Name: 흉부외과 수술을 위한 사춘기 마우스 강아지의 마취 및 삽관 (동영상) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-06-02T14:30:00.000+00:00
Duration: 9 min 47 s
Description: 학습하세요 흉부외과 수술을 위한 10일령 C57BL/6J 마우스 강아지의 마취 및 기관내 삽관 프로토콜입니다. 최적화된 케타민/자일라진/아트로핀 용량으로 사망률을 최소화하고 수술 성공률을 높이는 방법을 확인하세요.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

이 작업은 NHMRC 프로그램 보조금 [ID 1074386], Leducq Transatlantic Network of Excellence in Cardiovascular Research 보조금 [RMG] 및 RT Hall Trust [RMG & SEI]의 보조금으로 지원되었습니다.

설명 된 모든 동물 실험은 과학적 목적을위한 동물 관리 및 사용에 대한 호주 실천 강령 및 REACH 지침에 따라 Garvan / St Vincent 's Hospital 동물 윤리위원회의 승인을 받았으며 모든 실험은 소아 마취 전문의 (JJS)의지도하에 숙련 된 소형 동물 외과 의사 (JW)가 수행했습니다.
1. 악기 준비
<ol><li>수술 당일, 생후 10일 된 강아지의 삽관을 위한 특수 장비를 설치하세요(그림 1A,B). 여기에는 온난화 램프, 삽관 플랫폼, 광섬유 조명, 작은 집게, 직경 0.02mm의 구리선 조각으로 만든 후두경(길이 60mm, 와이어 끝이 직경 3mm의 원으로 모양 175°; 도 1B), 및 기관내 튜브로서 사용되는 24-게이지 플라스틱 정맥주사(i.v.) 캐뉼라를 포함한다.</li>
	<li>캐뉼러가 21mm 플라스틱 암 루어 잠금 어댑터에 부착된 19mm 길이의 플라스틱 튜브(0.7mm OD)로 구성되어 있는지 확인합니다(그림 1B). 루어 잠금 어댑터를 통해 구리선 조각을 삽입하여 캐뉼러의 튜브를 강화합니다. 일회 호흡량이 ~130μL/g13,14인 마우스의 경우 총 부피가 130μL인 캐뉼러를 사용하십시오.</li>
</ol>2. 생후 10일 된 쥐의 마취
<ol><li>수술 당일, 생후 10일 된 C57BL/6J 새끼의 케이지에서 댐을 제거하고 케이지를 온난화 패드(37°C)에 놓습니다.</li>
	<li>0.5mL 인슐린 주사기와 29G 바늘을 사용하여 체중 g 당 10μL 씩 복강 내 주사하여 다양한 체중 그룹에 대해 표 1 에 자세히 설명 된 비율로 강아지를 마취합니다.</li>
	<li>주사 직후, 강아지를 37 % 산소로 미리 산소가 공급 된 따뜻한 (100 ° C) 플렉시 유리 챔버에 넣습니다.</li>
</ol>3. 생후 10일 된 마우스의 삽관
<ol><li>3-4 분의 산소 공급 후, 강아지를 본질적으로 성인 마우스와 마찬가지로 삽관을위한 플랫폼으로 옮깁니다. 강아지를 앙와위 자세(그림 1C)에 두거나 45° 각도로 매달아15로 이 작업을 수행합니다. 온난화 램프로 온도를 유지하십시오.<ol><li>삽관 전에 발 핀치 반사에 의한 마취 깊이를 평가하십시오. 최적의 삽관을 위해서는 발 핀치 반사가 여전히 존재해야하지만 의식이있는 동물의 반사보다 현저하게 감소해야합니다.</li>
	</ol></li>
	<li>마취된 강아지 앙와위를 삽관 플랫폼(그림 1C)에 고정한 후 작은 집게로 혀를 잡고 구리선으로 만든 후두경(그림 1B)을 사용하여 성문과 성대를 노출시킵니다. 유연한 광섬유 조명으로 트랜스 조명으로 성대의 시각화를 지원합니다 (그림 1D).</li>
	<li>뻣뻣한 캐뉼러를 사용하여 루어 잠금 끝이 팁보다 약간 낮도록(~10°) 캐뉼러를 기울이고 성대가 분리되는 즉시 캐뉼러를 삽입하고 루어 잠금 어댑터가 입 바로 바깥에 올 때까지 전진합니다. 삽관 직후 와이어를 제거하십시오. 참고: 캐뉼라가 너무 멀리 진행되지 않는 한 이 나이의 마우스에서는 삽관 중 저항이 예상되지 않으며 카리나에서 저항이 느껴집니다.<ol><li>동물이 자발적으로 호흡 할 수있는 능력으로 삽관 후 마취의 깊이를 평가하십시오. 삽관 카테터를 잠시 막아 자발적으로 호흡하는 새끼의 성공적인 기관 삽관을 확인하여 가슴 움직임을 방해하는지 확인하십시오.</li>
	</ol></li>
	<li>삽관된 강아지를 즉시 온난화 패드(37°C)로 옮기고 기관 내 캐뉼러를 100% 산소를 전달하는 인공호흡기에 연결합니다. 30μL/스트로크, 40μL/스트로크 또는 50μL/스트로크 각각 3.15-4.59g, 4.50-5.49g 또는 5.50-8.10g 강아지 및 150스트로크/분.</li>
	<li>재호흡을 최소화하기 위해 <15초 이내에 이 절차를 빠르게 수행하십시오.</li>
</ol>4. 생후 10일 된 마우스의 심근경색 수술
<ol><li>수술용 마취 수술면을 유도하려면 인공호흡기로 유입되는 가스를 산소 100% 산소에서 4.5% 이소플루란(이소플루란 농도는 기화기에 의해 결정됨)으로 4-5분 동안 전환합니다.<ol><li>이소플루란으로 전환한 후 흉벽 움직임의 빈도가 인공호흡기의 움직임 빈도와 같은지 확인하여 기관 삽관을 다시 확인하십시오. 자발적 호흡 상실 후 꼬리 또는 발 핀치 반사가 없으면 마취 수술 평면에 도달했음을 나타냅니다 (4-5 분 후).</li>
	</ol></li>
	<li>산소에서 2 % 이소 플루 란으로 마취를 유지하십시오.</li>
	<li>16에 설명된 대로 수술용 현미경(10x 및 16x 대물렌즈)으로 심근경색 수술을 수행합니다.<ol><li>요오드 기반 또는 클로르헥시딘 기반 스크럽과 70 % 알코올을 번갈아 가며 원을 그리며 피부를 여러 번 소독하십시오. 가는 가위를 사용하여 가슴의 왼쪽 측벽에있는 세 번째와 네 번째 갈비뼈 (네 번째 늑간 공간) 사이에 수평 피부 절개를하십시오. 가는 집게를 사용하여 늑간 공간을 무딘 해부로 흉부를 열고 견인기를 사용하여 공간을 열어 두십시오.</li>
		<li>좌심방 부속기 바로 말단에 있는 좌관상동맥을 9-0 폴리프로필렌 모노필라멘트 봉합사로 결찰하여 심근경색을 유도한다. ~10분 경색 수술 후 7-0 프롤렌으로 피부를 닫고 절개 부위를 베타딘으로 소독합니다. 70 % 에탄올 또는 식염수로 강아지의 혈액을 청소하십시오. 알림: 사춘기 새끼의 왼쪽 관상 동맥 결찰은 성인 결찰과 마찬가지로 본질적으로 무혈입니다.</li>
		<li>0.5mL 인슐린 주사기와 29G 바늘로 차례로 투여하십시오 : 진정, 진통 (부 프레 노르 핀, 0.075mg / kg, 10μL, 피하) 및 식염수 (50μL, 복강 내)에서 빠른 회복을 위해 아티 파메 졸 (1-5mg / kg, 10μL, 복강 내).</li>
	</ol></li>
	<li>이소플루란을 중단하여 동물이 회복되도록 합니다. 그 후 몇 분 이내에 자발적 호흡이 재개되도록 하십시오.<ol><li>강아지를 예열 된 사전 산소 챔버로 되돌리고 올바른 반사가 회복 될 때까지 회복하는 동안 지속적으로 모니터링하여 강아지를 발관합니다.</li>
		<li>강아지를 홈 케이지 침구로 부드럽게 문지르고, 강아지를 따뜻하게 유지하고, 호흡이 규칙적인지, 강아지가 자발적으로 움직일 수 있는지 확인하십시오. 이것은 댐에 의한 수술 후 식인 풍습을 줄일 것입니다.</li>
	</ol></li>
	<li>모든 새끼가 마취에서 완전히 회복되면 댐을 새장으로 되돌립니다. 알림: 한 강아지의 준비, 마취, 삽관, 수술 및 회복에 걸리는 전체 시간은 40-60분 사이입니다.</li>
	<li>새장에서 하룻밤 동안 집 댐과 새끼를 37 ° C 온난화 패드에 절반 / 절반 떨어 뜨립니다.</li>
</ol>5. 수술 후 경색 크기 평가
<ol><li>수술 후3 일째 에 새끼를 1mL / min 유속으로 산소 중 4.5 % 이소 플루 란으로 미리 평형 화 된 플렉시 유리 챔버에 넣어 마취시킵니다.</li>
	<li>발 핀치 반사로 평가된 마취 수술 평면에 도달하면(4-5분 후) 강아지를 챔버에서 제거하고 꼬리를 테이핑하여 온난화 패드에서 앙와위 자세로 고정합니다.</li>
	<li>앞니와 테이프 위에 실을 놓아 머리를 길게 펴고 인공 호흡기에 연결된 코 콘에 머리를 넣고 200 μL / 스트로크, 150 스트로크 / 분의 산소에서 4.5 % 이소 플루 란을 전달합니다. 산소에서 2 % 이소 플루 란으로 수술 마취면을 유지하십시오.</li>
	<li>70 % 에탄올로 피부를 소독하십시오. 가는 가위를 사용하여 기관을 따라 오른쪽 총경동맥의 피부를 1cm 절개하고 단일 루멘 폴리에틸렌 튜브(OD 0.61mm, ID 0.28mm)를 사용하여 노출된 혈관을 캐뉼레이션하여 0.2mL의 헤파린화 식염수(200U)를 1분 동안 투여하여 혈액 응고를 방지합니다.</li>
	<li>이완기 심장을 정지시키기 위해 2초 이내에 3.3M KCl 0.2mL를 빠르게 투여하기 전에 이소플루란을 산소에서 4.5%로 증가시킨다.</li>
	<li>동일한 절개를 통해 오른쪽 경정맥을 해부하고 횡단합니다. 0.2mL의 인산완충식염수(PBS)로 심장을 관류한 다음 0.1mL의 0.2% 알시안 블루로 관류하여 경색되지 않은 원격 심근을 염색합니다. 경정맥을 통해 혈액, PBS 및 Alcian Blue의 세척으로 입증되는 성공적인 관류를 확인하십시오.</li>
	<li>흉부를 열고 주변의 결합 조직과 혈관을 해부하여 심장을 절제하여 심장을 풀어줍니다. PBS로 심장을 헹구고, 원하는 경우 심방을 제거하고, 10x 대물렌즈를 사용하여 수술용 현미경에 장착된 카메라로 심장을 촬영합니다.</li>
</ol>

<ol><li>Klocke, R., Tian, W., Kuhlmann, M. T., Nikol, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surgical+animal+models+of+heart+failure+related+to+coronary+heart+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovascular+Research%22%5BJournal%5D)">Surgical animal models of heart failure related to coronary heart disease.</a> Cardiovascular Research. 74 (1), 29-38 (2007).</li>
<li>Porrello, E. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transient+regenerative+potential+of+the+neonatal+mouse+heart%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Transient regenerative potential of the neonatal mouse heart.</a> Science. 331 (6020), 1078-1080 (2011).</li>
<li>Porrello, E. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulation+of+neonatal+and+adult+mammalian+heart+regeneration+by+the+miR-15+family%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Regulation of neonatal and adult mammalian heart regeneration by the miR-15 family.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (1), 187-192 (2013).</li>
<li>Naqvi, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+proliferative+burst+during+preadolescence+establishes+the+final+cardiomyocyte+number%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">A proliferative burst during preadolescence establishes the final cardiomyocyte number.</a> Cell. 157 (4), 795-807 (2014).</li>
<li>Bogush, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((DUSP5+expression+in+left+ventricular+cardiomyocytes+of+young+hearts+regulates+thyroid+hormone+%28T3%29-induced+proliferative+ERK1%2F2+signaling%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">DUSP5 expression in left ventricular cardiomyocytes of young hearts regulates thyroid hormone (T3)-induced proliferative ERK1/2 signaling.</a> Scientific Reports. 10 (1), 21918(2020).</li>
<li>Flecknell, P. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aFlecknell%2C+P+%22Laboratory+Animal+Anaesthesia.+Third+edition%22">Laboratory Animal Anaesthesia. Third edition</a>. , Elsevier Inc. (2009).</li>
<li>Iismaa, S. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiac+hypertrophy+limits+infarct+expansion+after+myocardial+infarction+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Cardiac hypertrophy limits infarct expansion after myocardial infarction in mice.</a> Scientific Reports. 8 (1), 6114(2018).</li>
<li>Mahmoud, A. I., Porrello, E. R., Kimura, W., Olson, E. N., Sadek, H. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surgical+models+for+cardiac+regeneration+in+neonatal+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Surgical models for cardiac regeneration in neonatal mice.</a> Nature Protocols. 9 (2), 305-311 (2014).</li>
<li>Boston University Institutional Animal Care and Use Committee. Anesthesia and Analgesia: Neonatal Mice and Rats. , Available from: 
 <a target="_blank" href="https://www.bu.edu/researchsupport/compliance/animal-care/working-with-animals/anesthesia/anesthesia-and-analgesia-neonatal-mice-and-rats-iacuc/">https://www.bu.edu/researchsupport/compliance/animal-care/working-with-animals/anesthesia/anesthesia-and-analgesia-neonatal-mice-and-rats-iacuc/</a> (2019).</li>
<li>University of Texas at Austin Animal Resources Center. Mouse-Specific Anesthesia Guidance. , Available from: 
 <a target="_blank" href="https://research.utexas.edu/qpcontent/uploads/sites/7/2020/02/Mouse_Anesthesia_guidance_ARC_112519.pdf">https://research.utexas.edu/qpcontent/uploads/sites/7/2020/02/Mouse_Anesthesia_guidance_ARC_112519.pdf</a> (2019).</li>
<li>Paddleford, R. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPaddleford%2C+R+%22Manual+of+Small+Animal+Anaesthesia.+Second+edition%22">Manual of Small Animal Anaesthesia. Second edition</a>. , Masson. (2000).</li>
<li>Gargiulo, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mice+anesthesia%2C+analgesia%2C+and+care%2C+Part+I%3A+anesthetic+considerations+in+preclinical+research%5BTitle%5D)+AND+%22Institute+for+Laboratory+Animal+Research+Journal%22%5BJournal%5D)">Mice anesthesia, analgesia, and care, Part I: anesthetic considerations in preclinical research.</a> Institute for Laboratory Animal Research Journal. 53 (1), 55-69 (2012).</li>
<li>Daubenspeck, J. A., Li, A., Nattie, E. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acoustic+plethysmography+measures+breathing+in+unrestrained+neonatal+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Physiology%22%5BJournal%5D)">Acoustic plethysmography measures breathing in unrestrained neonatal mice.</a> Journal of Applied Physiology. 104 (1), 262-268 (2008).</li>
<li>Lim, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measuring+respiratory+function+in+mice+using+unrestrained+whole-body+plethysmography%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visulaized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Measuring respiratory function in mice using unrestrained whole-body plethysmography.</a> Journal of Visulaized Experiments. (90), e51755(2014).</li>
<li>Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+method+of+endotracheal+intubation+and+pulmonary+functional+assessment+for+repeated+studies+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Physiology%22%5BJournal%5D)">A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice.</a> Journal of Applied Physiology. 87 (6), 2362-2365 (1999).</li>
<li>Du, X. -J., Gao, X., Ramsey, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surgical+methods+of+inducing+transverse+aortic+stenosis+and+myocardial+infarction+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Asia+Pacific+Heart+Journal%22%5BJournal%5D)">Surgical methods of inducing transverse aortic stenosis and myocardial infarction in the mouse.</a> Asia Pacific Heart Journal. 7 (3), 187-192 (1998).</li>
<li>Wu, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anesthesia+and+intubation+of+10-Day+old+C57BL%2F6J+mouse+pups+for+cardiothoracic+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22Research+Square%22%5BJournal%5D)">Anesthesia and intubation of 10-Day old C57BL/6J mouse pups for cardiothoracic surgery.</a> Research Square. , (2021).</li>
<li>Silver, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+Genetics%3A+Concepts+and+Applications%5BTitle%5D)+AND+%22Mouse+Genome+Informatics%2C+The+Jackson+Laboratory%22%5BJournal%5D)">Mouse Genetics: Concepts and Applications.</a> Mouse Genome Informatics, The Jackson Laboratory. , (2008).</li>
<li>West, G. B., Woodruff, W. H., Brown, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Allometric+scaling+of+metabolic+rate+from+molecules+and+mitochondria+to+cells+and+mammals%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Allometric scaling of metabolic rate from molecules and mitochondria to cells and mammals.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 99, Suppl 1 2473-2478 (2002).</li>
<li>Moscovitz, J. E., Aleksunes, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Establishment+of+metabolism+and+transport+pathways+in+the+rodent+and+human+fetal+liver%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Molecular+Science%22%5BJournal%5D)">Establishment of metabolism and transport pathways in the rodent and human fetal liver.</a> International Journal of Molecular Science. 14 (12), 23801-23827 (2013).</li>
<li>Blevins, C. E., Celeste, N. A., Marx, J. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+oxygen+supplementation+on+injectable+and+inhalant+anesthesia+in+C57BL%2F6+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Association+for+Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">Effects of oxygen supplementation on injectable and inhalant anesthesia in C57BL/6 mice.</a> Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 60 (3), 289-297 (2021).</li>
</ol>

저자는 공개 할 이해 상충이 없습니다.

현재 흉부 수술을 위해 10 일 된 마우스의 마취 및 삽관에 대한 잘 문서화 된 방법은 없습니다. 이를 위해 케타민/자일라진/아트로핀 투여 요법을 체중으로 적정하여 20/4/0.12mg/kg, 30/4/0.12mg/kg 및 50/6/0.18mg/kg의 용량은 각각 체중이 낮은(3.15-4.49g), 중간(4.50-5.49g) 및 높은(5.50-8.10g) 체중인 강아지의 삽관을 촉진했습니다. 삽관 후 생존은 체중과 상관 관계가 있습니다 (저체중, 중간 및 고체중 그룹의 경우 각각 59 %, 70 % 및 80 %). 10 일 된 강아지의 삽관의 어려움과 관련 높은 사망률을 감안할 때 10 일 된 강아지의 흉부 수술은 체중이 5.50g 이상인 동물로 제한하는 것이 좋습니다. 이 삽관 기술의 한계는 작업자의 기술과 경험, 그리고 얼마나 빨리 배울 수 있는지에 달려 있다는 것입니다. 그러나 성인 삽관 경험이 있는 작업자는 7-8마리의 새끼를 10마리 대상으로 연습한 후 사춘기 삽관에 능숙해질 수 있을 것으로 예상됩니다. 또 다른 한계는...

뮤린 모델은 전임상 흉부외과 연구에서 매우 귀중한 도구이며, 특히 유전자 조작된 마우스 라인이 생성될 수 있는 용이성 때문에, 또한 예를 들어심장 손상 후 심근 재생의 연구를 허용하는 병리학적 질병 모델을 제공하기 위해 마우스를 외과적으로 조작할 수 있는 용이성 때문에1 . 이와 관련하여 심근 세포가 세포주기에서 빠져 나간 성인 마우스와 달리 0-2 일 된 신생아 마우스 심장은 정점 절제술 또는 심근 경색유도 후 최소한의 흉터로 복구됩니다 2,3,4. 대조적으로, 생후 7일 된 신생아 심장은 불완전하게 재생되어 흉터 발생률이 더 높습니다 2,3. 좌심실 정점의 심근 세포는 출생 후 최대 2 주 동안 증식 능력을 유지하기 때문에 0-14 일 된 마우스에서 심장 손상 후 재생에 대한 기계 론적 연구는 손상된 성인 심장의 재생을위한 치료 표적을 식별하는 데 유익 할 수 있습니다5.
심장 손상의 마우스 모델의 개발에는 마취하에 외과 적 조작이 포함됩니다. 이를 위해서는 일반적으로 삽관과 기계적 환기가 필요한 심장에 접근하기 위해 흉부를 열어야 합니다. 마우스 긴장, 체중 및 연령 영향 마취제에 대한 민감도6. 성체 마우스는 광범위한 약제로 마취될 수 있으며, 삽관을 위한 일반적인 요법은 100/13/0.5mg/kg 6,7에서 케타민/자일라진/아트로핀입니다. 신생아 마우스 (0-7 일령)는 중앙 통증 반사가 부족하고 얼음에 효과적으로 고정되어 삽관없이 수술을받을 수 있습니다 6,8,9. 사춘기 (8-14 일된) 마우스 새끼는 저체온증으로 마취 할 수 없습니다 9,10; 흉부 수술을 위해 삽관이 필요합니다. 생후 14일 미만의 사춘기 마우스에서 흉부외과 수술에 대한 이전 연구는 없습니다. 우리의 경험에 비추어 볼 때, 14 일령 미만의 이소 플루 란 마취 된 사춘기 마우스의 삽관은 어렵습니다. 7일 이상 된 마우스에 대해 보고된 권장 주사 가능한 마취 요법은 50-150mg/kg 케타민 및 5-10mg/kg 자일라진10입니다. 사춘기 마우스는 여전히 신경학적으로 발달하고 있으며 약물 및 약물 대사에 대한 반응은 성인 동물과 매우 다릅니다6. 이것은 체액, 전해질 및 산-염기 불균형의 위험을 증가시킬 뿐만 아니라 제한된 에너지 저장을 빠르게 고갈시키는 높은 대사율뿐만 아니라 체온 조절 미성숙으로 인해 저혈당 및 저체온증의 위험을 증가시킵니다6,11,12. 따라서 삽관을 촉진하고 사춘기 마우스의 생존을 극대화하는 마취 요법에 대한 정보는 거의 없습니다.
여기에서 우리는 10-57g 범위의 C57BL/6J 마우스 새끼에서 케타민/자일라진/아트로핀의 투여 요법을 경험적으로 적정하여 동물 사망률을 최소화하면서 후속 흉부 수술을 위한 기관 내 삽관을 허용하기에 충분한 마취 평면을 달성했습니다. 우리는 또한 삽관, 수술 및 수술 후 산모 식인 풍습으로 인한 사망률을 줄이기 위해 동물 취급 관행을 개선했습니다.

<table><tbody><tr><td>Atipamezole (Antisedan)</td><td>Provet (NSW) Pty Ltd</td><td>ATIP I</td><td></td></tr><tr><td>Atropine 600 mcg/mL</td><td>Clifford Hallam Healthcare Pty Ptd</td><td>1957699 PFIZER-0143386</td><td></td></tr><tr><td>Betadine</td><td>Livingstone International</td><td>BU0520</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorphine (Temgesic)</td><td>Provet (NSW) Pty Ltd</td><td>TEMG I</td><td></td></tr><tr><td>광섬유 라이트</td><td>Leica&nbsp;</td><td>3011350</td><td>CLS 150X</td></tr><tr><td>GraphPad Prism</td><td>GraphPad Software, LLC</td><td>버전 9.1.2</td><td></td></tr><tr><td>삽관 플랫폼&nbsp;</td><td>-</td><td>-</td><td>대략적인 치수가 12 (L) x 8.5 x (W) x 7.5 cm (H)</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Provet (NSW) Pty Ltd</td><td>ISOF 07</td><td></td></tr><tr><td>Ketamine 100 mg/mL</td><td>Provet (NSW) Pty Ltd</td><td>KETAI1</td><td></td></tr><tr><td>플라스틱 정맥 캐뉼라 24게이지 Polywin 안전성&nbsp;</td><td>BD 인사이드&nbsp;</td><td>CE0086</td><td>21mm 플라스틱 암 루어 잠금 어댑터에 부착된 19mm 길이의 플라스틱 튜브(0.7mm 외경); 환형 130 &mu의 총 부피; L</td></tr><tr><td>단 하나 루멘 폴리에틸렌 관</td><td>Critchley 전기 제품 Pty 주식 회사 Auburn NSW</td><td></td><td>외부 직경 0.61 mm의 안 직경 0.28 mm</td></tr><tr><td>작은 겸자</td><td>F.S.T.</td><td>NO 11051-10</td><td></td></tr><tr><td>수술용 현미경 (카메라 옵션)</td><td>Leica&nbsp;</td><td>M651 (Leica IC80 HD 카메라)</td><td>10x 및 16x 대물</td></tr><tr><td>렌즈 봉합사 7-0 프롤렌</td><td>Ethicon</td><td>8708H</td><td></td></tr><tr><td>봉합사 9-0 폴리프로필렌 모노필라멘트</td><td>Ethicon</td><td>2813</td><td></td></tr><tr><td>V-1 능동 소기 이소플루란 마취 시스템이 있는 탁상용</td><td>VetEquip</td><td>901820</td><td></td></tr><tr><td>벤티드 2리터 플렉시글라스 인덕션 챔버</td><td>VetQuip Pty Ltd</td><td>942102</td><td>25cm(L) x 13cm(W) x 11cm (H)</td></tr><tr><td>온난화 램프</td><td>Brilant Lighting</td><td>99223</td><td></td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>Provet (NSW) Pty Ltd</td><td>XYLA Z 2</td><td></td></tr></tbody></table>

흉부외과 수술을 위한 사춘기 마우스 강아지의 마취 및 삽관

Anesthesia and Intubation of Preadolescent Mouse Pups for Cardiothoracic Surgery

쥐 수술 모델은 전임상 연구에서 중요한 역할을 합니다. 심장 손상 후 심근 재생에 대한 기계 론적 통찰력은 0-14 일 된 마우스의 흉부 수술 모델에서 얻을 수 있으며, 심근 세포는 성인과 달리 증식 능력을 유지합니다. 최대 7 일 된 마우스 새끼는 저체온증에 의해 효과적으로 고정되며 흉부 수술을위한 삽관이 필요하지 않습니다. 그러나 사춘기(8-14일령) 쥐 새끼는 삽관이 필요하지만 이것은 어렵고 삽관을 용이하게 하기 위한 마취에 관한 정보가 거의 없습니다. 여기에서는 동물 사망률을 최소화하면서 기관 내 삽관을 허용하는 10일 된 C57BL/6J 마우스 새끼의 케타민/자일라진/아트로핀 투여 요법을 제시합니다. 체중에 대한 케타민 / 자일 라진 / 아트로핀 투여 요법의 경험적 적정은 체중이 다른 마우스 새끼의 마취에 대한 반응이 비선형 적임을 나타 냈으며, 이에 따라 20 / 4 / 0.12 mg / kg, 30 / 4 / 0.12 mg / kg 및 50 / 6 / 0.18 mg / kg의 용량은 3.15-4.49 g (n = 22), 4.50-5.49 g (n = 20) 및 5.50-8.10 g (n = 20) 사이의 강아지의 삽관을 촉진했으며, 각각. 체중이 낮은 새끼는 무거운 새끼보다 삽관 시도가 더 필요했습니다(p < 0.001). 삽관 후 생존은 체중과 상관 관계가 있었다 (저체중, 중간 및 고체중 그룹의 경우 각각 59 %, 70 % 및 80 %, R2 = 0.995). 삽관 후 심근 경색 수술의 경우, 100 % 산소 중 4.5 % 이소 플루 란으로 마취 수술면을 유도하고 100 % 산소 중 2 % 이소 플루 란으로 유지시켰다. 수술 후 생존율은 92%, 86%, 88%에서 세 체중 그룹에서 유사했습니다(p=0.91). 삽관 및 수술을 위한 동물 취급 관행의 개선과 수술 후 댐에 의한 식인 최소화와 함께 전체 절차(삽관 및 수술)에 대한 전체 생존은 체중과 상관관계가 있었습니다(저체중, 중체중 및 고체중 그룹의 경우 각각 55%, 60% 및 70%,R2 = 0.978). 10 일 된 강아지의 삽관으로 인한 어려움과 관련 높은 사망률을 감안할 때 10 일 된 강아지의 흉부 수술은 체중이 5.5g 이상인 강아지로 제한하는 것이 좋습니다.

10 일 된 생쥐의 마취. 10 일 된 새끼는 4-5 분 안에 4.5 % 이소 플루 란으로 마취 될 수 있습니다. 그러나 삽관 준비 과정에서 마취에서 회복됩니다. 크기가 작기 때문에 표준 코 콘으로 전달되는 이소 플루 란 마취하에 삽관하는 것은 불가능합니다. 우리는 이전에 100 일 및 13 일 된 강아지와 성인0.5 일의 흉부 수술을 위해 각각 15 / 21 / 21 mg / kg의 케타민 / 자일 라진 / 아트로핀 마취 요법을 사용했습니다. 산소 보충을 포함한 예비 실험에서 50-150mg/kg 케타민과 5-10mg/kg 자일라진 10의 권장 주사 요법은10일 된 새끼에서 용납할 수 없는 사망률을 초래하는 것으로 나타났습니다. 생후 10일령 새끼의 체중과 깔짚 크기 사이의 역상관관계를 감안할 때(R2=0.250, p &lt; 0....

생후 >7일 된 마우스의 흉부외과 모델은 삽관이 필요하지만 사춘기(8-14일령) 마우스 새끼에게는 어렵고 삽관을 위한 마취 요법에 대한 정보는 거의 없습니다. 여기에서는 동물 사망률을 최소화하면서 기관 내 삽관을 허용하는 10일 된 C57BL/6J 마우스 새끼의 케타민/자일라진/아트로핀 투여 요법을 제시합니다.

Murine surgical models play an important role in preclinical research. Mechanistic insights into myocardial regeneration after cardiac injury may be ...

우리의 프로토콜은 흉부 수술을 위해 사춘기 이전 마우스 강아지의 마취 및 기관 내 삽관에 대한 최초의 문서화 된 방법입니다. 우리는 동물 사망률을 최소화하면서 흉부 수술을 위해 10=하루 된 C57 Black Six J 마우스 강아지의 기관 내 삽관을 허용하는 마취 요법, 특수 장비 및 특정 취급 관행을 개발했습니다. 우리는 성인 삽관 경험이 있는 작업자가 7-8마리의 새끼 10리터를 연습한 후 사춘기 전 삽관에 능숙해질 수 있을 것으로 예상합니다.실험 당일, 원고에 설명 된대로 10 일 된 강아지의 삽관을위한 특수 장비를 설치하십시오. 수술의 경우 21mm 플라스틱 암 루어 잠금 어댑터에 부착 된 19mm 길이의 플라스틱 튜브로 구성된 캐뉼러를 사용하십시오. 루어 잠금 어댑터를 통해 구리선 조각을 삽입하여 캐뉼라의 튜브를 강화합니다.마취 된 강아지 앙와위를 삽관 플랫폼에 고정하십시오. 마취 된 강아지의 삽관 전에 발 핀치 반사에 의한 마취 깊이를 확인하십시오. 발 꼬집음 반사가 있어야하지만 의식이있는 동물의 반사에서 현저하게 줄어 듭니다.작은 집게로 강아지의 혀를 잡고 구리선으로 만든 후두경과 유연한 광섬유 조명을 사용하여 성문과 성대를 노출시킵니다. 루어 잠금 끝이 팁보다 약간 낮도록 뻣뻣한 캐뉼러를 기울이고 성대가 분리되는 즉시 캐뉼러를 삽입하고 루어 잠금 어댑터가 입 바로 바깥에 올 때까지 전진시킵니다. 그런 다음 즉시 전선을 제거하십시오.삽관 후 동물이 자발적으로 호흡 할 수있는 능력으로 마취의 깊이를 평가하십시오. 삽관된 강아지를 섭씨 37도로 설정된 보온 패드로 옮깁니다. 삽관 카테터를 잠시 막아 자발적으로 호흡하는 강아지의 성공적인 기관 삽관을 확인하여 가슴 움직임을 방해하는지 확인합니다.기관 내 캐뉼러를 인공 호흡기에 연결하여 분당 1 리터의 유속으로 100 % 산소를 전달합니다. 재호흡을 최소화하기 위해 절차는 15초 미만이 소요됩니다. 수술을 위해 수술용 마취면을 유도한 후 흉벽 움직임의 빈도가 인공호흡기의 움직임과 같은지 확인하여 기관 삽관을 확인합니다.심근 경색 수술을위한 10X 및 16X 대물 렌즈가있는 수술 현미경 아래에 강아지를 놓습니다. 피부를 소독 한 후 메스를 사용하여 가슴의 왼쪽 측벽에있는 세 번째와 네 번째 갈비뼈 사이에 수평 피부 절개를하십시오. 미세한 집게의 도움으로 늑간 공간의 무딘 해부로 흉부를 열고 견인기를 사용하여 공간을 열어 두십시오.9-0 폴리 프로필렌 모노 필라멘트 봉합사로 좌심방 부속기에 대한 왼쪽 관상 동맥 원위를 결찰하여 심근 경색을 유도합니다. 경색 수술 10 분 후 7-0 봉합사로 피부를 닫습니다. 70 % 에탄올 또는 식염수로 혈액을 깨끗이하고 Betadine으로 절개 부위를 소독하십시오.동물이 회복되도록 하고 몇 분 안에 자발적 호흡이 재개되도록 합니다. 그런 다음 강아지를 예열 된 사전 산소 챔버로 되돌리고 회복하는 동안 지속적으로 모니터링합니다. 오른쪽 반사가 회복되면 강아지를 발관하십시오.강아지를 홈 케이지 침구로 부드럽게 문지릅니다. 강아지를 따뜻하게 유지하고 호흡이 규칙적이고 강아지가 자발적으로 움직일 수 있는지 확인하십시오. 댐을 케이지로 되돌립니다.그런 다음 마취에서 완전히 회복되면 모든 새끼를 돌려 보내십시오. 섭씨 37도로 설정된 온난화 패드에 반쯤 놓인 새장에 댐과 새끼를 밤새 수용합니다. 수술 후 3 일째에 꼬리를 테이핑하여 온난화 패드에서 마취 된 강아지를 앙와위 자세로 고정하십시오.앞니 위에 실을 놓고 강아지를 제자리에 테이프로 붙이고 머리를 코 원뿔로 확장하십시오. 70 % 에탄올로 피부를 소독하십시오. 가는 가위를 사용하여 기관을 따라 오른쪽 총 경동맥의 피부를 1cm 절개하고 26 게이지 바늘에 부착 된 단일 루멘 폴리에틸렌 튜브를 사용하여 노출 된 혈관을 캐뉼레이션하여 원고에 설명 된대로 심장 마비를 일으킨 후 1 분 동안 헤파린 화 식염수 0.2ml를 투여하고, 이전 절개를 통해 오른쪽 경정맥을 해부하고 횡단합니다.0.2 밀리리터의 PBS로 심장을 관류 한 다음 0.1 밀리리터의 0.2 % Alcian Blue로 경색되지 않은 원격 심근을 염색하십시오. 경정맥을 통해 혈액, PBS 및 Alcian Blue의 세척으로 입증되는 성공적인 관류를 확인하십시오. 완료되면 흉부를 열고 주변 결합 조직과 혈관을 해부하여 심장을 절제하여 심장을 풀어줍니다.PBS로 심장을 헹구고 심방을 제거하고 10X 주관을 사용하여 수술 현미경에 장착 된 카메라로 심장을 촬영합니다. 예비 실험에서 마취 요법은 10 일 된 새끼에게 최적화되었습니다. kg 케타민 당 50 밀리그램, kg Xylazine 당 6 밀리그램, 아트로핀 kg 당 0.18 밀리그램의 용량은 5.5-7.30 그램의 자발적으로 호흡하는 강아지의 기관 내 삽관을 허용하기에 충분한 마취 깊이를 초래했습니다.가벼운 새끼는 더 많은 마취를 견딜 수 없었기 때문에 복용량을 케타민 kg 당 30 밀리그램, kg 자일 라진 당 4 밀리그램, 아트로핀 kg 당 0.12 밀리그램으로 줄이면 체중이 4.50-5.49 그램 인 강아지의 삽관이 가능했습니다. 이에 비해 케타민 복용량을 kg 당 20 밀리그램으로 더 줄이면 체중이 3.15-4.49g 인 강아지의 삽관이 가능해졌습니다. 이 표는 또한 수술을 진행한 삽관 된 새끼의 수와 비율을 보여줍니다.체중이 낮은 새끼는 무거운 새끼보다 삽관하기가 더 어려웠고 더 많은 시도가 필요했기 때문에 가장 높은 체중 그룹보다 새끼의 생존율이 낮았습니다. 또한, 가장 높은 체중 그룹의 삽관 된 강아지 중 저체중 및 중간 체중 그룹보다 심근 경색 수술을 진행한 경우가 더 많았습니다. 심근 경색 수술 후 2 일 생존은 86 %에서 92 %로 다른 체중 그룹간에 일관되었습니다.마취 깊이는 삽관과 생존에 중요합니다.마취가 너무 가벼우면 삽관이 어렵습니다. 너무 깊으면 새끼는 삽관 중 또는 삽관 후에 자발적으로 호흡을 멈 춥니 다. 우리의 마취 삽관 프로토콜은 사춘기 이전 마우스에서 심장 흉부 수술이 필요한 모델을 확립 할 수있게하여 예를 들어이 기간 동안 폐, 식도 및 심장에 대한 연구를 허용합니다.

anesthesia-intubation-preadolescent-mouse-pups-for-cardiothoracic

Research

연구

JoVE Journal

Biology

생물학

심근 국소 빈혈 및 허혈성 preconditioning에 대한 murine 모델은 중요한 도구 연구 cardioprotective...

마우스의 관상 동맥 폐색에 대한 한깅 무게 시스템의 사용

우리는 2.0 mm 검경과 이경을 사용하여 직접 후두경을 통해 마우스에서 기관 내 삽관을위한 간단하고 신뢰할 수있는, 그리고 상대적으로 저렴한 방법을 개발했습니다. 이 기술은 atraumatic이고 만성 실험에서 반복 측정에 사용될 수있다. 우리는 우수한 기관 절개 또는 이전에 비수술 적 방법을보고 찾을 수 있습니다.

마우스의 기관 내 삽관<em&gt;를 통해</em이경 사용&gt; 직접 후두경

내피 내피 / glycocalyx 표면 층은 이상적인 intravital 현미경을 사용하여 공부하고 있습니다. Intravital 현미경은 기술적 같은 폐 등 움직이는 장기에 도전하고 있습니다. 우리는 동시 brightfield 및 형광 현미경은 자유롭게 - 이동에 내피 표면 층의 두께를 추정하는 데 사용할 수 있습니다 방법을...

마우스 폐 내피 표면 층의 생체 측정

마우스 폐절제술은 일반적으로 사용되는 보상적 폐 성장 모델입니다. 이 절차는 계통 추적 또는 형질전환 마우스 모델과 함께 사용하여 기본 메커니즘을 밝힐 수 있습니다.

보상 성 폐 성장의 마우스 전폐 절제술 모델

여기, 선물이 측면 thoracotomy 통해 가로 대동맥 수축 (TAC)의 프로토콜. 이 기술은 압력 과부하 및 마우스 활용 표준 전술 실험실 설정에서에서 심장 마비를 시뮬레이션을 최소 침 습, 닫힌 가슴 수술입니다.

마우스에 가로 대동맥 수축 유도를 폐쇄 가슴 모델

여기에서 우리는 마우스에 있는 본질적인 심장 기능 및 β 부전 예비를 결정하기 위하여 정맥 내 주입된 isoproterenol의 증가 복용량에서 심장 압력 볼륨 루프 분석을 기술합니다. 우리는 압력 볼륨 루프 측정을 위해 수정 된 오픈 가슴 접근 방식을 사용하며, 여기에는 양극 기만 압력이있는 환기가 포함됩니다.

압력 볼륨 루프 분석에 의해 결정된 β 부전 자극에 대한 심장 반응

우리는 복부 측에서 성인 마우스의 뇌간을 노출하는 프로토콜을 제시합니다. 소형 현미경을 가진 그라데이션 굴절 지수 렌즈를 사용하여, 칼슘 화상 진찰은 생체 내의 열등한 올리브 신경 소마타의 활동을 검사하기 위하여 이용될 수 있습니다.

생체 내 마우스 열등올리브의 칼슘 이미징

환기를 유지하고 저산소증을 피하면서 왼쪽 폐 허혈 재관류 (IR) 손상을 만드는 마우스 수술 모델.

Orotracheal 삽관 및 환기 폐 허혈 재관류 수술의 마우스 모델

여기에서는 생체 내 쥐 모델에서 흉부 기관의 침습적 환기 및 노출이 필요한 비생존 응용 프로그램의 정밀도와 재현성을 향상시키는 것을 목표로 하는 쥐에서 기관절개술과 개흉술을 통한 기관내 삽관에 대한 표준화된 절차를 소개합니다.

Non-survival 응용 프로그램을 위한 쥐의 기관절개술을 통한 기관내 삽관 및 후속 흉곽절개술

이 비디오 및 프로토콜은 설치류에 유리 커버 두개골 창을 이식하는 방법을 보여줍니다. 이러한 준비는 생체내 개월 시간 단위 동안 네크로 텍스의 2 광자 이미징에서 만성 사용할 수 있습니다. 그것은 광학 내장 신호 이미징을 포함한 이미징의 다른 유형에도 사용할 수 있습니다.

만성 뇌 영상에 대한 Craniotomy 외과 절차

학습하세요 흉부외과 수술을 위한 10일령 C57BL/6J 마우스 강아지의 마취 및 기관내 삽관 프로토콜입니다. 최적화된 케타민/자일라진/아트로핀 용량으로 사망률을 최소화하고 수술 성공률을 높이는 방법을 확인하세요.

흉부외과 수술을 위한 사춘기 마우스 강아지의 마취 및 삽관

더 많은 동영상 탐색