Methodenartikel

Ontwerp, oppervlaktebehandeling, Cellular Plating, en het kweken van Modulair neuronale netwerken Samengesteld uit Functioneel Inter-verbonden Circuits

DOI:

10.3791/52572

⸱

15 april 2015

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Neurobiology, George S. Wise Faculty of Life Sciences, Tel-Aviv University, 2Department of Neuroscience and Brain Technologies, Istituto Italiano di Tecnologia, 3School of Electrical Engineering, Tel-Aviv University, 4School of Physics and Astronomy, Tel-Aviv University, 5Department of Informatics, Bioengineering, Robotics and System Engineering, University of Genova

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit manuscript beschrijft een protocol om te groeien in vitro modulaire netwerken bestaande uit ruimtelijk beperkt, functioneel met elkaar verbonden neuronale circuits. Een polymere masker wordt gebruikt voor het patroon van een eiwit laag om cellulaire adhesie op het kweken substraat te bevorderen. Plated neuronen groeien op gecoat gebieden oprichting spontane verbindingen en vertonen elektrofysiologische activiteit.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het brein werkt via de gecoördineerde activering en de dynamische communicatie van neuronale assemblages. Een grote open vraag is hoe een uitgebreid repertoire van dynamische motieven, die meest uiteenlopende hersenfuncties ten grondslag liggen, kunnen voortkomen uit een vaste topologische en modulaire organisatie van de hersenen circuits. In vergelijking met in vivo studies van neuronale circuits die intrinsieke experimentele moeilijkheden opleveren, in vitro preparaten bieden een veel grotere mogelijkheid te manipuleren en sonde de structurele, dynamische en chemische eigenschappen van experimentele neuronale systemen. Dit werk beschrijft een in vitro experimentele methode die het mogelijk maakt het groeien van modulaire netwerken samengesteld door ruimtelijk onderscheiden, functioneel met elkaar verbonden neuronale assemblages. Het protocol maakt het regelen van de tweedimensionale (2D) architectuur van het neuronale netwerk op verschillende topologische complexiteit.

Een gewenste netwerk patroonvorming kan zijnbereikte zowel op reguliere dekglaasjes en substraat ingesloten micro-elektrode arrays. Micromachine structuren reliëf op een silicium wafer en gebruikt om biocompatibele polymere stencils, die de negatieve kenmerken van het gewenste netwerkarchitectuur nemen creëren. De sjablonen worden tijdens de oppervlaktelaag procedure met een moleculaire laag voor het bevorderen van cellulaire adhesie aan het kweken substraten geplaatst. Na verwijdering van de stencils worden neuronen uitgeplaat en zij spontaan doorgestuurd naar de beklede gebieden. Door het verlagen van de inter-compartiment afstand, is het mogelijk om ofwel geïsoleerde of onderling verbonden neuronale circuits te verkrijgen. Celoverleving bevorderen, cellen samen gekweekt met een ondersteunend neuronale netwerk dat zich aan de rand van de kweekschaal. Elektrofysiologische en optische opnames van de activiteit van modulaire netwerken respectievelijk verkregen door substraat ingesloten micro-elektrode arrays en calcium imaging gepresenteerd. Terwijl elke module toont Spontaneous wereldwijde synchronisaties, wordt het optreden van de inter-module synchronisatie gereguleerd door de dichtheid van de verbinding tussen de circuits.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Experimentele en theoretische bewijzen ondersteunen de mogelijkheid dat de hersenen werken door gecoördineerde activatie van celsamenstellen 1-5, waarbij dynamische functionele eenheden die tijdelijk met elkaar, vormen en onderliggende verschillende hersengebieden toestanden kunnen worden beschouwd. Functionele modulariteit is ook afhankelijk en verbonden aan de structurele modulaire organisatie van de hersenen circuits 6,7. Hoe de functie en structuur van de hersenen circuits elkaar wederzijds vorm is nog steeds één van de belangrijkste open vragen in de neurowetenschappen. Om een ​​dieper inzicht in deze vraag te voorzien, is het belangrijk om een ​​optimale experimentele kaders identificeren waar het mogelijk is om aan te pakken, ten minste gedeeltelijk, die kwesties. Sinds gecontroleerde manipulatie van de ruimtelijke en temporele dynamiek van neuronale netwerken in in vivo-experimenten is uitdagend, de ontwikkeling van in vitro neuronale netwerken modellen is van groot belang vanwege hun gemakkelijke accessibility, controle, manipulatie en het modelleren van 8,9. In de afgelopen jaren, in vitro technieken met geavanceerde substraat patroonvorming werkwijzen maken neuronale netwerken bewegen een reeks vooraf gedefinieerde modulaire structuren 3 ontwikkelen en de functionele eigenschappen van netwerken bestuderen met opgelegde topologieën 10. In het bijzonder werden methoden onlangs gebruikt om netwerken te organiseren door het opleggen van fysieke beperkingen 4,11. Inderdaad, het verband tussen structuur en functie in neuronale netwerken te bestuderen en om een vereenvoudigde maar plausibele voorstelling van interactie neuronale assemblages bieden, dient in vitro systemen onderling verbonden neuronale subpopulaties bieden. Uitgebreid bestudeerd 2D homogene neuronale culturen geen ruimtelijke beperkingen op te leggen aan de zelf-georganiseerde emergent bedrading van de circuits. Daarom is een mogelijke aanpak om kunstmatig verbonden celsamenstellen vorm is om de verschillende neuronale populaties spuugde positionerenially verschillende gebieden. De afstand tussen deze gebieden niet voorkomen dat de inter assemblages aansluitingen. Deze benadering, waarbij een aanzienlijke controle over netwerkcomplexiteit, is aangetoond dat een rijkere repertoire synchronisatie modellen 6,7,12 verschaffen.

Om een ​​reproduceerbare kweken van neuronale modulaire samenstellen vergemakkelijken, een protocol voor de zelf-organisatie van neuronale netwerken in clusters toegevoegd door axonen en dendrieten assembleren wordt voorgesteld en beschreven. De polymere structuur voor de fysieke opsluiting van neuronale culturen is ontstaan ​​uit polydimtheylsiloxane (PDMS). PDMS is een elastomeer veel gebruikt voor biomedische applicaties vanwege de biologische verenigbaarheid ervan, transparantie en permeabiliteit voor gassen 13. De PDMS wordt bereid en uitgesloten van de micromachine SU8 2075 14,15 structuren door spin coaten van een vloeibare PDMS op een "master" zoals eerder beschreven in Jackman et al. 16 THij bereikte gevormde neuronale netwerken bestaan ​​uit onderling verbonden modules van verschillende grootte en ze werden met succes verkregen zowel dekglaasjes en Micro Electrode Arrays (MEA) 17-20. De dichtheid van de verbindingen tussen de modules kunnen de eigenschappen van het netwerk synchronisatie tussen modules wijzigen van een volledig gesynchroniseerde netwerk, typisch uniform culturen, voorbijgaande toestanden van synchronisatie.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De procedure werd uitgevoerd in overeenstemming met de NIH normen voor de zorg en het gebruik van proefdieren en werd goedgekeurd door de Universiteit van Tel Aviv Animal Care en gebruik Comite (nummer van de vergunning - L-14-019).

1. Voorbereiding van Instrumenten en PDMS

  1. Bereid de wafel (Table of Materials, of bestel de wafel vanaf een microfabricage lab), een scalpel en pincet - sterilisatie niet noodzakelijk.
  2. Maak poly-D-lysine (PDL) oplossing volgens de volgende voorwaarden: 4 mg / ml in 0,1 M boraatbuffer, pH 8, en bewaar bij -20 ° C.
  3. Bereid PDMS stencils volgens de volgende procedure:
    1. Bereid polydimethylsiloxaan (PDMS, silicone-elastomeer) door mengen van de basis en het hardingsmiddel met een verhouding van 10: 1, roer de 2 stoffen gedurende ongeveer 5 min.
    2. Plaatsen in vacuümkamer tweemaal gedurende 15 min elke keer en controleer belletjes zijn verdwenen.
    3. Wanneerhet PDMS is klaar, bereiden spinbekleder: geopend stikstof knoppen om het gebruik van gas mogelijk te maken, plaatst u de silicium wafer (Figuur 1A) op de spinner, en gebruik het vacuüm te verhinderen dat ze.
    4. Giet PDMS dan wafer en activeert de spinner gedurende 1 min bij 1000 rpm (creëert ongeveer 100 urn hoogte).
    5. Plaats wafer op een hete plaat bij 100 ° C gedurende 30 min.
    6. Wanneer het PDMS is uitgehard overzicht grenzen het sjabloon met PDMS, met Pasteur pipet. Plaats wafer op een hete plaat bij 100 ° C gedurende 30 min.
    7. Wanneer de PDMS grenzen hebben verhard, gebruik dan een scalpel om stencils gesneden volgens de grenzen en trek het silicium stencil van de wafer (een kwadraat PDMS die een enkele patroon).

2. petrischaaltje en Cover Slip Voorbereiding

  1. Bereid 23 mm vierkante glazen dekglaasjes en reinig ze volgens de volgende volgorde:
    1. Wassen met gedestilleerd water, 70% ethanol en aceton.
    2. Wassen met isopropanol en snel droog met stikstof.
  2. Plaats patroon PDMS stencils op dekglaasje, en drukt u voorzichtig om te controleren of ze stevig zijn bevestigd aan het glasoppervlak. Plaats in vacuümkamer 15 min.
  3. Drop 1 ml van PDL op stencil. Plaats het dekglaasje in de vacuümkamer tweemaal 20 minuten per keer, en laat PDL O / N drogen.
  4. Bereid petrischaal een ondersteunende cel netwerk te creëren:
    1. Bedek het oppervlak van de schaal (3,5 cm) met 1 ml van PDL 2 uur bij RT. Verwijder de PDL druppel met een pipet.
    2. Wassen met gedestilleerd water en laten drogen. Plaats een klein druppeltje siliconenvet op elke hoek van het dekglaasje.
  5. Plaats het dekglaasje op het midden van de petrischaal (dat wil zeggen, moet het PDMS worden naar boven) en druk zachtjes om bevestiging te controleren.
  6. Verwijder voorzichtig PDMS van dekglaasje met een pincet. Voor sterilisatie, blootstellen aan UV-verlichting voor 7 min.
le "> 3. Multi-Electrode Array (MEA) Voorbereiding

  1. Schoon MEA in deze volgorde (tabel van Materialen):
    1. Wassen met water onder de kraan en ultrasone trillingen in een geconcentreerde, enzymatische detergent 3 keer.
    2. Ultrasone trillingen in gedestilleerd water 3 keer.
    3. Wassen met gedestilleerd water (in kap, 1.000 III tip) 3 keer en plaats onder UV gedurende 30 min.
  2. Ondersteunende netwerk voorbereiding:
    1. Bereid de ontworpen ondersteunend netwerk schimmel.
      1. Giet PDMS in een 12-well plaat (22 mm diameter).
      2. Wanneer de PDMS is uitgehard nemen uit de mal en met behulp van een scalpel, een gat in het midden om een ​​ring vorm te maken.
      3. Plaats een ontworpen ondersteuningsnetwerk schimmel op het midden van het MEA (figuur 2A) en bestrijken de rest van het oppervlak met PDL gedurende 2 uur bij KT.
    2. Verwijder PDL behulp van een pipet en wassen met gedestilleerd water.
    3. Verwijder de mal en laat het drogen (Figuur 2A).
  3. Lijn stencil naar MEA op de volgende manier:
    1. Plaats stencil op aangewezen micro manipulator. Gebruik een omgekeerde microscoop om nauwkeurig uitlijnen patroon structuur elektroden en laat het stencil totdat op het MEA oppervlak (figuur 2B) geplaatst.
      Opmerking: Neem contact op met een goed schoongemaakt MEA biedt concurrerende hechting tussen de PDMS en de MEA zelf.
    2. Til de micromanipulator en gebruik indien nodig pincet een kleine hoeveelheid druk toegepast boven de PDMS te voorkomen dat het loskomen van de MEA.
    3. Druk voorzichtig op stencil te MEA oppervlak, en gebruik microscoop om te controleren of hij stevig bevestigd is, en goed uitgelijnd. (Figuur 2C-D).
  4. Plaats MEA in vacuümkamer voor 15 min; zet een 1 ml druppel PDL op stencil.
  5. Invoegen in vacuümkamer 2 keer voor 20 minuten elk. Laat PDL drogen O / N in de incubator.
  6. Voordat plating, verwijder de PDMS stencils van MMO's en wassen met steriele water. Plaats onder UV-belichting gedurende 7 min.

4. Dissection en Cultuur

  1. Bereid culturen zoals beschreven Herzog et al. 2011 21.

5. Plating

  1. Bereken aantal cellen nodig voor plateren met behulp van een hemocytometer (optimale dichtheid volgens de grootte van de schakeling beschreven in het resultaat).
    1. Zorg ervoor dat de telkamer (hemocytometer) is schoon en plaats een deksel slip op het (gebruik van alcohol schoon te maken).
    2. Verdun 10 pi van de celsuspensie in 190 pl plaatmedium (verdunning 1:20).
    3. Plaats 10 gl van de verdunde cellen op de rand van de telkamer en langzaam pipet cellen uit waardoor de kamer zich vult.
    4. Met behulp van een omgekeerde microscoop, visualiseer de haemocytometer net. Bepaal het aantal cellen in de kamer door directe telling (gezonde cellen zou ronde). Tel de cellen in het grote plein without die het oversteken van de randen.
    5. Bereken de concentratie van cellen:
      Totaal aantal cellen / 1000 ul = totaal getelde cellen x verdunningsfactor x 10 4 (gebied van de hemocytometer).
      Opmerking: Als bijvoorbeeld de verdunningsfactor was 20 en de totale cellen geteld werden 100:
      100 x 20 x 10 4 = 0,1 x 10 7 cellen / 1000 ul of 1 x 10 6/100 ul. Om 0.75 x 10 6 cellen plaat, neem 75 pi uit de cellen.
  2. Neem het aantal cellen nodig voor plateren per enkelvoudige MEA of petrischaal, resuspendeer de cellen om aggregatie te voorkomen en plaat ze in het midden bovenop het patternate gebied (indien nodig, het mogelijk om de cellen te verdunnen in het medium) . Voor de MEA, plaats een 100 ul druppel in het midden. Voor dekglas, plaats een 1.000 III daling in het midden.
  3. Incubeer de cellen uitgeplaat bij 37 ° C gedurende 40 min. Voeg plating medium om de geplateerde cellen tot 1ml per MEA en 2 ml per dekglas.
  4. Houd bij 37 ° C en elke 4 dagen, verdund met vers groeimedium verrijkt met 0,5 Pen-Strep, 2% B-27 en 0,75% glutamax.
  5. Van 07/06 DIV, na het zien van verbindingen tussen de eilanden, verdunnen medium met 10 ul / ml FUDR (25 mg deoxyuridine + 62,5 mg uridine in 12,5 ml MEM (Minimum Essential Medium Eagle)) of een andere anti-mitotische middel aan gliale voorkomen begroeiing.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Een SU8-2075 schimmel op een silicium wafer met een functie dikte van ongeveer 100 urn werd gebruikt om de PDMS vormen. Het patroon werd uit vierkanten van verschillende afmetingen, met een zijlengte en afstand variërend tussen 200 en 700 urn (Figuur 1B). De afmeting van het vierkant werd gekozen om het gezichtsveld van een 10X passen (voor eilanden met een zijlengte <800 pm) en een 20X objectief (voor eilanden met een zijlengte <400 pm). Drie parameters, namelijk cel plating dichtheid, afstand tu...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Een protocol 2D modulaire neuronale netwerken groeien in vitro samengesteld functioneel onderling verbonden circuits beschreven. De procedure is gebaseerd op een cellulair patroon brengen kleeflaag. Patroonvorming wordt bereikt met PDMS mallen reproduceren negatieve eigenschap van het gewenste netwerkarchitectuur. PDMS stencils bepalen de gebieden waar de cellulaire lijmlaag wordt afgezet. Zodra cellen worden verzilverd, ze spontaan verzamelen om de gecoate eilanden en zichzelf organiseren in actieve onderling ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit werk werd ondersteund door de Europese Project BRIANBOW (FP7 Young Explorers, zou De auteurs willen dr Jacopo Tessadori bedanken voor nuttig commentaar op het manuscript, en Silvia Chiappalone voor haar hulp bij het produceren van de graphics gebruikt in de video.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
PDMS, Sylgard 184Dow Corning
Nalgene vacuum chamberThermo5305-0609
Poly-D-lysine PDLSigmaP7886
Silicone grease - SILICAID 1010aidchim LtdH3375
Spin coaterLaurell - Technologies CorporationWS-650-23
12-well culture plateSigmaCLS3336
5-Fluoro-2’-deoxyuridineSigmaF0503
UridineSigmaU3003
MEA1060-Inv-BCMulti Channel Systems
TC02Multi Channel Systems
Pen StrepBiological Industries Beit Haemek03-033-1c
B-27Gibco17504044
glutaMAXGibco35050-038
MEM Minimum Essential Medium-EagleBiological Industries Beit Haemek01-025-1B
Micro Electrode Arrays 4QMulti Channel Systems60-4QMEA1000iR-Ti-prcleaning manual: http://www.multichannelsystems.com
Silicon wafermicrochemSU8-2075Preparation protocol: http://www.microchem.com

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Buzsaki, G. Neural syntax: cell assemblies, synapsembles, and readers. Neuron. 68, 362-385 (2010).
  2. Meunier, D., Lambiotte, R., Bullmore, E. T. Modular and hierarchically modular organization of brain networks. Frontiers in Neuroscience. 4, 200(2010).
  3. Levy, O., Ziv, N. E., Marom, S. Enhancement of neural representation capacity by modular architecture in networks of cortical neurons. European Journal of Neuroscience. 35, 1753-1760 (2012).
  4. Berdondini, L., et al. A microelectrode array (MEA) integrated with clustering structures for investigating in vitro neurodynamics in confined interconnected sub-populations of neurons. Sensors and Actuators B-Chemical. 114, 530-541 (2006).
  5. Bisio, M., Bosca, A., Pasquale, V., Berdondini, L., Chiappalone, M. Emergence of bursting activity in connected neuronal sub-populations. PloS One. 9, e107400(2014).
  6. Shein Idelson, M., Ben-Jacob, E., Hanein, Y. Innate synchronous oscillations in freely-organized small neuronal circuits. PloS One. 5, e14443(2010).
  7. Shein-Idelson, M., Ben-Jacob, E., Hanein, Y. Engineered neuronal circuits: a new platform for studying the role of modular topology. Frontiers in Neuroengineering. 4, 10(2011).
  8. Bonifazi, P., et al. In vitro large-scale experimental and theoretical studies for the realization of bi-directional brain-prostheses. Front Neural Circuits. 7, 40(2013).
  9. Jungblut, M., Knoll, W., Thielemann, C., Pottek, M. Triangular neuronal networks on microelectrode arrays: an approach to improve the properties of low-density networks for extracellular recording. Biomedical Microdevices. 11, 1269-1278 (2009).
  10. Marconi, E., et al. Emergent functional properties of neuronal networks with controlled topology. PloS One. 7, e34648(2012).
  11. Taylor, A. M., Jeon, N. L. Microfluidic and compartmentalized platforms for neurobiological research. Critical Reviews in Biomedical Engineering. 39, 185-200 (2011).
  12. Sorkin, R., et al. Compact self-wiring in cultured neural networks. J Neural Eng. 3, 95-101 (2006).
  13. Mata, A., Fleischman, A. J., Roy, S. Characterization of polydimethylsiloxane (PDMS) properties for biomedical micro/nanosystems. Biomedical Microdevices. 7, 281-293 (2005).
  14. Campo, A. G. C. SU-8: a photoresist for high-aspect-ratio and 3D submicron lithography. Journal of Micromechanics and MicroengineeringEmail alert RSS feed. 17, 81-95 (2007).
  15. Liu, G. T. Y. Kan Y Fabrication of high-aspect-ratio microstructures using SU8 photoresist. Microsystem Technologies. 11, 343-346 (2005).
  16. Jackman, R. J., Duffy, D. C., Cherniavskaya, O., Whitesides, G. M. Using elastomeric membranes as dry resists and for dry lift-off. Langmuir. 15, 2973-2984 (1999).
  17. Pine, J. Recording action potentials from cultured neurons with extracellular microcircuit electrodes. Journal of Neuroscience Methods. 2, 19-31 (1980).
  18. Gross, G. W., Rieske, E., Kreutzberg, G. W., Meyer, A. New Fixed-Array Multi-Microelectrode System Designed for Long-Term Monitoring of Extracellular Single Unit Neuronal-Activity In vitro. Neuroscience Letters. 6, 101-105 (1977).
  19. Gross, G. W., Williams, A. N., Lucas, J. H. Recording of spontaneous activity with photoetched microelectrode surfaces from mouse spinal neurons in culture. Journal of Neuroscience Methods. 5, 13-22 (1982).
  20. Thomas, C. A., Springer, P. A., Loeb, G. E., Berwald-Netter, Y., Okun, L. M. A miniature microelectrode array to monitor the bioelectric activity of cultured cells. Experimental Cell Research. 74, 61-66 (1972).
  21. Herzog, N., Shein-Idelson, M., Hanein, Y. Optical validation of in vitro extra-cellular neuronal recordings. J Neural Eng. 8, 056008(2011).
  22. Maccione, A., et al. A novel algorithm for precise identification of spikes in extracellularly recorded neuronal signals. Journal of Neuroscience Methods. 177, 241-249 (2009).
  23. Dworak, B. J., Wheeler, B. C. Novel MEA platform with PDMS microtunnels enables the detection of action potential propagation from isolated axons in culture. Lab Chip. 9, 404-410 (2009).
  24. Georger, J. H., et al. Coplanar Patterns of Self-Assembled Monolayers for Selective Cell-Adhesion and Outgrowth. Thin Solid Films. 210, 716-719 (1992).
  25. Torimitsu, K., Kawana, A. Selective Growth of Sensory Nerve-Fibers on Metal-Oxide Pattern in Culture. Developmental Brain Research. 51, 128-131 (1990).
  26. Branch, D. W., Corey, J. M., Weyhenmeyer, J. A., Brewer, G. J., Wheeler, B. C. Microstamp patterns of biomolecules for high-resolution neuronal networks. Medical & Biological Engineering & Computing. 36, 135-141 (1998).
  27. Petrelli, A., et al. Nano-volume drop patterning for rapid on-chip neuronal connect-ability assays. Lab on a Chip. 13, 4419-4429 (2013).
  28. Boehler, M. D., Leondopulos, S. S., Wheeler, B. C., Brewer, G. J. Hippocampal networks on reliable patterned substrates. Journal of Neuroscience Methods. 203, 344-353 (2012).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

PDMS stencilsmulti elektrodearrayscalcium imagingneuronale circuitsin vitro cultuurfunctionele onderlinge verbindingsubstraatpatronering

Gerelateerde artikelen