September 1st, 2018
여기, 선물이 orthotopic 인간의 기본 뇌 종양을 들고 immunodeficient 마우스에 준비 및 수용자 인간 림프 톨의 stereotaxic 관리에 대 한 프로토콜. 이 연구는 타당성과 세포 immunotherapies intrabrain 전달의 antitumor 효능에 대 한-의 증거-개념을 제공합니다.
다형 교모세포종은 성인에서 가장 빈번하고 공격적인 원발성 뇌종양으로 남아 있습니다. 수술 후 방사선 및 화학 요법을 통한 적극적인 치료에도 불구하고 다형성 교모세포종은 예후가 매우 좋지 않고 생존 기간 중앙값이 15개월 미만인 것과 관련이 있습니다. 지난 10년 동안 치료법의 발전이 거의 이루어지지 않았기 때문에 현재 세포 면역 요법은 빠른 종양 재발에 관여할 가능성이 있는 고도로 침습적이고 내성이 있는 교모세포종 세포를 제거하기 위해 연구되고 있습니다.
종양 인근에서 선택된 GBM 반응성 세포독성 면역 인자를 투여하는 것은 잔류 악성 종양 부위에 직접 농축 세포 면역 요법을 제공할 수 있는 독특한 기회가 될 수 있습니다. 우리 그룹은 최근 orthotopic primary human GBM xenograft를 가진 면역 결핍 NSG 마우스가 GBM을 환자에서 더 많이 발달시키는 것으로 요약한다는 것을 보여주었습니다. 이러한 교모세포종 모델은 종양내 주사에 대한 세포독성 면역 효과기의 효능을 평가하는 데 사용되었습니다.
이 프로토콜은 먼저 GBM 반응성 면역 효과기 세포의 분리 및 증폭을 기반으로 하는 치료 과정을 설명합니다. 둘째, 두개간 주사를 위한 이러한 효과기 세포의 증식입니다. 셋째, 쥐의 뇌 내 종양 부위에 대한 정위 주입입니다.
정소주사 후 면역 효과기의 거동도 조사했습니다. PHA 태아 자극 3주 후, 플라스크 바닥에 세포 덩어리를 형성하는 효과기 세포는 휴지 상태로 돌아가 사용할 준비가 되었습니다. effector cell count를 확인한 후 115ml tube에 세포를 재현탁 및 채취하고 원심분리합니다.
상층액을 조심스럽게 완전히 제거하십시오. 그리고 멸균 PBS와 원심분리기에 세포를 재현탁시켜 세척합니다. 상등액을 조심스럽게 완전히 제거하십시오.
그런 다음 1ml의 멸균 PBS에 세포를 재현탁합니다. 원심분리를 위해 마이크로튜브에 세포를 전달합니다. 다시 말하지만, 천천히 피펫팅하여 상층액을 조심스럽게 완전히 제거합니다.
다음 단계는 매우 중요하며, 멸균 PBS의 최종 부피의 절반에서 세포를 재현탁하고 부드럽고 조심스럽게 균질화합니다. 마이크로피펫으로 최종 부피를 확인하고, 마우스당 최종 부피는 2,000만 개의 세포에 대해 15-20마이크로리터여야 합니다. 마우스당 20마이크로리터를 초과하지 않는지 확인하십시오.
주입할 때까지 세포를 얼음 위에 두십시오. 동물이 발가락 꼬집기로 적절하게 마취되었는지 확인한 다음 수술 부위, 양쪽 귀 사이, 코까지 털을 제거합니다. 세포가 뭉치는 것을 방지하기 위해 세포를 천천히 재현탁시키고 기포가 발생하지 않도록 각별히 주의하면서 세포 현탁액을 주사기에 로드합니다.
그런 다음 주사기를 개조된 주사기 펌프에 넣습니다. 수술 부위를 소금과 포비돈 요오드 5% 용액으로 소독하고 쥐의 눈에 윤활 안과 연고를 발라 각막의 건조를 방지합니다. 그런 다음 마취된 마우스를 따뜻한 블록의 정위 프레임에 놓습니다.
마우스의 코와 이빨을 치아 막대 위에 적절하게 배치합니다. 머리를 고정하기 위해 마우스 귀의 이어바를 단단히 조입니다. 고막이 손상되지 않도록 주의하고, 호흡을 방해하지 않도록 주의하고, 머리가 잘 움직이지 않도록 하십시오.
두개골 윗부분을 따라 멸균 가위로 정중선 시상 피부를 절개하여 두개골을 노출시킵니다. 정위 국소화를 위한 랜드마크 역할을 할 시상 구조와 관상 구조의 교차점을 식별하고 이 지점 위에 주사기를 놓습니다. 미리 결정된 좌표에서 주사기를 움직입니다.
오른쪽 측면 2mm, 전방 0.5mm 마이크로드릴을 사용하여 멸균 드릴 비트로 두개골에 작은 구멍을 뚫습니다. 뇌 손상을 방지하기 위해 피상적인 상태를 유지하도록 주의하십시오. 천공된 구멍에 주사기를 조심스럽게 삽입합니다.
경막에서 바늘을 3mm 아래로 천천히 앞으로 이동한 다음 0.5mm 뒤로 0.5mm 이동하여 2.5mm 세포 주입의 최종 깊이로 이동합니다. 분당 2μL 또는 3μl의 속도로 세포 주입을 실행하고 주입 시간 내내 마우스를 모니터링합니다. 주입이 완료되면 바늘을 1mm 정도만 빼고 주사기를 1분 더 제자리에 두었다가 주입 부위에서 누출을 방지하기 위해 주사기를 천천히 완전히 빼냅니다.
정위 프레임에서 동물을 조심스럽게 제거하십시오. 적절한 외과용 봉합사로 피부를 봉합하고 2% 리도카인 젤을 상처에 직접 바릅니다. 마취된 마우스를 섭씨 37도로 설정된 가열 패드 위의 해당 케이지로 옮겨 마취에서 완전히 회복될 때까지 적절한 마우스 체온을 유지합니다.
현탁액이 매우 농축되어 있기 때문에 세포 생존율과 반응성을 확인했습니다. 효과기 세포는 생체 내 주입을 모방하기 위해 주사기에 적재되었습니다. 세포를 즉시 또는 10분 후에 수집하여 프로피듐 요오드화물 염색을 위해 유세포 분석으로 분석했습니다.
보시다시피, 준비와 로딩은 24시간 시점에 effector cell의 생존력에 영향을 미치지 않았습니다. 교모세포종 종양 세포에 대한 반응성도 준비되지 않은 세포 또는 효과기를 사용하여 확인하고 3시간 동안 눈에 유지했습니다. 반응성은 활성화 마커 CD107A의 양성 염색에 의해 모니터링됩니다.
이러한 결과는 효과기 세포의 반응성이 제제에 의해 영향을 받지 않았음을 보여줍니다. effector 세포를 주입한 지 7일 후, 종양 구조를 확인할 수 있도록 쥐의 뇌를 채취하여 절단하고 혈관 착색을 위해 염색했습니다. 그런 다음 항인간 CD3 염색을 통해 effector 세포의 국소화를 허용했습니다.
흥미롭게도, 효과기 세포는 종양 주변과 종양 코어에서 발견되었지만, 반대쪽 반구에서도 발견되었습니다. 주입 후 48시간 후 마우스 뇌에서 분리된 인간 effector T 세포는 뇌 세포의 2%를 나타냅니다. 그들은 PHA, 공급기 및 IL2 자극이 있는 곳에서도 여전히 증식할 수 있었으며, 증폭 후 순도는 99%였습니다.
이 프로토콜 덕분에, 휴면 중인 인간 효과기 세포는 입체주사 후 며칠 동안 쥐의 뇌 실질로 생존하고 순찰할 수 있습니다. 결론적으로, 정위 주사에 의한 인간 효과기 세포의 채택 이식은 건강한 세포에 대한 해로운 영향이 제한된 침윤성 악성 뇌종양을 효율적으로 치료할 수 있는 유망한 접근 방식을 나타냅니다. 이러한 투여 경로는 인간 세포가 종양 부위에 밀접하게 전달되어 조직과 유기체 내에서 희석되는 것을 제한한다는 이점을 이용합니다.
여기에서는 효과기 세포에 해로운 영향 없이, 그리고 중요하게는 생쥐에 대한 눈에 띄는 해로운 영향 없이 뇌종양 내에서 많은 양의 면역 세포를 전달하는 절차에 대해 설명했습니다. 더욱이, 쥐의 뇌에 국소적으로 주입된 면역 세포는 생존할 수 있을 뿐만 아니라 생체 밖에서 활성화 및 증폭되는 능력을 유지할 수 있을 뿐만 아니라 주변 뇌 조직에 퍼진 종양 세포를 제거할 수 있습니다. 총체적으로, 이러한 특징은 교모세포종 종양을 특징짓는 강력한 침윤성 종양 세포를 제거하는 데 필수적입니다.
이 프로토콜은 뇌종양 마우스 모델에서 입양 이식 절차를 확립할 수 있는 새로운 기회를 열어줍니다. 임상 CD를 고려하기 전에 반드시 해야 할 단계입니다.
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이 연구는 직접적인 인간 1차 뇌종양을 가진 면역결핍 마우스에 알로제닉 인간 림프구의 준비 및 정위 투여를 위한 프로토콜을 제시합니다. 뇌 내 셀룰러 면역치료제의 가능성 및 항종양 효능을 입증합니다.
Stereotactic adoptive transfer of cytotoxic immune cells enables precise delivery of cellular immunotherapy to orthotopic glioblastoma xenografts, addressing the challenge of targeting invasive and chemo-radioresistant tumor cells in the brain parenchyma. This preclinical approach supports mechanistic de-risking of immunotherapeutic candidates by demonstrating survival, localization, and antitumor activity of infused human lymphocytes in vivo. The method provides a translatable platform for evaluating immune cell persistence, reactivity, and biodistribution prior to clinical advancement.
The method integrates into the discovery continuum from target validation through lead identification by enabling direct assessment of immune cell antitumor activity in a clinically relevant brain tumor model.