Hier presenteren we een protocol voor directe stereotactische herseninfusie van amyloid-beta. Deze methodologie biedt een alternatief in vivo muismodel om de kortetermijneffecten van amyloid-beta op hersenneuronen aan te pakken.
Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.
Methodenartikel
Stereotaxische Infusion van Oligomere amyloid-beta in de Mouse Hippocampus
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
Ziekte van Alzheimer is een neurodegeneratieve ziekte die vergrijzing. Een belangrijk neuropathologische kenmerken van de ziekte is de overproductie van amyloïd-beta en de afzetting van amyloid-beta plaques in de hersenen van getroffen individuen. Door de jaren heen hebben wetenschappers gegenereerd talrijke ziekte van Alzheimer muismodellen die proberen om de amyloid-beta pathologie repliceren. Helaas, de muismodellen slechts selectief de ziekte kenmerken na te bootsen. Neuronale dood, een prominent effect in de hersenen van patiënten met de ziekte van Alzheimer, merkbaar ontbreekt in deze muizen. Vormen van amyloïd-bèta die bewezen zeer toxisch voor neuronen zijn - - Daarom hebben wij en anderen een werkwijze voor infusie direct oplosbare oligomere species van amyloïd-beta toegepast stereotaxically in de hersenen. In dit rapport gebruiken we mannelijke C57BL / 6J muizen om deze chirurgische techniek van het verhogen van amyloid-beta niveaus in een select regio hersenen documenteren. Deinfusie doel de dentate gyrus van de hippocampus omdat hersenenstructuur, samen met de basale voorhersenen dat via het cholinerge circuit, is een van de gebieden van degeneratie bij de ziekte. De resultaten verheffen amyloïd-beta in de dentate gyrus via stereotactische infusie openbaren toename neuron verlies in de dentate gyrus binnen 1 week, terwijl er een bijkomende toename in celdood en cholinerg neuron verlies in het verticale been van de diagonale band van Broca van de basale voorhersenen. Deze effecten zijn waargenomen tot 2 weken. Onze gegevens suggereren dat de huidige amyloid-beta infusie model een alternatief muizenmodel voor regiospecifieke neuron death op korte termijn te pakken. Het voordeel van dit model is dat amyloid-beta kan worden verhoogd in een ruimtelijke en temporale manier.
Inleiding
Amyloid plaque afzettingen, die bestaan uit amyloid-beta (Aß 1-42), is een belangrijk kenmerk van de pathologie van de ziekte van Alzheimer (AD). Talrijke studies hebben aangetoond dat hoge giftigheidsniveaus van recombinant oligomeer Aß 1-42 opwekken neuronale dood, synaptische dystrofie, verlies en disfunctie; evenals leren en geheugen tekorten 1-4. Brain getroffen regio's zijn de hippocampus, de cortex en subcorticale structuren zoals de basale voorhersenen en de amygdala 5,6. Tot op heden zijn er meerdere transgene muismodellen die proberen te simuleren de Aß 1-42 pathologie van AD. Afhankelijk van het soort dieren die nuttig blijken bij het onderzoek select pathologische kenmerken van AD zijn. Helaas, met uitzondering van 2 transgene lijnen APP23 en 5XFAD deze muizen niet volledige replicatie neuronaal verlies, een sleutelaspect van AD. Zelfs met de neuronaal verlies waargenomen in APP23 en 5XFAD, de neuronale dood opmerved was subtiele, leeftijd afhankelijk, en geïsoleerde om een paar selecte regio's 7,8.
De directe infusie van oligomere Aß 1-42 in de wild-type muizenhersenen een uitstekend in vivo model dat de neuronale dood aspect van amyloidopathy 1,9,10 repliceert. In tegenstelling tot de vaak gebruikte transgene muismodellen de oligomere Aß 1-42 infuus model is ideaal voor acuut verheffen Aß 1-42 niveaus in een ruimtelijke en temporele manier. Het voordeel van wild-type muizen van dit model ondervangt potentiaalvereffening of bijwerkingen van de mutaties geïntroduceerd in transgene muizenlijnen. Past studies hebben aangetoond dat infusie toxische niveaus van Aß 1-42 in de hippocampus lokt neuron sterfte in de nabijheid van de injectieplaats binnen 1 week 1. Bovendien, in overeenstemming met de waarneming dat Aß 1-42 toxisch is voor cholinergische neuronen van de basale voorhersenen 11cholinergisch neuron (BFCN) populatie die uitsteekt naar de hippocampus verminderd 20-50% binnen 7-14 dagen na beta-amyloïde infusie 1,10 bij muizen, effectief waardoor de onderzoeken van geïsoleerde neuronale circuits in de hersenen. Aangezien BFCN project ipsilateraal aan de dentate gyrus van de hippocampus 12, grotendeels control / medium en oligomere Aß 1-42 oplossingen geïnjecteerd worden aan weerszijden van de hersenen toelaat vergelijkingen te maken tussen de linker en rechter hemisferen 1.
In dit rapport zullen we een gedetailleerde chirurgische en injectie methodologie voor volwassen wild-type C57BL / 6J muizen bieden. Deze muizenstam is gekozen vanwege zijn brede gebruik in onderzoek. Technisch gezien kan elk hersengebied worden gericht voor infusie, maar hier zullen we de dentate gyrus van de hippocampus als de doelstelling om de techniek te illustreren.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Protocol
NB: Voor alle dierproeven, institutionele en nationale richtlijnen voor de verzorging en het gebruik van proefdieren werden gevolgd.
1. Bereid chirurgische instrumenten en oplossingen voor Heelkunde
- Autoclaaf volledig roestvrij staal chirurgische instrumenten.
- Bereid 70% ethanol door verdunning 200 bewijs absolute ethanol met steriel moleculair-biologische kwaliteit gedeïoniseerd gedestilleerd water.
- Bevestig de 29 G-naald om de Hamilton spuit. Reinig de binnenkant van Hamilton spuit en de naald door het opstellen en uitwerpen nanozuiver water herhaaldelijk gedurende 1 min. Herhaal deze procedure met 70% ethanol.
- Verwijder de zuiger en naald uit de Hamilton spuit. Air droog de onderdelen in een laminaire stroming kap O / N.
- Bestralen van de naald en spuit met ultraviolet licht gedurende 30 minuten voor gebruik.
- Bereid zoutoplossing door oplossen NaCl in moleculaire kwaliteit water tot een uiteindelijk gewicht volumeconcentratie van 0,9%. OntsmettenZé de oplossing door filtering door 0,2 um porie filter.
2. Bereid Oligomere Aß 1-42
- Monomerize en resuspendeer recombinant humaan Aß 1-42 in DMSO tot 5 mM precies zoals beschreven in de publicatie van Fa en andere 13.
- Verdun 5 mM Aß 1-42 met steriel (1x) PBS tot 100 uM op de dag voor de operatie.
- Meng de oplossing goed door trituratie.
- Incubeer Aß 1-42 oplossing gedurende 12 uur bij 4 ° C.
Noot: Controle oplossingen zoals verdunning DMSO in PBS of scrambled / achteruit Aß 1-42-peptide moet net als Aß 1-42 worden bereid.
3. Bepaal Injectie Coördinaten
- Gebruik de volwassen muis hersenen atlas om de exacte anterior-posterior (AP), mediaal-laterale (ML) te bepalen, en de dorsale-ventrale (DV) coördinaten voor de hersenen regio van belang 14.
Neete: Om de techniek die we pakte de dentate gyrus van de hippocampus als het doel met de volgende coördinaten van de bregma illustreren: AP, -2,00 mm; ML, ± 1,3 mm; DV, -2.2 mm. Het minteken vóór de AP waarde geeft aan dat het 2,00 mm posterior van de bregma. De ± teken voorafgaand aan de ML-waarde geeft links en rechts de richting van het centrum. Ten slotte minteken vóór de DV aangeeft dat het ventraal beweegt vanaf het oppervlak van de hersenen.
4. Stereotaxische Frame Setup
- Draag een chirurgisch gezichtsmasker, schone laboratoriumjas en steriele chirurgische handschoenen.
- Veeg stereotaxische instrument en muis adapter met 70% ethanol.
- Leg steriele chirurgische laken op de teller.
- Plaats de stereotaxische instrument met de muis adapter op de top van de steriele chirurgische laken.
- Veeg de muis verwarming pad met 70% ethanol. Plaats de verwarming pad over het stereotaxisch kader bed. Gebruik voor algemene doeleinden laboratory etikettering tape op tape onderaan de verwarming pad over de muis adapter bed.
- Bevestig de verwarming pad naar het warme water Recirculator pomp volgens aanwijzingen van de fabrikant.
- Zet de warm water Recirculator pomp en de temperatuur tot 37 ° C, en dan wachten tot het temperatuur bereikt.
- Bevestig de 50 ul Hamilton spuit met een 29 G naald op de stereotaxische frame vast te schroeven op de gemotoriseerde verticale injecteren as volgens de aanwijzingen van de fabrikant.
- Zet de kraal sterilisator en wachten tot het vooraf ingestelde temperatuur van de fabrikant bereikt.
Let op: Dit wordt gebruikt voor het steriliseren van RVS instrumenten tussen dieren. Het duurt instrumenten 20 seconden contact met de korrels voor sterilisatie. - Zet op hete plaat en zet deze op 42 ° C en plaats een schone lege kooi bovenop.
- Terwijl de Hamilton spuit wordt vastgesteld op de stereotaxische kader Gebruik de gemotoriseerde stereotaxisch injector het opstellen van de Aß 1-42 oplossing.
Opmerking: Trek meer dan 4 pl van de oplossing in de spuit en gebruik vervolgens de stereotaxisch injector om het injecteren volume in te stellen. Bedien de injector volgens de instructies van de fabrikant.
5. Bereiding van dieren
- Bepaal het gewicht van de muis met behulp van de weegschaal.
- Verdoven muizen met ketamine / xylazine cocktail aan 100 mg / kg ketamine en 10 mg / kg xylazine door injectie intraperitoneaal (IP). Bewaken van de diepte van de anesthesie door het verlies van teen knijpen reflex.
- Nadat de muis is verdoofd neem de tondeuse en scheren zijn kop op de huid over de schedel bloot te leggen.
- Plaats de muis boven het verwarmingselement bovenop het stereotaxische bed.
- Gebruik de spatel om de mond van de snijtanden in de tanden bewaker te openen en te plaatsen. Bevestig het neusstuk over het gezicht van de muis. Klem het voorzichtig naar beneden en niet te strak.
- PosiTion de bilaterale oor dwarsbalken in gehoorgang naar het hoofd te beveiligen. Beweeg elke dwarsbalk in totdat het de schedel raakt, en draai dan de schroef om deze te vergrendelen.
- Om ervoor te zorgen de kop is beveiligd gebruik uw wijsvinger om duw omlaag op het hoofd. Als het hoofd goed is vastgezet zal het niet geven of te verplaatsen wanneer ingedrukt.
- Breng een druppel oogcrème of oogdruppels om de ogen om ze vochtig te houden. Zorg ervoor dat de ogen vochtig gedurende de chirurgische procedure.
- Ontsmet de operatieplaats gebruiken steriele wattenstaafjes met betadine oplossing op de huid op de schedel, gevolgd door 70% ethanol. Voer de afwisselende betadine en 70% ethanol schoonmaak 2 keer.
6. Chirurgie en Infusion
- Gebruik een scalpel om een 2-3 mm incisie in de middellijn van de hoofdhuid te maken, en vervolgens een rechte fijne schaar om de incisie lijn uit te breiden tot 1,0-1,5 cm aan de pijlnaad, bregma en lambda van de schedel, landmark bloots waarbij de stereotaxische coördinaten gebaseerd. Gebruik micro klemmen om de huid uit elkaar houden.
Opmerking: De bregma en lambda posities worden uitgelegd in de hersenen van muizen atlas "The Mouse Brain in Stereotaxische Coördinaten" 14. - Neem een wattenstaafje, laat deze in steriele zoutoplossing, en gebruik deze om de schedel te reinigen. Gebruik vervolgens een schone, droge wattenstaafje om de schedel te drogen.
- Gebruik een steriele fijne punt pen een stip op de bregma markeren. Gebruik de stereotaxische micromanipulator om de Hamilton spuit te positioneren zodat de punt van de naald net raakt de punt op de bregma.
- Noteer de DV coördineren.
- Om te controleren of de AP as van de schedel is niveau bewegen de Hamilton spuit naar achteren, zodat de punt van de naald raakt de lambda punt.
- Noteer de DV positie. Zorg ervoor dat de DV-coördinaten voor bregma en lambda zijn binnen 0,5 mm.
Opmerking: Het doel is het DV verschil tussen bregma en lambda minimaliseren.
- Gebruik zeicromanipulator naar de Hamilton spuit naald terug te keren naar de bregma stip.
- Noteer de start AP positie.
- Bereken de eindigend AP positie door het aftrekken van 2,00 mm van het vertrekpunt AP coördineren.
- Gebruik de micromanipulator aan de Hamilton injectienaald om de definitieve AP herpositioneren coördineren.
- Noteer de huidige ML coördineren.
- Bereken de linker en rechter eindigt ML coördinaten door het toevoegen of aftrekken van 1,3 mm van het vertrekpunt ML coördineren.
- Gebruik de micromanipulator aan de Hamilton naald verplaatsen naar ofwel het beëindigen van ML coördineren.
- Raak de naald naar het oppervlak van de schedel op beide eindigend ML coördinaten en noteer de DV-coördinaten en zorg ervoor dat de waarden binnen 0,5 mm.
Opmerking: Het doel is het DV verschil tussen beide eindigende ML coördinaten minimaliseren. - Terwijl op een einde te coördineren trek de naald omhoog 0.5-1 cm over de schedel. Neem een steriele fijne punt pen een stip op th markerene oppervlak van de schedel. Herhaal deze stap voor de contralaterale kant van de schedel.
- Raak de naald naar het oppervlak van de schedel op beide eindigend ML coördinaten en noteer de DV-coördinaten en zorg ervoor dat de waarden binnen 0,5 mm.
- Swing de Hamilton spuit duidelijk uit de weg.
- Bevestig 0,8 mm boorkop aan de boor. Neem de boor met beide handen, zet ellebogen op het oppervlak van de tafel voor de stabiliteit en de positie van de boorkop iets boven de Sharpie stip op de linker of rechter ML coördineren. Activeer de boor, verlagen de boor tip op de schedel oppervlak om een gat in de schedel te introduceren. Herhaal deze stap voor de contralaterale kant.
Opmerking: Sommige bloeden kan optreden van de onlangs geïntroduceerde gaten. Als er is bloeden gebruik dan een schone, droge wattenstaafje om het bloed te deppen. - Beweeg de Hamilton spuit terug in positie boven een van de onlangs geïntroduceerde ML gaten. Verlaag de Hamilton naald net voorbij de schedel. Op dit punt voorzichtig de hersenen niet te doorboren. Om ervoor te zorgen dat de naald is geslaagd voor de schedel neem uw wijsvinger en duw de naald tegen de schedel te maken sure de naald niet het gat te verlaten.
- Noteer de start DV coördineren.
- Bereken het einde DV coördineren door het aftrekken van 2.2 mm van het vertrekpunt DV coördineren.
- Laat de naald naar het einde DV coördineren.
- Activeer de stereotaxische injectie pomp 4 pl Aß 1-42 te pompen in de dentate gyrus een snelheid van 0,5 ul / min.
- Wanneer de infusie voltooid is laat de naald blijft in de plaats voor een extra 1 min tot terugstromen van de oplossing te minimaliseren uit de injectieplaats.
- Beweeg de naald naar de andere kant van de hersenen en herhaal stappen 6,13-6,18.
7. Animal verwijderen en postoperatieve zorg
- Schroef het oor bars en gezicht / neus bewaker. Verwijder de muis uit het apparaat.
- Gebruik een student standaard patroon tang te trekken sluiten de hoofdhuid en dan sluit de wond met hechtdraad.
- Injecteer 1 ml steriele zoutoplossing in de muis via IP hydratatie.
- Inject buprenorfine (0,1 mg / kg) subcutaan om pijn te verlichten.
- Handhaving van de muis in de schone lege kooi op de top van 42 ° C hete plaat tot het wakker wordt, dan terug in de behuizing kooi met voldoende voedsel en water.
- Dien buprenorfine via subcutane injectie om de 12 uur gedurende 3 dagen voor pijnbestrijding.
8. Suture Removal
- Verdoven muis met ketamine / xylazine cocktail bij 100 mg / kg ketamine en 10 mg / kg xlyazine door IP. Opmerking: Dit gebeurt 7-10 dagen na de operatie.
- Gebruik een student standaard patroon tang en rechte fijne schaar om de hechting te verwijderen.
- Injecteer 1 ml steriele zoutoplossing in de muis via IP hydratatie.
- Houd de muis in een schone lege kooi op de top van 42 ° C hete plaat tot het wakker wordt, en dan terug in de behuizing kooi met voldoende voedsel en water.
9. Animal Sacrifice en Tissue Processing
- Verdoven van de muis en perfuse het met 4% paraformaldehyde 15, verwijder de hersenen, en verwerken het voor cryosectioning 16.
Opmerking: De timing van dierenoffer afhankelijk van het experiment. Voor onze studies hebben we gekozen 7 en 14 dagen na de operatie.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Resultaten
De onderhavige werkwijze voor het bereiden van menselijke recombinant oligomeer Aß 1-42 oplevert oplosbare oligomere vormen bestaande uit monomeren, dimeren, trimeren en tetrameren (figuur 1A). Deze laag molecuulgewicht Aß 1-42 species, maar niet de vezels en plaques, hebben talrijke instellingen aangetoond giftigst neuronen 1,4,9,17-19 zijn. Om te bepalen of oligomere Aß 1-42 induceert neurondood in muizenhersenen Aß 1-42 (4 pi van 100 pM voorraado...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Discussie
Om een succesvolle Aß 1-42 injectie bereiken van de experimentator of chirurg moet: 1) Gebruik aseptische techniek; 2) juist de hersenen regio van belang met nauwkeurige coördinaten vast te stellen; 3) kunnen de muis goed vast te de stereotactische frame hersenen genivelleerd in de AP en ML as; 4) de mogelijkheid om de micromanipulator werken met precisie; 5) zorgen voor een goede post-operatieve zorg. Als deze belangrijke stappen worden gevolgd met de muis moet de operatie zonder waarneembare infectie overle...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Openbaarmakingen
De auteurs verklaren dat ze geen concurrerende financiële belangen.
Dankbetuigingen
Dit werk werd ondersteund door het Nationaal Instituut voor Neurologische Aandoeningen en Stroke verlenen NS081333 (tot CMT), Alzheimer's Association subsidie NIRG-10-171721 en het National Institute of Mental Health subsidie MH096702 (tot UH), en het National Institute on Aging gefinancierde Alzheimer's Disease Research Center aan de Columbia University pilot-subsidie AG008702 (naar YYJ en JB).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Materialen
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| Ketamine HCl (100 mg/ml) | Henry Schein Medical | 1049007 | 100 mg ketamine per 1 kg dier |
| Xylazine (20 mg/ml) | Henry Schein Medical | niet beschikbaar | 10 mg xylazine per 1 kg dier |
| Buprenex (0.3 mg/ml) | Henry Schein Medical | 1217793 | 0.1 mg buprenex per 1 kg dier |
| Aβ1-42 | David Teplow/UCLA | niet beschikbaar | 100 μM; Deze amyloïde werd gebruikt in het artikel |
| Aβ1-42 | Bachem | H-1368 | Kan worden gebruikt in plaats van amyloïde uit het Teplow lab |
| Aβ1-42 | American Peptide | 62-0-80B | Kan worden gebruikt in plaats van amyloïde uit het Teplow lab |
| Scrambled Aβ1-42 | American Peptide | 62-0-46B | Kan worden gebruikt als controlepeptide voor vergelijking van Aβ1-42 |
| NU4 Antilichaam (Oligomere Amyloïde Antilichaam) | Gift van William Klein/Northwestern U. | niet beschikbaar | 1:2.000 verdunning |
| Anti-Amyloid Oligomere Antilichaam (Polyklonaal Konijn) | EMD Millipore | AB9234 | Kan worden gebruikt in plaats van Nu4; moet worden getest door de eindgebruiker |
| 6E10 Antilichaam (Monoklonaal Muis) (Amyloid Antilichaam) | Biolegend | sig-39320 | 1:1.000 verdunning |
| ChAT Antilichaam (Polyklonaal Geit) | Millipore | AB144P | 1:100 verdunning |
| DeadEnd Fluorometrisch TUNEL-systeem | Promega | G3250 | Volg de aanwijzingen van de fabrikant voor gebruik |
| Prolong Gold Antifade Reagens met DAPI | Invitrogen | P36935 | Gebruik bij het afdekken van dia's |
| Fluorogold | Fluorochrome, LLC | niet beschikbaar | 2% oplossing |
| Absolute Ethanol (200 proof) | Fisher Scientific | BP2818-4 | Voor het maken van 70% ethanol voor het ontsmetten |
| Novex 10-20% Tricine-gel | Life Technologies | EC6625BOX | Voor het scheiden van Aβ1-42 |
| Novex Tricine SDS-loopbuffer (10X) | Life Technologies | LC1675 | Voor het draaien van 10-20% Tricine-gels |
| Novex Tris-Glycine Transfer Buffer (25X) | Life Technologies | LC3675 | Voor het overbrengen van 10-20% Tricine-gels |
| SuperSignal Western Blot Enhancer | Thermo Scientific | 46640 | Voor het versterken van Aβ1-42 signaal; volg het protocol van de fabrikant |
| Protran BA79 Nitrocellulose Blotting Membraan, 0,1 μm | GE Healthcare Life Sciences | 10402088 | Voor het overbrengen van 10-20% Tricine-gels |
| Xcell SureLock Mini-Cell | Life Technologies | EI0001 | Elektroforese apparaat voor het draaien van 10-20% Tricine-gels |
| GenTeal Smeermiddel Ooggel | Novartis | niet beschikbaar | Om de muizenogen vochtig te houden tijdens de operatie; kan worden gevonden in lokale apotheekwinkels |
| [header] | |||
| Refresh Optive Smeermiddel Oogdruppels | Allergan | niet beschikbaar | Om de muizenogen vochtig te houden tijdens de operatie; kan worden gevonden in lokale apotheekwinkels; Kan worden gebruikt in plaats van GenTeal |
| Betadine | Stoelting | 50998 | Voor het ontsmetten |
| Ronde/toelopende Spatel | VWR | 82027-490 | Voor het openen van de muil van het dier |
| Bulldog Serrefines Klemmen (Kaak Dims. 9X1.6 mm; Lengte 28 mm) | Fine Science Tools | 18050-28 | Optioneel; Voor het scheiden van de hoofdhuid tijdens injectie |
| Rechte Fijne Schaar (Snijrand 25 mm; Lengte 11,5 cm) | Fine Science Tools | 14060-11 | Voor het snijden van de hoofdhuid |
| #3 Scalpel Handgreep | Fine Science Tools | 10003-12 | |
| #11 Chirurgisch Blad | Fine Science Tools | 10011-00 | Voor het maken van een hoofdhuidsnede |
| Student Standaard Patroon Pincet (Tip Dims. 2,5x1,5 mm; Lengte 11,5 cm) | Fine Science Tools | 91100-12 | Voor het dichthouden van de hoofdhuid tijdens het hechten |
| Trimmer Combo Kit | Kent Scientific | CL9990-1201 | Voor het scheren van haar |
| T/Pump Warm Water Recirculator | Kent Scientific | TP-700 | Voor het opwarmen van het dier tijdens de operatie |
| Herbruikbare Verwarmingspad (5" x 10") | Kent Scientific | TPZ-0510FEA | Voor het bevestigen aan de T/Pump warm water recirculator om het dier tijdens de operatie te verwarmen |
| Snoerloze Micro Boor | Stoelting | 58610 | Gebruik 0,8 mm stalen boortjes om gaten in de schedel te boren |
| Lab Standaard Stereotaxic Instrument met Muis & Neonatal Rat Adapter | Stoelting | 51615 | |
| Alleen voor Muis Stereotaxic Instrument | Stoelting | 51730 | Kan dit in plaats van Stoelting Cat. #51615 gebruiken |
| Quintessential Stereotaxic Injector | Stoelting | 53311 | |
| Droge Glaskralen Sterilisator | Stoelting | 50287 | Voor het steriliseren van roestvrijstalen instrumenten |
| Steriele Chirurgische Drape (18" x 26") | Stoelting | 50981 | |
| Hamilton Spuit 50 ml, Model 705 RN SYR, NDL | Hamilton Company | 7637-01 | Voor her |
Referenties
- Baleriola, J., et al. Axonally Synthesized ATF4 Transmits a Neurodegenerative Signal across Brain Regions. Cell. 158 (5), 1159-1172 (2014).
- Haass, C., Selkoe, D. J. Soluble protein oligomers in neurodegeneration: lessons from the Alzheimer's amyloid beta-peptide. Nature reviews. Molecular cell biology. 8 (2), 101-112 (2007).
- Knowles, J. K., et al. The p75 neurotrophin receptor promotes amyloid-beta(1-42)-induced neuritic dystrophy in vitro and in vivo. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 29 (34), 10627-10637 (2009).
- Troy, C. M., et al. beta-Amyloid-induced neuronal apoptosis requires c-Jun N-terminal kinase activation. Journal of neurochemistry. 77 (1), 157-164 (2001).
- Crews, L., Rockenstein, E., Masliah, E. APP transgenic modeling of Alzheimer's disease: mechanisms of neurodegeneration and aberrant neurogenesis. Brain structure & function. 214 (2-3), 111-126 (2010).
- Gotz, J., Ittner, L. M. Animal models of Alzheimer's disease and frontotemporal dementia. Nature reviews. Neuroscience. 9 (7), 532-544 (2008).
- Calhoun, M. E., et al. Neuron loss in APP transgenic mice. Nature. 395 (6704), 755-756 (1998).
- Oakley, H., et al. Intraneuronal beta-amyloid aggregates, neurodegeneration, and neuron loss in transgenic mice with five familial Alzheimer's disease mutations: potential factors in amyloid plaque formation. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 26 (40), 10129-10140 (2006).
- Jean, Y. Y., et al. Caspase-2 is essential for c-Jun transcriptional activation and Bim induction in neuron death. The Biochemical journal. 455 (1), 15-25 (2013).
- Sotthibundhu, A., et al. Beta-amyloid(1-42) induces neuronal death through the p75 neurotrophin receptor. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 28 (15), 3941-3946 (2008).
- Kar, S., Quirion, R. Amyloid beta peptides and central cholinergic neurons: functional interrelationship and relevance to Alzheimer's disease pathology. Progress in brain research. 145, 261-274 (2004).
- Leranth, C., Frotscher, M. Organization of the septal region in the rat brain: cholinergic-GABAergic interconnections and the termination of hippocampo-septal fibers. The Journal of comparative neurology. 289 (2), 304-314 (1989).
- Fa, M., et al. Preparation of oligomeric beta-amyloid 1-42 and induction of synaptic plasticity impairment on hippocampal slices. Journal of visualized experiments : JoVE. (41), (2010).
- Paxinos, G., Franklin, K. B. J. The Mouse Brain in Stereotaxic Coordinates. , Second edn, Academic Press. (2001).
- Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole animal perfusion fixation for rodents. Journal of visualized experiments : JoVE. (65), (2012).
- Currle, D. S., Monuki, E. S. Flash freezing and cryosectioning E12.5 mouse brain. Journal of visualized experiments : JoVE. (4), (2007).
- Jin, M., et al. Soluble amyloid beta-protein dimers isolated from Alzheimer cortex directly induce Tau hyperphosphorylation and neuritic degeneration. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (14), 5819-5824 (2011).
- Lambert, M. P., et al. Diffusible, nonfibrillar ligands derived from Abeta1-42 are potent central nervous system neurotoxins. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 95 (11), 6448-6453 (1998).
- Masters, C. L., Selkoe, D. J. Biochemistry of amyloid beta-protein and amyloid deposits in Alzheimer disease. Cold Spring Harbor perspectives in medicine. 2 (6), a006262(2012).
- Chakrabarti, M., et al. Estrogen receptor agonists for attenuation of neuroinflammation and neurodegeneration. Brain research bulletin. 109C, 22-31 (2014).
- Cirrito, J. R., et al. In vivo assessment of brain interstitial fluid with microdialysis reveals plaque-associated changes in amyloid-beta metabolism and half-life. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 23 (26), 8844-8853 (2003).
- Puzzo, D., et al. Picomolar amyloid-beta positively modulates synaptic plasticity and memory in hippocampus. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 28 (53), 14537-14545 (2008).
- Puzzo, D., et al. Endogenous amyloid-beta is necessary for hippocampal synaptic plasticity and memory. Annals of. 69 (5), 819-830 (2011).
- Akpan, N., et al. Intranasal delivery of caspase-9 inhibitor reduces caspase-6-dependent axon/neuron loss and improves neurological function after stroke. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 31 (24), 8894-8904 (2011).
- Fulmer, C. G., et al. Astrocyte-derived BDNF supports myelin protein synthesis after cuprizone-induced demyelination. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 34 (24), 8186-8196 (2014).
- Thakker-Varia, S., et al. The neuropeptide VGF is reduced in human bipolar postmortem brain and contributes to some of the behavioral and molecular effects of lithium. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 30 (28), 9368-9380 (2010).
- Greferath, U., et al. Enlarged cholinergic forebrain neurons and improved spatial learning in p75 knockout mice. The European journal of neuroscience. 12 (3), 885-893 (2000).
- Brashear, H. R., Zaborszky, L., Heimer, L. Distribution of GABAergic and cholinergic neurons in the rat diagonal band. Neuroscience. 17 (2), 439-451 (1986).
- Clarke, D. J. Cholinergic innervation of the rat dentate gyrus: an immunocytochemical and electron microscopical study. Brain research. 360 (1-2), 349-354 (1985).
- Garcia-Osta, A., Alberini, C. M. Amyloid beta mediates memory formation. Learning & memory. 16 (4), 267-272 (2009).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Herprints en machtigingen
