녹색 사각형으로 표시된 타겟 single-guide RNA를 클릭하고 Oligo 염기서열 아래에 표시된 전체 염기서열을 복사합니다. 그런 다음 시퀀스를 텍스트 문서에 붙여넣습니다. 다음으로, 뉴클레오티드 ATAGC를 염기서열의 3 프라임 말단에 추가합니다.
전체 길이 시퀀스를 주문합니다. 이제 단일 가이드 RNA에 대한 DNA 템플릿을 합성하기 위해 단일 가이드 RNA 정방향 및 범용 역방향 프라이머를 용해한 다음 희석합니다. 그런 다음 PCR 튜브에 모든 시약을 추가하여 중첩 PCR을 수행합니다.
PCR 반응을 구성한 후 튜브를 열순환기에 넣고 프로그램을 실행합니다. 프로그램이 끝나면 DNA 정제 컬럼을 사용하여 PCR 산물을 정제합니다. DNA를 11.5마이크로리터의 용리 완충액으로 희석합니다.
그런 다음 분광 광도계에서 용리 버퍼를 블랭크로 사용합니다. 분광 광도계에서 샘플 DNA의 농도를 측정합니다. 먼저 PCR 스트립 튜브에 용출된 DNA, 데옥시뉴클레오티드 인산염, 반응 완충액 및 T7 RNA 중합효소 혼합물을 혼합합니다.
그런 다음 섭씨 37도에서 4시간 동안 샘플을 배양합니다. 다음으로, RNase 세척제를 도포하여 사용 중인 장갑에서 RNase를 제거합니다. 그런 다음 뉴클레아제가 없는 물로 각 RNA 샘플의 부피를 50마이크로리터로 조정합니다.
제조업체의 지침에 따라 RNA를 정제합니다. 마지막으로, 50마이크로리터의 뉴클레아제가 없는 물에 RNA를 용리합니다. 먼저 뉴클레아제가 없는 물을 사용하여 분광 광도계를 블랭킹한 다음 용리된 RNA의 농도를 측정합니다.
트리팬 블루 제외를 사용하여 셀의 개수를 셉니다. 각 복제에 대해 복제당 200, 000개의 생존 가능한 세포를 수집한 다음 인산염 완충 식염수를 추가하여 세포를 세척합니다. 그런 다음 튜브를 300회 g으로 7분 동안 돌립니다.
원심분리 후 상층액을 조심스럽게 제거합니다. 원심분리 과정에서 PCR 튜브에서 1.5마이크로그램의 Cas9와 1마이크로그램의 총 단일 가이드 RNA를 20-30분 동안 배양합니다. 이는 각 복제에 대해 Cas9-sgRNA RNP complex를 준비하기 위한 것입니다.
필요한 재현탁액 T의 부피를 계산한 후, 재부탁액 T.에서 얻은 세포 펠렛을 용해시킨 다음 Cas9-sgRNA RNP 복합체가 있는 PCR 튜브에 용해된 세포 현탁액 10마이크로리터를 추가합니다. 다음으로 electroporation 장치를 켭니다. 큐벳 홀더에 큐벳을 밀어 넣습니다.
그런 다음 3 밀리리터의 완충액을 추가하십시오 E.Electroporation 장치에 조건을 설정하십시오. electroporation을 수행하려면 먼저 electroporation 피펫을 잡고 발톱을 펴고 피펫 팁 내부의 디스크를 잡은 다음 피펫을 단단히 눌러 팁을 고정합니다. 다음으로, 샘플을 위아래로 10회 피펫팅하여 혼합합니다.
샘플 10마이크로리터를 뽑고 기포가 없는지 확인합니다. 다음으로, 팁을 electroporation 큐벳의 전해 버퍼에 직접 삽입합니다. 그런 다음 화면에서 시작을 누르십시오.
전체 메시지가 화면에 나타나도록 합니다. 그런 다음 큐벳에서 피펫을 제거합니다. 다음으로, 큐벳의 내용물을 새로운 HSPC 배양 배지로 채워진 웰로 분배합니다.
Cas9-sgRNA RNP 전기천공법의 효능을 연구하기 위해 마우스에서 분리한 HSPC를 GFP 또는 tdTomato를 표적으로 하는 single-guide RNase로 전기천공합니다. 이러한 HSPC는 유비쿼터스로 GFP 또는 tdTomato를 표현했습니다. 유세포 분석은 단백질 수준에서 HSPC에서 GFP 또는 tdTomato 발현의 약 75% 및 74% 손실을 보여줍니다.
그런 다음, 전기천공된 세포의 GFP 자리에서 PCR 증폭된 DNA로 T7 엔도뉴클레아제 1 기반 분석을 수행합니다. 이는 GFP의 유전자 파괴 효율을 정량화하기 위함입니다. ImageJ 소프트웨어는 절단의 백분율을 계산하기 위해 절단된 밴드와 절단되지 않은 밴드의 강도 비율을 계산하는 데 사용됩니다.
HL-60 AML 세포주에서 human CD45를 표적으로 하는 3가지 다른 single-guide RNA의 효율성을 테스트했습니다. 유세포 분석은 대조군과 비교할 때 single-guide RNA1이 98%의 knockout 효율로 가장 효율적인 것으로 나타났습니다. 그런 다음 CD45 knockout은 단일 가이드 RNA1을 사용하여 1차 인간 제대혈 CD34 양성 HSPC에서도 수행됩니다.
유세포 분석 분석은 Cas9에 비해 CD34 발현의 변화 없이 CD45가 손실된 세포가 거의 80%임을 보여줍니다. 인간 CD45 knockout HSPC의 생착을 연구하기 위해 CD34 양성 역궤도 형질주입된 NSG 마우스에서 골수 및 비장 세포를 채취하여 분석하고, 편집된 세포를 HLA-ABC 양성 및 CD45 음성으로 표시합니다. 이 프로토콜은 일단 마스터하면 수정하면 3일 이내에 완료할 수 있습니다.
이 절차를 시도하는 동안 모든 표면과 시약을 RNase가 없는 상태로 유지하고, 여러 기술로 효율적인 유전자 파괴를 확인하고, 적절한 실험 대조군을 사용하는 것을 기억하는 것이 중요합니다. 이 동영상을 시청한 후에는 Cas9-sgRNA 리보핵단백질을 조혈전구세포로 설계, 합성 및 transfection하여 빠르고 효율적인 유전자 파괴를 얻는 방법을 잘 이해하게 될 것입니다.
이 기사는 리보핵단백질 접근법을 사용하여 마우스 및 인간 1차 조혈 세포에서 빠른 CRISPR/Cas9 매개 유전자 파괴를 위한 프로토콜을 설명합니다. 이 방법은 최소한의 시간과 비용으로 높은 편집 효율성을 가능하게 합니다.
Efficient gene disruption in primary hematopoietic cells enables rapid target validation and mechanistic de-risking in hematologic drug discovery. The ribonucleoprotein CRISPR/Cas9 approach reduces biological uncertainty by delivering high-knockout efficiencies without exogenous DNA, supporting predictive confidence in early target selection. This workflow accelerates discovery timelines for oncology and immunology programs by providing a scalable, cost-effective method for functional genomics in disease-relevant hematopoietic systems.
This method integrates into the discovery continuum from target identification through lead optimization, enabling rapid functional validation of hematopoietic targets before compound screening.