Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Analyse van oxidatieve stress in zebravis embryo's

37.8K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/51328

⸱

7 juli 2014

 ,  , 
1Department of Molecular Biotechnology and Health Science, University of Torino, 2Laboratory of Endothelial Molecular Biology, Vesalius Research Center, VIB

In dit artikel

Samenvatting

Hier rapporteren we een protocol om oxidatieve stress in levende zebravisembryo's te meten. Deze procedure maakt de detectie van reactieve zuurstofsoorten (ROS) mogelijk in zowel volledige embryoweefsels als enkele-celpopulaties. Dit protocol zal zowel kwalitatieve als kwantitatieve analyses mogelijk maken.

Samenvatting

Hoge niveaus van reactieve zuurstof species (ROS) kan een verandering van cellulaire redox toestand naar oxidatieve stress situatie veroorzaken. Deze situatie veroorzaakt oxidatie van moleculen (lipiden, DNA, eiwit) en leidt tot celdood. Oxidatieve stress ook invloed op de progressie van verscheidene pathologische aandoeningen zoals diabetes, retinopathieën, neurodegeneratie, en kanker. Derhalve is het belangrijk om instrumenten te definiëren oxidatieve stress condities te bestuderen niet alleen op het niveau van individuele cellen, maar ook in de context van hele organismen. Hier beschouwen we de zebravis embryo als een nuttig in vivo systeem om dergelijke studies uit te voeren en presenteren een protocol om in vivo oxidatieve stress te meten. Profiteren van fluorescerende probes ROS en zebravis transgene fluorescerende lijnen, ontwikkelen we twee verschillende methodes om oxidatieve stress te meten in vivo: i) een "hele embryo ROS-detectiemethode" voor de kwalitatieve meting van oxidatieve stress en ii) een "eencellige ROS detectiemethode "voor kwantitatieve metingen van oxidatieve stress. Hierin tonen we de werkzaamheid van deze procedure door het verhogen oxidatieve stress in weefsels door oxyderende agens en fysiologische of genetische methoden. Dit protocol is vatbaar voor voorwaartse genetische screens en het zal adres oorzaak-gevolg relaties van ROS helpen in diermodellen van oxidatieve stress-gerelateerde ziekten zoals neurologische aandoeningen en kanker.

Inleiding

Oxidatieve stress is specifiek gedefinieerd als een aandoening die het gevolg van een onevenwichtige cellulaire redox toestand. Het complex redoxreacties die routinematig gebeuren in cellen bepalen de cellulaire redox-toestand. Redoxreacties omvatten alle chemische reacties die bestaan ​​uit de overdracht van elektronen tussen de atomen van biologische moleculen produceren reductie en oxidatie van moleculen (bijvoorbeeld redoxreacties). Deze reacties worden gekatalyseerd door elektronische sturing soorten (pro-oxidatieve deeltjes), die worden gekenmerkt door een extreme structurele instabiliteit en spontane activatie van onevenwichtige elektronen die uit met naburige biomoleculen. Deze onregelmatige reacties resulteren in DNA-schade, eiwit carboxylatie en vetverbranding, en uiteindelijk leiden tot celdood 1. Verhoogde niveaus van oxidatieve stress zijn geassocieerd met veroudering en de progressie van verschillende pathologische toestanden 2. Oxidatieve stress heeftgerapporteerd verantwoordelijk voor vasculaire veranderingen in diabetes en cardiovasculaire aandoeningen 3,4 te zijn. Het speelt ook een cruciale rol in neuronale degeneratie bij de ziekte van Alzheimer en Parkinson 5. Bovendien is oxidatieve stress is aangetoond als een kritieke factor in het bestuur van de progressie van kanker en metastatische gebeurtenissen 6,7. Bovendien kan ontsteking en immuunreacties en verdere steun oxidatieve stress 8.

In levende cellen, worden pro-oxidatieve deeltjes afkomstig uit zuurstof (ROS, reactieve zuurstofspecies) of stikstof (RNS, reactieve stikstof species). ROS zijn de hydroxylgroep, de superoxide anion (OH.) (O 2 -) en waterstofperoxide (H 2 O 2). De primaire RNS is stikstofoxide (NO.). Een reeks van secundaire reactieve species kunnen worden gegenereerd door spontane interactie between ROS en RNS of vrije metalen ionen 9. Bijvoorbeeld, het superoxide anion reageert met lachgas te peroxynitraat (ONOO -) vorm, terwijl H 2 O 2 reageren met Fe2 + genereert hydroxylradicalen. ROS en RNS, vanwege hun vermogen om te reageren met verschillende biomoleculen, worden beschouwd als een gevaarlijke bedreiging voor het onderhoud van de fysiologische redox toestand 10. Handhaving van de redox toestand cellen zijn uitgerust met een reeks ontgiftende anti-oxidant moleculen en enzymen. Het superoxide dismutase (SOD), katalase, glutathion peroxidase en Peroxiredoxins wezen vormen de anti-oxidant enzymatische-arsenaal dat cellulaire bescherming biedt tegen pro-oxidatieve soorten, waaronder H 2 O 2, OH en OONO -. 11. Ook anti-oxidant moleculen zoals vitamine C en E, polyfenolen en CoenzymeQ10 (CoQ10) zijn van cruciaal belang voor ROS en de gevaarlijke de lessenderivaten 12,13. Echter, een overmatige productie van ROS en RNS, of disfunctie in de anti-oxidant systeem, verschuift de cellulaire redox-toestand naar oxidatieve stress 14.

Naast hun negatieve connotatie, kan ROS verschillende fysiologische rol spelen in de cellen van verschillende oorsprong. Cellen normaal produceren ROS als signaalmoleculen te bemiddelen normale biologische gebeurtenissen zoals afweer en wondheling 15-17. Reactieve species worden gewoonlijk geproduceerd in cellen door intracellulaire enzymen zoals NOx (NADPH oxidase) en XO (xanthine oxidase) in reactie op signalering factoren, groeifactoren, en intracellulaire schommelingen van calcium 18,19. Er werd gemeld dat ROS differentieel kan moduleren de activiteit van belangrijke nucleaire factoren zoals p53 of cellulaire componenten zoals de ATM-kinase, de regulering van de respons op DNA-schade 20. Analoog ROS beïnvloeden sterk cellulaire signalering door te bemiddelen the oxidatie en inactivering van eiwit tyrosine fosfatasen (PTP's), die zijn gevestigd als kritische regulatoren van signaaltransductie 21. Bovendien proteomics gebaseerde methoden tonen dat RNS ook verantwoordelijk zijn voor specifieke proteïne modificaties en veranderingen van moleculaire signalering. RNS reageren met de cysteine ​​thiolgroepen te wijzigen in S-nitrothiols (SNO) en triggering moleculaire wegen gelijktijdig met pathologische, zoals ontsteking en auto-immuunziekten 22,23.

Aangezien celcultuurexperimenten gedeeltelijk reproduceren veelheid van factoren handelen in vivo, is het van groot belang redox studies uitgevoerd in diermodellen 24,25. Hiertoe is de zebravis beschouwd als een geschikte gewervelde diermodel oxidatieve stress dynamiek 26 bestuderen. De zebravis is een nieuw model systeem dat geeft een aantal voordelen om te studeren cellulaire en genetische gebeurtenissen tijdens gewervelde development en ziekte. Grote clusters van embryo's kunnen worden gegenereerd en wekelijks beschikbaar voor experimentele behoeften. Bovendien is de buitengewone optische helderheid van zebravis embryo's, evenals hun kleine formaat, kan via een cell imaging en dynamisch volgen in een hele organismen 27. In de afgelopen tien jaar hebben een aanzienlijk aantal zebravismutanten gegenereerd te modelleren van de menselijke pathologische aandoeningen zoals kanker en genetische ziekten 28-31. Het belangrijkste is, is een veelheid van transgene lijnen geproduceerd om uitgebreide mogelijkheden van genetische en biologische manipulaties 32 mogelijk te maken. Zo worden transgene weefselspecifieke zebravislijnen regelmatig gebruikt voor in vivo studies. Deze lijnen drukken een fluorescent eiwit onder de controle van een geselecteerde promoter, die de mogelijkheid om enkele cellen in vivo te identificeren, evenals de anatomische structuur die zij bevatten.

Verschillende toxicologische studies hebben reeds gebruikt thij zebravis over het in vivo effect van chemische stoffen op redox homeostase evalueren, suggereert de geschiktheid van deze gewervelde als een diermodel voor het gebied van geneesmiddelen en oxidatieve stress 33-35. Hoewel sommige fluorescerende probes getest om te controleren oxidatieve stress in zebravis larven 36,37, er geen vaste bepalingen om de niveaus van oxidatieve stress in zebravis weefsels en levende cellen te detecteren en te meten. Hier beschrijven we een werkwijze voor in vivo kwantificatie van oxidatieve stress in levende cellen van de zebravis embryo. Imaging gereedschappen, FACS-sortering, fluorescente probes en pro-oxidatieve voorwaarden wordt gecombineerd tot een eenvoudige test voor de detectie en kwantificering van oxidatieve deeltjes in zebravis embryo's en weefsels genereren.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

1. Voorbereiding van instrumenten en werkende oplossingen

  1. Bereid de vis water oplossing. Maak een voorraad oplossing door het oplossen van 2 g zeezout 'Instant Ocean' in 50 ml gedestilleerd water. Voeg 1,5 ml van de vis water tot 1 liter gedestilleerd water te bereiden klaar om vis water (60 ug / ml zeezout uiteindelijke concentratie) te gebruiken. Autoclaaf het klaar om te vissen water te gebruiken voor gebruik. Deze oplossing wordt gebruikt als zebravis embryo medium.
  2. Bereid methylcellulose voor embryo montage. Los op in 50 ml steriel vis water 1,5 g methylcellulose. Vergemakkelijken de ontbinding met behulp van een magneet op een roer plaat. De volledige oplossing van het poeder kan enkele uren in beslag. Controleer de oplossing op helderheid en hoeveelheid in kleine buisjes. Bewaren bij -20 ° C voor maanden en ontdooien fracties bij gebruik. Centrifugeer de methylcellulose bij 950 xg gedurende 5 minuten voor gebruik. Vermijd vries-dooi cycli van porties.
  3. Bereid 50 ml tricaïne / ethyl-3-aminobenzoaat methaansulfonaat zout (voorraadoplossing) door het oplossen van 200 mg tricaïne in 100 ml water en op pH 7,0 met Tris-HCl 1 M (pH 9). Bewaar deze voorraad bij 4 ° C voor niet meer dan 30 dagen. LET OP: tricaïne is giftig. Gebruiken in overeenstemming met adequate behandeling richtlijnen.
  4. Induceren van oxidatieve stress in de zebravis embryo's
    1. Bereid een oxidant oplossing voor generieke oxidatieve stress inductie: Maak 50 ml oxidant oplossing door toevoeging van H 2 O 2 stockoplossing (waterstofperoxide; 100 mM) om vis water. Gebruik H 2 O 2 van een uiteindelijke concentratie tussen 2 mM en 100 uM. Maak deze oplossing vlak voor gebruik. Het oxidatiemiddel oplossing kan worden toegepast op zowel gehele mount ROS-detectie en eencellige ROS-detectiemethoden. Mis deze oplossing niet bewaren. LET OP: H 2 O 2 is gevaarlijk en schadelijk bij inademing en opname door de mond. Contact met brandbaar materiaal kan brand veroorzaken. Behandel onder een afzuigkap en draag geschikte personale beschermingsmiddelen.
    2. Bereid een oxidant oplossing voor-mitochondriën afgeleide oxidatieve stress inductie: Maak een oxidant stockoplossing (5 mm) door het oplossen van 3,9 mg rotenone in 2 ml van dimethylsulfoxide (DMSO). Bewaar deze oplossing bij kamertemperatuur in het donker.
      1. Ontbinden rotenone stockoplossing aan 10 ml water om een ​​vis klaar te gebruiken oplossing te maken. Gebruik rotenon bij een concentratie van 5-50 uM. Gebruik geen rotenone in concentraties van meer dan 100 micrometer. Bij passende concentraties, kan dit oxidant oplossing worden toegepast op zowel hele mount ROS-detectie en single-cell ROS-detectiemethoden. LET OP: Rotenon is giftig en gevaarlijk. Behandel volgens gepaste voorzorgsmaatregelen.
    3. Induceren van oxidatieve stress door gen knock-down: Knock-down nrf2a genexpressie in zebravis embryo's door morpholino micro-injectie, zoals eerder gemeld door Timme-Laragy A. et al., 2012 38..
    4. Induceren oxidtieve spanning na weefselschade: het genereren van een wond marge op de staartvin van de zebravis embryo's in 72 hpf zoals eerder beschreven door Niethammer et al., 2009 39..
  5. Bereid 5 ml van ROS-detectie oplossing voor enkele cel ROS-detectiemethode:
    1. Oplossing voor algemene ROS detectie: Los het generieke ROS-gevoelige moleculaire probe in HBSS (Hanks gebalanceerde zoutoplossing) om een ​​werkoplossing (concentratiegebied: 2.5-10 pM) bereiden. Deze oplossing moet worden bereid vlak voor gebruik.
    2. Oplossing voor specifieke detectie ROS geïnduceerd mitochondria: Kort voor gebruik lossen een mitochondriale ROS-gevoelige probe met DMSO maken van een 5 mM voorraadoplossing. Los op voorraad oplossing in HBSS om een ​​werkende oplossing (concentratie range: 2.5-10 uM) te bereiden.
      OPMERKING: Vermijd licht en zuurstof blootstelling van ROS-detectie werkende oplossingen en hun respectievelijke voorraad oplossingen. Bescherm de buis van licht door het gebruik vanaluminiumfolie. Bewaar of hergebruik probes opgelost in HBSS. Bewaar de voorraad oplossingen bij -20 ° C voor een maand.
      LET OP: Behandel moleculaire probes en DMSO onder een zuurkast in een daartoe geëigende richtlijnen.
  6. Bereid 5 ml ROS-detectie oplossing voor de gehele mount ROS-detectiemethode: Los het generieke ROS-gevoelige probe stockoplossing (gestabiliseerd in DMSO) in HBSS om een ​​werkoplossing (concentratiegebied: 2,5-5 uM) te bereiden. Vermijd licht en belichting zuurstof. Bescherm de buis van licht. Bereid deze oplossing voor gebruik. Bewaar of hergebruiken van deze oplossing. LET OP: Behandel moleculaire probes onder een zuurkast in een daartoe geëigende richtlijnen.
  7. Voeg 25 ml stop oplossing door toevoeging van 10 ml foetaal runderserum 15 ml PBS 1x. Houd oplossing steriel. Bewaar deze oplossing bij 4 ° C. Deze oplossing is alleen vereist voor enkele cel - ROS detectiemethode.
  8. Stel de zebravis lucht incubator bij 28 &# 176; C.
  9. Stel de centrifuge bij 4 ° C voor de cel ROS-detectiemethode.

2. Het koppelen van Adult Vissen en Selectie van zebravis embryo's

  1. Opstelling volwassen zebravissen paar kruisen volgens standaardprotocollen 40. Selecteer de juiste transgene lijn in overeenstemming met specifieke experimentele behoeften.
  2. Verzamel eieren en leg ze in een 90-mm schotel met vis water / embryo medium. Houd eieren bij 28 ° C tot embryo's ontwikkelen en te groeien naar de gewenste ontwikkelingsstadium (bv. 48 HPF, 72 HPF; HPF: uur na de bevruchting).
  3. Scherm voor het ontwikkelende embryo's. Sluiten alle onbevruchte eieren of onderontwikkelde embryo's.
  4. Verdoven van embryo's door het toevoegen van 1 ml tricaïne (voorraad-oplossing) in 50 ml water vissen.
  5. Selecteer Tg fluorescerende embryo's onder een stereomicroscoop.

3. Behandeling van embryo's met Oxidant Agent

  1. Gebruik minimaal 30 embryo's tussen 48 hpf en 72 HPF per andere toestand. Was embryo tweemaal met verse vis water om tricaïne verwijderen.
  2. Splits fluorescerende embryo's in drie gerechten. Zet niet meer dan 30 embryo's / schotel.
  3. Verwijder de wasvloeistof en voeg 10 ml van de oxidant oplossing of 10 ml van vis water als controle-oplossing.
  4. Incubeer embryo gedurende 10 minuten tot 1 uur bij 28 ° C. De incubatieperiode hangt van het niveau van oxidatieve stress geïnduceerd worden in bepaalde weefsels. Korte perioden zijn de beste als cellen beïnvloed door oxidatieve stress geleidelijk celdood ondergaan.
  5. Transfer embryo's in een nieuwe schotel met HBSS en wassen embryo's door zwenken. Pre-warm HBSS bij 28 ° C.

4. Hele Mount ROS Detectiemethode

  1. Verzamel embryo na behandeling oxidatiemiddel en zet niet meer dan 10 embryo's in een buisje. Spoelen met HBSS zoveel mogelijk. Bescherm de buis van licht met behulp van aluminiumfolie.
  2. Voeg 1 ml van ROS-detectie oplossing voorelke buis.
  3. Incubeer embryo's in het donker gedurende 15 minuten bij 28 ° C om blootstelling aan licht te vermijden.
  4. Tijdens de incubatietijd bereiden een glasplaatje voor de hele embryo analyse. Zet 300 ul van methylcellulose op een "depressie" glasplaatje en verdeel het over de glazen oppervlak met een pipet tip. Vermijd bellen tijdens het loslaten van de methylcellulose.
  5. Aan het einde van de incubatietijd, onmiddellijk de ROS-detectie-oplossing en tweemaal wassen met 2 ml HBSS. Was embryo door het buisje meerdere malen. Niet pipet of vortex.
  6. Aspireren embryo's up in een glas Pasteur pipet. Plaats embryo bij de opening van de pipet en voorzichtig werpen ze in de methylcellulose. Oriënteer de embryo's op de juiste wijze met een fijne nylon lijn.
  7. Vergelijk de fluorescentie van de controle embryo's met behandelde embryo. Alternatief parameters vaststellen van de fluorescentie stereomicroscoop of confocale microscoop zodat alle embryo's worden afgebeeld met dezelfdeimaging-instellingen.

5. Single Cell ROS-detectiemethode

  1. Start vanaf stap: 3.5. Zorg ervoor dat u ten minste 35 embryo's voor elke aandoening.
  2. Transfer embryo's in een nieuw gerecht. Verwijder vis water zoveel mogelijk. Voeg 10 ml ijskoude PBS 1x en 400 ul van proteaseremmers Cocktail. Handmatig dechorionate embryo's met een tang en verwijder de dooierzak met een fijne naald. Opmerking: Het verwijderen van dooierzak zorgt voor schone monsters voor de volgende FACS-analyse. Deze stap kan worden vermeden volgens FACS instrument.
  3. Transfer-de yolked embryo's in een 24-putjes multi-plaat (15 embryo's / putje) en verwijder alle vis water.
  4. Voeg 300 ul HBSS, 30 ui collagenase P, 50 pi trypsine-EDTA in elk putje.
  5. Homogeniseren embryo's door de pipet voorzichtig op en neer met een strakke pipet tip (1000 pl).
  6. Incubeer bij 28 ° C gedurende 20 min en homogeniseren monsters pipetteren elke 5 minuten.
  7. Controleer weefsel DISRuption door het observeren van een monster van homogenaat in de samengestelde microscoop. Vergemakkelijken enkele celsuspensie door pipetteren. Niet embryo incubeer gedurende meer dan 30 minuten.
  8. Stop de reactie door toevoeging van 200 pl stopoplossing. Meng door pipetteren voorzichtig.
  9. Breng celsuspensie in een vooraf gekoelde buis met strak laag. Houd buis op ijs en vermijd blootstelling aan licht.
  10. Centrifugeer gedurende 5 min bij 250 xg bij 4 ° C.
  11. Verwijder de bovenste fase en opnieuw te schorten cellen met ijskoude HBSS door voorzichtig pipetteren.
  12. Tellen cellen en zorg ervoor dat je hetzelfde aantal cellen in al uw monsters. Gebruik niet minder dan 2 x 10 6 cellen.
  13. Centrifugeer cellen gedurende 5 min bij 250 xg bij 4 ° C.
  14. Verwijder supernatant en het pellet schorsen 1 ml ijs gekoeld HBSS bevattende ROS-gevoelige probe.
  15. Incubeer de buis bij kamertemperatuur gedurende 3 min in het donker. Variëren incubatietijd volgens het niveau van oxidatieve stress en tHij gevoeligheid van de probe.
  16. Overdracht cellen om een ​​FACS buis. Houd buizen op ijs en blootstelling aan licht te vermijden voor het FACS-analyse.
  17. Cellen te sorteren met een fluorescentie-geactiveerde cel sorteerder (FACS). Set golflengten volgens Tg weefsel fluorescentie (bijv. GFP) en de excitatie / emissie spectra van de moleculaire probe voor ROS detectie (bv. specifieke mitochondriale ROS-gevoelige probes generieke ROS-gevoelige probes).
  18. Voor elke aandoening, meten alle monsters binnen dezelfde experimentele sessie door toepassing van dezelfde FACS instellingen. Bereken het percentage fluorescerende cellen als het gemiddelde van verschillende biologische herhalingen. Analyseer tenminste twee replica voor elke conditie.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Door toepassing van de hier beschreven methode, kunnen we gemakkelijk meten en detecteren oxidatieve stress (en ROS levels) in de zebravis embryonale weefsels. Na het oversteken volwassen zebravissen worden eieren verzameld en kunnen ontwikkelen bij 28 ° C tot 72 uur na bevruchting (HPF). Om oxidatieve stress induceren, stellen we twee verschillende benaderingen: 1) de behandeling van embryo's met sterke pro-oxidant reagentia of 2) het bevorderen van ROS vorming na weefselbeschadiging.

I...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Kritische stappen

De procedure voor oxidatieve stress detectie in zebravis embryo hierin beschreven omvat twee verschillende methoden. De hele mount ROS-detectiemethode is vooral een kwalitatieve test voor ROS-detectie, terwijl de cel ROS-detectie methode is de specifieke kwantitatieve metingen (figuur 1). Beide methoden bieden een snelle en eenvoudige manier om in vivo ROS-detectie in zebravis embryo's te beoordelen. Maar ze beiden presenteren een aantal kritisch...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

Steun in het Massimo Santoro lab komt van HFSP, Marie Curie Action, Telethon en AIRC. We danken Dafne Gays en Emiliano Panieri voor het kritisch lezen van het manuscript.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Hydrogen peroxide solutionSIGMA516813BEWAAR GEEN DILUTIES
Hank's Balanced Salt Solution 1xGIBCO14025
Methyl celluloseSIGMAM0387
Instant Ocean Aquarium Sea Salt MixtureINSTANT OCEANSS15-10
TricaineSIGMAA5040
Generieke ROS-gevoelige sonde: CellROX Deep Red ReagensINVITROGENC10422
Mitochondria specifieke ROS-gevoelige sonde: MitoSOX INVITROGENM36008los één glas op met 13 μl van DMSO
HydroethidineINVITROGEND23107
RotenoneSIGMAR8875Bereid een 5 mM stamoplossing in DMSO. 
Dimethyl sulfoxideSIGMAD2650
VAS2870; 3-Benzyl-7-(2-benzoxazolyl)thio-1,2,3-triazolo(4,5-d)pyrimidineEnzoLifeScienceBML-EI395los het poeder op in DMSO; verdun in viswater
Propidium Iodide Molecular probes
(Life Technologies)		P3566
7-aminoactinomycine D (7-AAD) Molecular probes
(Life Technologies)		A1310
Nrf2a MorpholinoGeneTools5'-CATTTCAATCTCCAT
CATGTCTCAG-3'		Ref: Timme-LaLaragy et al.; 2012 (PMID: 22174413); Kobayashi et al.; 2002 (PMID:12167159)
Collageenase PROCHE11213857001Los het poeder op bij 100 mg/ml in steriel HBSS. Bewaar aliquots bij -20 °C
Phosphate-Buffered Saline (PBS)GIBCO10010-056
Fetal Bovine Serum GIBCO10082-147
Complete Protease Inhibitor Cocktail TabletsROCHELos een tablet op in 1 ml water
0.5% Trypsin-EDTA (10x), geen fenol roodGIBCO15400-054Bereid 1x werkoplossing voor gebruik
Compound microscope ZEISS
Stereo microscope met fluorescerende verlichtingNikonAZ100
CameraZEISSAxioCamMRm
software voor fluorescentie beeld-acquisitieZEISSZEN 2011
Fluorescentie-geactiveerde celsorteerderBD FACSCalibur
Centrifuge Eppendorf5417R
FACS tubes BD342065
Multiwell Plate BD Falcon353047
Gesteriliseerde, niet-behandelde Petri schotels 90 mmVWR391-1915
Confocale microscoopLeicaLeica SP5

Referenties

  1. Alfadda, A. A., Sallam, R. M. Reactive oxygen species in health and disease. J Biomed Biotechnol. 2012, (2012).
  2. Lu, T., Finkel, T. Free radicals and senescence. Exp Cell Res. 314, 1918-1922 (2008).
  3. Chen, A. F., et al. Free radical biology of the cardiovascular system. Clin Sci (Lond. 123, 73-91 (2012).
  4. Selvaraju, V., et al. Diabetes, oxidative stress, molecular mechanism, and cardiovascular disease--an overview. Toxicol Mech Methods. 22, 330-335 (2012).
  5. Gandhi, S., Abramov, A. Y. Mechanism of oxidative stress in neurodegeneration. Oxid Med Cell Longev. 2012, (2012).
  6. Shi, X., Zhang, Y., Zheng, J., Pan, J. Reactive oxygen species in cancer stem cells. Antioxid Redox Signal. 16, 1215-1228 (2012).
  7. Cui, X. Reactive oxygen species: the achilles' heel of cancer cells. Antioxid Redox Signal. 16, 1212-1214 (2012).
  8. Park, H., Bourla, A. B., Kastner, D. L., Colbert, R. A., Siegel, R. M. Lighting the fires within: the cell biology of autoinflammatory diseases. Nat Rev Immunol. 12, 570-580 (2012).
  9. Nathan, C., Ding, A. SnapShot: Reactive Oxygen Intermediates (ROI). Cell. 140, 951-951 (2010).
  10. Brown, G. C., Borutaite, V. Interactions between nitric oxide, oxygen, reactive oxygen species and reactive nitrogen species. Biochem Soc Trans. 34, 953-956 (2006).
  11. Brieger, K., Schiavone, S., Miller, F. J., Krause, K. H. Reactive oxygen species: from health to disease. Swiss Med Wkly. 142, (2012).
  12. Littarru, G. P., Tiano, L., Belardinelli, R., Watts, G. F. Coenzyme Q(10), endothelial function, and cardiovascular disease. Biofactors. 37, 366-373 (2011).
  13. Landete, J. M. Dietary intake of natural antioxidants: vitamins and polyphenols. Crit Rev Food Sci Nutr. 53, 706-721 (2013).
  14. Finkel, T. Oxidant signals and oxidative stress. Curr Opin Cell Biol. 15, 247-254 (2003).
  15. Murphy, M. P. How mitochondria produce reactive oxygen species. Biochem J. 417, 1-13 (2009).
  16. Sarsour, E. H., Kumar, M. G., Chaudhuri, L., Kalen, A. L., Goswami, P. C. Redox control of the cell cycle in health and disease. Antioxid Redox Signal. 11, 2985-3011 (2009).
  17. Nathan, C., Shiloh, M. U. Reactive oxygen and nitrogen intermediates in the relationship between mammalian hosts and microbial pathogens. Proc Natl Acad Sci U S A. 97, 8841-8848 (2000).
  18. Finkel, T. Signal transduction by reactive oxygen species. J Cell Biol. 194, 7-15 (2011).
  19. Autreaux, B., Toledano, M. B. ROS as signalling molecules: mechanisms that generate specificity in ROS homeostasis. Nat Rev Mol Cell Biol. 8, 813-824 (2007).
  20. Maryanovich, M., Gross, A. A ROS rheostat for cell fate regulation. Trends Cell Biol. 23, 129-134 (2013).
  21. Tonks, N. K. Redox redux: revisiting PTPs and the control of cell signaling. Cell. 121, 667-670 (2005).
  22. Antelmann, H., Helmann, J. D. Thiol-based redox switches and gene regulation. Antioxid Redox Signal. 14, 1049-1063 (2011).
  23. Foster, M. W., Hess, D. T., Stamler, J. S. Protein S-nitrosylation in health and disease: a current perspective. Trends Mol Med. 15, 391-404 (2009).
  24. Albrecht, S. C., Barata, A. G., Grosshans, J., Teleman, A. A., Dick, T. P. In vivo mapping of hydrogen peroxide and oxidized glutathione reveals chemical and regional specificity of redox homeostasis. Cell Metab. 14, 819-829 (2011).
  25. Knoefler, D., et al. Quantitative in vivo redox sensors uncover oxidative stress as an early event in life. Mol Cell. 47, 767-776 (2012).
  26. Fang, L., Miller, Y. I. Emerging applications for zebrafish as a model organism to study oxidative mechanisms and their roles in inflammation and vascular accumulation of oxidized lipids. Free Radic Biol Med. 53, 1411-1420 (2012).
  27. White, R. M., et al. Transparent adult zebrafish as a tool for in vivo transplantation analysis. Cell Stem Cell. 2, 183-189 (2008).
  28. Amatruda, J. F., Patton, E. E. Genetic models of cancer in zebrafish. Int Rev Cell Mol Biol. 271, 1-34 (2008).
  29. Jing, L., Zon, L. I. Zebrafish as a model for normal and malignant hematopoiesis. Dis Model Mech. 4, 433-438 (2011).
  30. Shin, J. T., Fishman, M. C. From Zebrafish to human: modular medical models. Annu Rev Genomics Hum Genet. 3, 311-340 (2002).
  31. Lieschke, G. J., Currie, P. D. Animal models of human disease: zebrafish swim into view. Nat Rev Genet. 8, 353-367 (2007).
  32. Lawson, N. D., Wolfe, S. A. Forward and reverse genetic approaches for the analysis of vertebrate development in the zebrafish. Dev Cell. 21, 48-64 (2011).
  33. Duan, J., Yu, Y., Li, Y., Sun, Z. Cardiovascular toxicity evaluation of silica nanoparticles in endothelial cells and zebrafish model. Biomaterials. 34, 5853-5862 (2013).
  34. Sobrino-Figueroa, A. S. Evaluation of oxidative stress and genetic damage caused by detergents in the zebrafish Danio rerio (Cyprinidae). Comp Biochem Physiol A Mol Integr Physiol. 165, 528-532 (2013).
  35. Xu, H., et al. Oxidative stress and immune related gene expression following exposure to di-n-butyl phthalate and diethyl phthalate in zebrafish embryos. Ecotoxicol Environ Saf. 93, 39-44 (2013).
  36. Hermann, A. C., Millard, P. J., Blake, S. L., Kim, C. H. Development of a respiratory burst assay using zebrafish kidneys and embryos. J Immunol Methods. 292, 119-129 (2004).
  37. Rieger, S., Sagasti, A. Hydrogen peroxide promotes injury-induced peripheral sensory axon regeneration in the zebrafish skin. PLoS Biol. 9, (2011).
  38. Timme-Laragy, A. R., et al. Nrf2b, novel zebrafish paralog of oxidant-responsive transcription factor NF-E2-related factor 2 (NRF2). J Biol Chem. 287, 4609-4627 (2012).
  39. Niethammer, P., Grabher, C., Look, A. T., Mitchison, T. J. A tissue-scale gradient of hydrogen peroxide mediates rapid wound detection in zebrafish. Nature. 459, 996-999 (2009).
  40. Murphy, M. P., et al. Perspective. Cell Metabolism. 13 (4), 361-366 (2011).
  41. Li, N., et al. Mitochondrial complex I inhibitor rotenone induces apoptosis through enhancing mitochondrial reactive oxygen species production. J Biol Chem. 278, 8516-8525 (2003).
  42. Rhee, S. G., Chang, T. S., Jeong, W., Kang, D. Methods for detection and measurement of hydrogen peroxide inside and outside of cells. Mol Cells. 29, 539-549 (2010).
  43. Murphy, M. P., et al. Unraveling the biological roles of reactive oxygen species. Cell Metab. 13, 361-366 (2011).
  44. Covassin, L., et al. Global analysis of hematopoietic and vascular endothelial gene expression by tissue specific microarray profiling in zebrafish. Dev Biol. 299, 551-562 (2006).
  45. Kimmel, C. B., Ballard, W. W., Kimmel, S. R., Ullmann, B., Schilling, T. F. Stages of embryonic development of the zebrafish. Dev Dyn. 203, 253-310 (1995).
  46. Beis, D., Stainier, D. Y. In vivo cell biology: following the zebrafish trend. Trends Cell Biol. 16, 105-112 (2006).
  47. Pan, Y. A., et al. Zebrabow: multispectral cell labeling for cell tracing and lineage analysis in zebrafish. Development. 140, 2835-2846 (2013).
  48. Moussavi Nik, S. H., et al. The BACE1-PSEN-AbetaPP regulatory axis has an ancient role in response to low oxygen/oxidative stress. J Alzheimers Dis. 28, 515-530 (2012).
  49. Matthews, R. P., et al. TNFalpha-dependent hepatic steatosis and liver degeneration caused by mutation of zebrafish S-adenosylhomocysteine hydrolase. Development. 136, 865-875 (2009).
  50. Mukaigasa, K., et al. Genetic evidence of an evolutionarily conserved role for Nrf2 in the protection against oxidative stress. Mol Cell Biol. 32, 4455-4461 (2012).
  51. Mugoni, V., et al. Ubiad1 is an antioxidant enzyme that regulates eNOS activity by CoQ10 synthesis. Cell. 152, 504-518 (2013).
  52. Dowling, J. J., et al. Oxidative stress and successful antioxidant treatment in models of RYR1-related myopathy. Brain. 135, 1115-1127 (2012).
  53. Sun, Y., Dong, Z., Khodabakhsh, H., Chatterjee, S., Guo, S. Zebrafish chemical screening reveals the impairment of dopaminergic neuronal survival by cardiac glycosides. PLoS One. 7, (2012).
  54. Zielonka, J., Kalyanaraman, B. Hydroethidine- and MitoSOX-derived red fluorescence is not a reliable indicator of intracellular superoxide formation: another inconvenient truth. Free Radic Biol Med. 48, 983-1001 (2010).
  55. Chen, X., Zhong, Z., Xu, Z., Chen, L., Wang, Y. 2',7'-Dichlorodihydrofluorescein as a fluorescent probe for reactive oxygen species measurement: Forty years of application and controversy. Free Radic Res. 44, 587-604 (2010).
  56. Karlsson, M., Kurz, T., Brunk, U. T., Nilsson, S. E., Frennesson, C. I. What does the commonly used DCF test for oxidative stress really show. Biochem J. 428, 183-190 (2010).
  57. Belousov, V. V., et al. Genetically encoded fluorescent indicator for intracellular hydrogen peroxide. Nat Methods. 3, 281-286 (2006).
  58. Bjornberg, O., Ostergaard, H., Winther, J. R. Measuring intracellular redox conditions using GFP-based sensors. Antioxid Redox Signal. 8, 354-361 (2006).
  59. Yoo, S. K., Starnes, T. W., Deng, Q., Huttenlocher, A. Lyn is a redox sensor that mediates leukocyte wound attraction in vivo. Nature. 480, 109-112 (2011).
  60. Uusitalo, L. M., Hempel, N. Recent Advances in Intracellular and In Vivo ROS Sensing: Focus on Nanoparticle and Nanotube Applications. Int J Mol Sci. 13, 10660-10679 (2012).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

ROS-detectiewhole mount-methodemethode voor enkelcellenconfocale microscopieflowcytometriefluorescente probesweefseldissociatiegenetische screens
Analyse van oxidatieve stress in zebravis embryo's
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.