Hier presenteren we een protocol om de immunologie van afstoting te bestuderen. Het gepresenteerde chirurgische model rapporteert een korte operatietijd en een beknopte techniek. Afhankelijk van de donor-recipiënt stamcombinatie, kan de getransplanteerde nier acute cellulaire afstoting of chronische allotransplantaatbeschadiging ontwikkelen, gedefinieerd door interstitiële fibrose en tubulaire atrofie.
Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.
Methodenartikel
Muis Niertransplantatie: Modellen van transplantaatafstoting
* These authors contributed equally
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
Afstoting van de getransplanteerde nier bij mensen is nog steeds een belangrijke oorzaak van morbiditeit en mortaliteit. Het muismodel van niertransplantatie repliceert zowel de technische als pathologische processen die optreden bij niertransplantatie bij de mens nauwgezet. Hoewel er muismodellen van allogene afstoting bestaan voor organen die niet de nier zijn, en die technisch meer haalbaar zijn, is er bewijs dat verschillende organen verschillende afstotingsmodi en -dynamiek veroorzaken, bijvoorbeeld het tijdsverloop van afstoting bij cardiale en renale allograften verschilt aanzienlijk in bepaalde stamcombinaties. Dit model is om vele redenen een aantrekkelijke tool, ondanks de technische uitdagingen. Aangezien de haplotypen van ingefokt muisstam goed gekarakteriseerd zijn, is het mogelijk om donor- en ontvangercombinaties te kiezen om acute allograft afstoting te modelleren door transplantatie over MHC klasse I en II loci. Omgekeerd kan door transplantatie tussen stammen met vergelijkbare haplotypen een chronisch proces worden opgewekt waarbij de allograft nier interstitiële fibrose en tubulaire atrofie ontwikkelt. We hebben de chirurgische techniek aangepast om de operatietijd te verkorten en de gemak van de operatie te verbeteren, maar er moet nog steeds een leercurve worden overwonnen om het model getrouw te kunnen repliceren. Deze studie zal belangrijke punten in de chirurgische procedure bieden en het proces van het vestigen van deze techniek helpen.
Inleiding
Succesvolle niertransplantatie voor de behandeling van nierfalen werd voor het eerst beschreven in 1955 tussen eeneiige tweelingen 1, sindsdien is het uitgegroeid tot een revolutionaire behandeling voor patiënten met eindstadium nierfalen in de hele wereld en biedt zowel verbeteringen in de lengte en de kwaliteit van het leven 2. Maar op lange termijn overleving van het transplantaat is belemmerd door een veelheid van pathologische processen als gevolg chronische transplantaat schade 3.
Afstoting van de getransplanteerde nier bij de mens blijft een belangrijke oorzaak van morbiditeit, ondanks de aanzienlijke verbeteringen in immunosupporessive regimes. Het doel van het ontwikkelen van een muismodel van niertransplantatie is om nauw samen te repliceren het proces en pathologie aangetroffen in menselijk niertransplantatie 4. Skoskiewicz e.a.. Eerst beschreven muismodel van renale transplantatie in 1973 5. Hoewel advanced microchirurgische vaardigheden vereist, is een waardevol tool om verschillende redenen: de muis genoom is goed gekarakteriseerd en er is een grote verscheidenheid van experimentele methoden en technieken voor muizen studies.
Veel groepen met het muizenmodel van niertransplantatie hebben gemaakt van de getransplanteerde nier als levensbehoudend orgaan, maar in andere studies en in onze beschreven werkwijze een van natieve nieren van de ontvanger muis blijft in situ gedurende de duur van het experiment 4. Het voordeel is dat de muis ondergaat een anesthesie en operatie waardoor de morbiditeit voor de muis en het risico van overlijden door een tweede procedure verminderen. Bovendien de muis niet lijden onder de negatieve effecten van geleidelijke nierfalen.
Hoewel modellen van allogene afstoting bestaan in andere organen zoals het hart en de huid, deze zijn niet altijd direct relevant niertransplantatie. Er is bewijs dat deze modellen uitlokken verschillende modi en dydynamica van afwijzing, bijvoorbeeld het tijdsverloop van de afwijzing van de cardiale transplantaat en donornier sterk verschilt in bepaalde stam combinaties 6. We hebben acuut nierfalen allograftafstoting patronen beschreven in BALB / c donoren in niet-transgene FVB / nj muizen, dit model toonde cellulair gemedieerde letsel met accumulatie van T-cellen en macrofagen 7. Als alternatief hebben we ook beschreven een model van chronische allograft schade die interstitiële fibrose en tubulaire atrofie vertoont, dit uit overplanten een nier van C57BL / 6 BM12 donors in C57BL / 6 ontvangers, omdat deze muizen worden gekarakteriseerd door een MHC klasse II loci mis -match 8.
Meerdere aspecten van transplantatie zijn onderzocht met behulp van de muis-model van niertransplantatie waaronder acute afstoting, cellulaire en humorale afstoting, ischemie-reperfusie letsel en trialing nieuwe therapeutische middelen. We hebben wijzigde de chirurgische technique om bedrijfstijd te verminderen en het verbeteren van het gemak van een operatie. Vooral hebben we gelijktijdig donor en ontvanger opstelling en een vereenvoudigde vasculaire anastomose techniek met behulp van een continue patch aorta anastomose beschreven. Deze video en manuscript zal de belangrijkste punten om te helpen bij de oprichting van deze techniek.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Protocol
Passende nationale en lokale institutionele ethiek zou moeten zijn in plaats voor het uitvoeren van dierproeven. Met name in het Verenigd Koninkrijk werden de volgende experimenten in het kader van de Dieren (Scientific Procedures) Act 1986 Waar twee microchirurgen beschikbaar zijn om tegelijkertijd werken de donor chirurg moet uitvoeren stappen 1,1-1,16 dan 3,1-3,5, terwijl de ontvanger chirurg voert 2,1-2,8 . Voor een enkele operator de stappen sequentieel kan worden gevolgd.
1 Donor Voorbereiding
Opmerking: De hier gepresenteerde procedure is voor een donor C57BL / 6 BM12 en ontvanger C57BL / 6 mannelijke muizen tussen de 8 tot 16 weken oude jaar met een lichaamsgewicht van meer dan 20 g. Maar deze procedure kan reproduceerbaar worden uitgevoerd op verschillende muizenstammen. De in de sectie representatieve resultaatgegevens verkregen uit C57BL / 6, C57BL / 6 BM12 en BALB / c muizen.
- Gedrag procedures using steriele chirurgische instrumenten en verbruiksgoederen (autoclaaf), met inspanningen om het werkgebied zo steriel mogelijk te houden. Voer de donor preparaat tegelijkertijd met de ontvanger preparaat als twee chirurgen beschikbaar.
- Verdoven van de muis met een intraperitoneale injectie (31G naald) van medetomidine (0,5 mg / kg) en ketamine hydrochloride (200 mg / kg). Dit resulteert in een verdovingsmiddel vlak dat wordt gedurende 4 uur verschaffen voldoende om de gehele procedure uit te voeren. Aanvullende verdoving niet noodzakelijk.
- Bevestigen dat de muis wordt verdoofd (geen reactie op teen knijpen).
- Scheer de buik van de muis en verwijder alle losse haren met plakband.
- Plaats de muis op zijn rug op een steriel gedrapeerd verwarmde mat en losjes immobiliseren de ledematen met steriele afplakband.
- Bewaken van de muis tijdens de gehele procedure voor brandwonden. Indien mogelijk gebruik maken van een niet-elektrische warmtebron.
- Breng een eye smeermiddel en sanitize de buikwand met een verdunde jodiumoplossing.
- Maak een middellijn incisie in de buik om de buikholte te gaan en plaats een 3 cm Calibri abdominale oprolmechanisme.
- Solliciteer opgewarmd zoutoplossing om de darmen en chirurgisch gebied vochtig te houden en te voorkomen dat onnodige drogen van de ingewanden.
- Bedek de muis met steriele doeken en zet de darmen aan links van de operator (rechter muis) aan de aorta, vena cava en de linker nier bloot.
- Breng een ratcheted pincet aan de maag en trek superieur aan de grote bloedvaten en de linker nier volledig bloot. Pack vochtig steriele swabs (2 mm x 2 mm) in de buik te trekken weefsels van het chirurgische gebied, zoals de lever lobben, zaadblaasjes en darm.
- Isoleer de linker nier van omliggende adventitia, vet en de linker bijnier in de peritoneale holte van het bot ontleden bindweefsel met fijne punt tang. Plaats de gesloten uiteinden van de tang tussen de gebieden die need worden gescheiden en langzaam laat de forcep tips te openen om de ruimte snijden.
- Isoleer de linker renale ader door ligatie en vervolgens te delen links bijnier ader en links gonadale ader met 9 / O nylon. Plaats de hechtdraad nabij de renale ader.
- Ligeer en verdeel de ureter met 7 / O zijden hechtdraad dichtbij de blaas waardoor de hechting eindigt lang. Deze lange hechtdraad einden worden gebruikt wanneer de nier geoogst en noodzakelijk zijn voor de ureteric anastomose.
- Te mobiliseren en volledig ontleden de aorta en vena cava superieur en inferieur aan de nierslagader en ader gebruiken fijne punt tang om lymfevaten en vet van de voorkant en de zijkanten van de schepen bot ontleden.
- Vind het weefsel vlak tussen de aorta en de vena cava en langzaam verspreidde de tang. Open langzaam de toppen van de fijne getipt tang om het weefsel met minimale trauma verspreiden.
- Das een losse 7 / O zijde rond de aorta superieur en inferieur aan de nierslagader door het passeren van een schuine fijnetip tang rond de achterkant van vaartuigen en trekken een hechting door. Deze hechtingen zullen voorafgaand aan de nieren retrieval worden verscherpt om retrograde perfusie van de University of Wisconsin-oplossing mogelijk te maken.
2 Ontvanger Voorbereiding
Zoals aangegeven in de donor voorbereiding Volg stappen 1,2 tot 1,8.
- Verplaats de darmen aan het recht van de exploitant (linkermuisknop's) aan de aorta, vena cava bloot. Bedek de darmen met een steriele zoutoplossing gedrenkte doekje.
- Voer een recht nefrectomie door ligatie van de rechter nierslagader en de ader samen met 7/0 zijden hechtdraad en vervolgens delen.
- Afbinden van de juiste ureter met 7 / O zijden hechtdraad en delen.
- Mobiliseren en volledig ontleden de aorta en vena cava inferior de renale slagader en ader zoals beschreven in stap 1.14 en 1.15. Zorgen voor volledige dissectie tussen de aorta en de vena cava. Zorg ervoor dat de interne spermatic slagader die anterior loopt naar de vena cava en aort behoudeneen samen met het lymfatische bundel.
- Lumbale vaartuigen die in het retroperitoneum van de vena cava en ader aan de wervelkolom identificeren, ligeren met 9 / O zijde in continuïteit, behoeft de vaartuigen verdelen.
- Identificeer voldoende ruimte om microvasculaire klemmen te plaatsen met ruimte tussen de voor vaatverbindingen.
- Dien intraveneus heparine (5 stuks) via dorsale penile ader.
3 donornier Retrieval
Draai de 7 / O zijden dassen die zijn geplaatst rond de lagere en hogere aorta naar de nier van de arteriële circulatie te isoleren.
- Bezielen retrograde koude 0,2-0,5 ml van de Universiteit van Wisconsin-oplossing met een naald (31G) in de aorta.
- Verdeel de aorta in de hechtingen en verdeel de renale ader bij de kruising met de vena cava naar de nieren en de renale slagader met een lengte van aorta verwijderen. Verdeel lumbale schepen die uit de aorta, indien zij aanwezig zijn, without ligatie.
- Plaats de nier in koude zoutoplossing op een steriel wattenstaafje in een cultuur schotel.
- Euthanaseren de donor muis door cervicale dislocatie.
4 Niertransplantatie - Nier Voorbereiding
- Maak een aorta patch door de aorta wand verdelen lengterichting direct tegenover de nierslagader. Het identificeren van elk vaartuig Lumen in de patch die moeten worden afgebonden of vermeden worden bij het uitvoeren van de arteriële anastomose.
- Plaats een 10 / O hechtdraad van buiten naar binnen de renale ader lumen craniaal en een tweede aparte hechtdraad caudaal. De hechtingen gebruikt om de adrenale ader delen en gonadale ader kan worden gebruikt om het vat oriënteren.
- Plaats de nier in de rechter flank van de ontvanger (figuur 1.1) en zorgen voor de hechtingen zijn goed geplaatst om ervoor te zorgen vaatverbindingen kan worden voltooid zonder de hechtingen raken verstrengeld in staafjes of andere instrumenten.
5 Nier Transplantatie - Vasculaire Anastomosis
Solliciteer microvasculaire klemmen eerst inferiorly dan superiorly omvat de vena cava en de aorta.
- Maak een ventomy met een naald (31G) door aanprikken van de voorste wand van de vena cava. Spoel bloed van de vena cava door injectie ongeveer 50 ui 0,9% NaCl.
- Widen de venotomie met fijne punt pincet door ze te openen in de venotomie zodat de lengte gelijk is aan de diameter van de donor renale ader.
- Plaats de 10 / O superieure hechting (die al in het lumen van de renale ader) eerst aan de top van de venotomie (figuur 1.2) en lid van de achterwand van de anastomose in een lopende hechtdraad tot de inferieure top is bereikt (Figuur 1.3).
- Plaats de 10 / O inferieur hechtdraad en bind eerst met een enkele knoop (figuur 1.4), dan koppelen aan de lopende hechting van de achterwand.
- De inferieure hechting maakt het voorste wall van de anastomose (figuur 1.5) met een lopende hechtdraad en binden aan de superieure hechting einde aan de superieure apex (figuur 1.6).
- Een aortotomy door het oppakken van de aortawand met een pincet en snijden een elliptische patch met een schaar (ongeveer aortotomy moet een vijfde van de omtrek van de aorta en driemaal de nierslagader lumen in lengte).
- Plaats een 10 / O hechting op de superieure punt van de aorta patch van buiten naar binnen (figuur 1.7) en pass aorta buiten de vaartuigen te binden op de superieure top van de aortotomy.
- Maak de arteriële anastomose met een lopende hechting begint superiorly (figuur 1.8) anastomose- de donor patch aan de ontvanger aorta, verzorgen de anastomose niet te vernauwen door koppelverkoop de hechtingen te strak (figuur 1.9).
- Verwijder de inferieure vasculaire klemmen dan eerst de superieure klem op de nier reperfusie (Figuur 1.10 en 1.11). Zichtbare peristaltiek van de ureter misschien gezien als voldoende bloedtoevoer naar de ureter bereikt.
6 Niertransplantatie - Ureteric Anastomosis
- Verdeel eventuele bijlagen van de blaas van de buikwand.
- Passeren een naald (21G) van links naar rechts van de blaas door beide muren.
- Plaats rechte pincet tips in de naald lumen en gaan beide terug door de blaas zodat de tang nu passeren van rechts naar links van de linker zijde van de blaas.
- Teken de hechting op de donor ureter door de blaas zodat de ureter passen in de linker blaas defect vervolgens uit de rechterkant.
- Hecht de adventitia van de urineleider naar de adventitia van de blaas met drie enkele onderbroken hechtingen rond de ingang met 9 / O nylon hechtdraad op een ronde-bodied naald.
- Snijd de ureter proximaal van de ligatuur, waardoor het openen van ee ureter om urine stromen en laat de ureter einde terug te trekken in het lichaam van de blaas. Zichtbare productie van urine kan worden waargenomen, samen met bloeden van peri-ureteric schepen.
- Sluit de rechterkant blaas defect met een enkele onderbroken 9 / O zijden hechtdraad.
7 Recovery en postoperatieve zorg
Vervang het maag-ingewanden in de buik in hun oorspronkelijke stand en sluit de buikwand door de onderlinge aanpassing van de rectus spieren met 6 / O-absorbeerbare hechtdraad.
- Benaderen de huid met metalen huid clips.
- Gedeeltelijk omkeren van de anesthesie met een subcutane injectie van atipamazole hydrochloride (10 ul / g).
- Dien pijnstiller door subcutane buprenorfine hydrochloride (0,05 mg / kg) en voor fluïdum support injectie 1 ml subcutane 0.9% NaCl.
- Herstel van de muis in een opwarming kast bij 28 ° C gedurende 24 tot 48 uur. Let op de muis voor de ziekte tot devoltooiing van het experiment.
- Verwijder de metalen huid clips 7-10 dagen na de operatie.
- Nadat het experiment voltooid euthanaseren de muis door cervicale dislocatie.
- En vang het contralaterale nier en allogreffe voor histologische analyse.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Resultaten
Renale allograft afstoting kan worden beoordeeld door histologische analyse van methacarn vaste paraffine ingebedde weefselcoupes van de getransplanteerde nier (figuur 2). Isotransplantaat transplantatie van nieren tussen syngenetische muizen resulteert in renale ischemische reperfusie schade, echter met 4 weken de buisjes hebben zich hersteld en zijn histologisch vergelijkbaar met inheemse nieren. Acute afstoting kan worden gemodelleerd door C57BL / 6 niertransplantatie in BALB / c ontvangers, binnen 1...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Discussie
De meest beschreven wijze bij de arteriële anastomose voeren is de distale aorta van de donor gebruikt, de renale arterie bij voortzetting in een end-to-side wijze de ontvanger aorta. We beschrijven het gebruik van een aorta patch, vergelijkbaar met de "Carrell patch" mirroring die uitgevoerd humane niertransplantatie onze mening handiger zijn. Hoewel rapporten in de literatuur van donor en ontvanger operatietijd schaars zijn wij van mening dat het gebruik van een aorta patch aan ontvanger aorta in plaats van ...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Openbaarmakingen
De auteurs hebben niets te onthullen.
Dankbetuigingen
Financiering van Kidney Research UK, The Royal College of Surgeons van Edinburgh en de European Society of Organ Transplantation ondersteund deze studie.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Materialen
```html
```
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| Chirurgische instrumenten | |||
| Blunt Dissecting Scissors | Fine Science Tools | 14072-10 | Voor het snijden van huid |
| Curved Castoviejo scissors | Fine Science Tools | 15017-10 | Voor het snijden van weefsel |
| Spring Scissors – recht | Fine Science Tools | 15000-08 | Voor het snijden van hechtingen |
| Gegraalde pincet 1x2 tanden | Fine Science Tools | 11021-12 | |
| 2 x Fijne punt forceps (Dumont Nr.5) | Fine Science Tools | 11251-20 | |
| Gedraaide fijne punt forceps (Dumont Nr. 5/45) | Fine Science Tools | 11253-25 | Voor blunt disseceren |
| Gebogen fijne punt forceps (Dumont Nr.7) | Fine Science Tools | 11273-22 | Bruikbaar om schepen om te gaan |
| Gebogen Crile Hemostaat | Fine Science Tools | 1300-04 | |
| Micro clip applicator met vergrendeling | Fine Science Tools | 18056-14 | |
| 2 x Micro serrefines veerbreedte 2mm, kaaklengte 4mm | Fine Science Tools | 18055-04 | Microvasculaire klemmen |
| 2 x Colibri 3cm draad retractor | Fine Science Tools | 17000-03 | |
| Castroviejo naaldhouder met vergrendeling | Fine Science Tools | 120660-01 | |
| Wondclip applicator | Fine Science Tools | 12031-07 | |
| 7mm wondclips | Fine Science Tools | 12032-07 | Verwijderen 7 tot 10 dagen na de operatie |
| Uitrusting | |||
| OPMI pico microscoop | Carl Zeiss | S100 | |
| Thermische cauteriseerapparaat met fijne punt | Geiger | 150A | |
| Warmte elektronische pad | Cozee Cumfort | n/a | |
| Euroklav 23-S | Melag | n/a | Autoclaaf |
| Wegwerp apparatuur | |||
| 7/O Zijde gevlochten hechting | Pearsall | 30514 | |
| 10/O Dafilon (polyamide) hechting | B-Braun | G1118099 | |
| 6/O Vicryl (polyglactine) | Ethicon | W9537 | |
| Reguliere bevelnaald, 1 inch, 21G | Bection, Dickinson and Company | 305175 | Voor ureterische anastamose |
| Reguliere bevelnaald, 5/8 inch, 25G | Bection, Dickinson and Company | 305122 | |
| Reguliere bevelnaald, 1/2 inch, 30G | Bection, Dickinson and Company | 304000 | |
| Insulinenaald 1ml, 29G | Bection, Dickinson and Company | 324827 | |
| Insulinenaald 0.3ml, 30G | Bection, Dickinson and Company | 324826 | |
| 1 ml spuit slip tip | Bection, Dickinson and Company | 300184 | |
| 5 ml spuit slip tip | Bection, Dickinson and Company | 302187 | |
| Wypall papieren watten | Kimberley-Clark | L40 | gesteriliseerd door autoclave |
| Wattenstaafjes | Johnson and Johnson | n/a | gesteriliseerd door autoclave |
| Platte drapen | Guardian | CB03 | gesteriliseerd door autoclave |
| Cellencultuurschaal 60mm x 15mm | Corning Incorporated | 430166 | |
| Dispenserpen | B-Braun | DP3500L / 413501 | Gebruikt met NaCl 0,9% |
| Reagentia en medicijnen | |||
| (Lacri-Lube) Witte zachte paraffine 57,3%, mineraal olie 42,5% en lanoline alcoholen 0,2% | Allergan Ltd | 21956GB10X | |
| (Videne) Povidon-jood 10% | Ecolab Ltd | PL 04509/0041 | |
| (Vetalar V) Ketaminehydrochloride | Pfizer Animal Health | Vm 42058/4165 | 100mg/ml oplossing (dosis 200mg/kg) |
| (Domitor) Medetomidinehydrochloride | Orion Pharma | Vm 06043/4003 | 1mg/ml (dosis 0,5mg/kg) |
| (Vetergesic) Buprenorfinehydrochloride | Alsto Animal Health | Vm 00063/4002 | 0,3mg/ml (dosis 0,05mg/kg) |
| (Antisedan) Atipamezole hydrochoride | Orion Pharma | Vm 06043/4004 | 5mg/ml (dosis 2mg/kg) |
| University of Wisconsin Oplossing | Belzer Bridge to Life | n/a | dosis ongeveer 500 microliters/muis |
| NaCl 0,9% | Baxter | FKE1323 | |
| Heparine Sulfaat | niet-merkgebonden | n/a | 5000eenheden/ml (dosis 5eenheden/muis) |
Referenties
- Guild, W. R., Harrison, J. H., Merrill, J. P., Murray, J. Successful homotransplantation of the kidney in an identical twin. Trans. Am. Clin. Climatol Assoc. 67, 167-173 (1955).
- Wolfe, R. A., et al. Comparison of mortality in all patients on dialysis, patients on dialysis awaiting transplantation, and recipients of a first cadaveric transplant. N. Engl. J. Med. 341, 1725-1730 (1999).
- Nankivell, B. J., Alexander, S. I. Rejection of the Kidney Allograft. N. Engl. J. Med. 363, 1451-1462 (2010).
- Tse, G. H., Hughes, J., Marson, L. P. Systematic review of mouse kidney transplantation. Transplant International. 26, 1149-1160 (2013).
- Skoskiewicz, M., Chase, C., Winn, H. J., Russell, P. S. Kidney transplants between mice of graded immunogenetic diversity. Transplant. Proc. 5, 721-725 (1973).
- Zhang, Z., et al. Pattern of liver, kidney, heart, and intestine allograft rejection in different mouse strain combinations. Transplantation. 62, 1267-1272 (1996).
- Qi, F., et al. Depletion of cells of monocyte lineage prevents loss of renal microvasculature in murine kidney transplantation. Transplantation. 86, 1267-1274 (2008).
- Dang, Z., Mackinnon, A., Marson, L. P., Sethi, T. Tubular atrophy and interstitial fibrosis after renal transplantation is dependent on galectin-3. Transplantation. 93, 477-484 (2012).
- Jabs, W. J., et al. Heterogeneity in the Evolution and Mechanisms of the Lesions of Kidney Allograft Rejection in Mice. Am. J. Transplant. 3, 1501-1509 (2003).
- Lin, T., et al. Deficiency of C4 from Donor or Recipient Mouse Fails to Prevent Renal Allograft Rejection. Am. J. Pathol. 168, 1241-1248 (2006).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Herprints en machtigingen
