Hemodynamische karakterisatie van diermodellen van pulmonale arteriële hypertensie

Samenvatting

Pulmonaire arteriële hypertensie (PAH) is een ziekte van pulmonaire arteriolen die leidt tot hun obliteratie en de ontwikkeling van rechterventrikelfalen. Rodentmodellen van PAH zijn cruciaal voor het begrijpen van de pathofysiologie van PAH. Hier demonstreren we hemodynamische karakterisering, met rechter hartkatheterisatie en echografie, bij de muis en de rat.

Samenvatting

Pulmonaire arteriële hypertensie (PAH) is een zeldzame ziekte van de pulmonaire vaatwand die wordt gekenmerkt door apoptose van endotheelcellen, proliferatie van gladde spieren en obliteratie van pulmonaire arteriolen. Dit leidt op zijn beurt tot rechterventrikel (RV) falen, met significante morbiditeit en mortaliteit. Rodent modellen van PAH, bij muizen en ratten, zijn belangrijk voor het begrijpen van de pathofysiologie achter deze zeldzame ziekte. Opmerkelijk is dat verschillende modellen van PAH geassocieerd kunnen zijn met verschillende graden van pulmonale hypertensie, RV hypertrofie en RV falen. Daarom is een volledige hemodynamische karakterisering van muizen en ratten met PAH cruciaal om de effecten van geneesmiddelen of genetische modificaties op de ziekte te bepalen.

Hier demonstreren we standaardprocedures voor de beoordeling van rechterventrikelfunctie en hemodynamiek in zowel rat- als muismodellen van PAH. Echocardiografie is nuttig om de RV-functie bij ratten te bepalen, hoewel het verkrijgen van standaardbeelden van de rechterventrikel bij een wakkere muis een uitdaging is. Toegang voor rechterhartkatheterisatie wordt verkregen via de inwendige halsslagader bij muizen en ratten met gesloten borstkas. Druk kan worden gemeten met behulp van polyethyleenbuisjes met een vloeistofdruktransducer of een miniatuur micromanometerdrukkatheter. Druk-volumelusanalyse kan worden uitgevoerd in de open borst. Na het verkrijgen van hemodynamische gegevens wordt het knaagdier geëuthanaseerd. Het hart kan worden gedissecteerd om de RV-vrije wand te scheiden van het linkerventrikel (LV) en het septum, waardoor een beoordeling van RV-hypertrofie mogelijk is met behulp van de Fulton-index (RV/(LV+S)). Vervolgens kunnen monsters worden genomen van het hart, de longen en andere weefsels indien nodig.

Inleiding

Pulmonale arteriële hypertensie (PAH) is een aandoening van de pulmonaire vasculatuur geassocieerd met inflammatoire infiltratie, proliferatie van gladde spiercellen en endotheelcellen apoptose. Deze veranderingen leiden tot vernietiging van pulmonaire arteriolen vervolgens leidt tot rechterventrikel (RV) dysfunctie en hartfalen. Om de pathofysiologie van PAH en RV falen in PAH begrijpen, hebben een aantal verschillende modellen, waaronder genetische en farmacologische modellen voor het bestuderen van deze ziekte ontwikkeld (elders beoordeeld ^1,2).

Deze modellen, de meest populaire worden met hypoxie geïnduceerde (Hx) PAK's in de muis en de monocrotaline (MCT) en SU5416-hypoxie (SuHx) modellen bij de rat. In de muis Hx model worden muizen blootgesteld aan 4 weken hypoxia (hetzij normobare of hypobaric, overeenkomend met een hoogte van 18.000 voet met een FiO2 van 0,10), met de daaruit voortvloeiende ontwikkeling van mediale proliferatie, verhoogde RV systOlic druk en de ontwikkeling van RV hypertrofie ^3. MCT in een eenmalige dosis van 60 mg / kg resulteert in schade pulmonaire endotheliale cellen door een onduidelijke mechanisme dat vervolgens leidt tot de ontwikkeling van PAH ^4. SU5416 is een remmer van de vasculaire endotheliale groeifactor receptoren (VEGFR) 1 en 2 blocker, en behandeling met een enkele subcutane injectie van 60 mg / kg, gevolgd door blootstelling aan chronische hypoxia gedurende 3 weken tot blijvende pulmonale hypertensie met pathologische veranderingen vergelijkbaar met dat van de menselijke ziekte, de vorming van vasculaire laesies obliterans ^5. In de afgelopen jaren hebben verschillende transgene muismodellen voor pulmonale hypertensie ontwikkeld. Deze omvatten knockout en mutaties van het bot morfogenetische eiwit receptor 2 (bmpr2), zoals bmpr2 genmutaties worden gevonden in zowel familiale en idiopathische vormen van PAH, heem oxygenase-1 knockout en IL-6 overexpressie ^(1,2 elders beoordeeld).

Deze verschillende knaagdiermodellen van PH hebben verschillende niveaus van pulmonale hypertensie, RV hypertrofie en RV falen. Terwijl de hypoxie en verschillende transgene muismodellen resulteren in veel mildere PAH dan ofwel rat model ^1, het doet laat het testen van verschillende genetische mutaties en de bijbehorende moleculaire signaalwegen. De MCT model biedt tot ernstige PAH, hoewel MCT lijkt toxisch aan endotheelcellen in meerdere weefsels ⁴ zijn. De SuHx model wordt gekenmerkt door vasculaire veranderingen meer vergelijkbaar met die waargenomen bij idiopathische PAH bij mensen, maar vereist zowel farmacologische manipulatie en hypoxie blootstelling. Bovendien is in al deze modellen, kan er een scheiding tussen de histopathologische veranderingen, pulmonaire druk en RV functie geassocieerd met de ontwikkeling van PAK zijn. Dit in tegenstelling tot de menselijke ziekte, waar meestal een evenredige verhouding tussen de histopathologische veranderingen die ernstiger pulmónary hypertensie en de mate van RV falen. Aldus wordt een uitgebreide karakterisatie van deze diermodellen voor PH vereist en afweging van RV functie (kenmerkend door echocardiografie), hemodynamica (door hartkatheterisatie) en histopathologie van het hart en de longen (uit weefsel oogsten).

In dit protocol beschrijven we de basistechnieken voor hemodynamische karakterisering van PAK modellen bij de rat en de muis. Deze algemene technieken kunnen worden toegepast op een studie van de rechter ventrikel en pulmonaire vasculatuur en is niet beperkt tot modellen van PAH. Visualiseren van de RV door echocardiografie is relatief eenvoudig bij ratten, maar is een grotere uitdaging bij muizen die door hun omvang en de complexe geometrie van de RV. Bovendien zijn sommige surrogaten gebruikt voor het kwantificeren van RV functie, zoals TAPSE, longslagader (PA) acceleratietijd en PA Doppler golfvorm kerven, zijn niet goed gevalideerd in mensen en correleren slechts zwak met de beoordeling van de pulmonary hypertensie en RV functie door invasieve hemodynamica. Bepaling van de RV hemodynamica wordt het beste met een gesloten borstkas, de gevolgen van een negatieve druk in de borst inspiratie handhaven, hoewel openborst catheterization met een impedantie katheter maakt bepaling van de druk-volume (PV) lussen en een meer gedetailleerde hemodynamische karakterisering . Zoals bij elke procedure ontwikkelen ervaring met de procedures is essentieel voor experimenteel succes.

Protocol

Alle beschreven procedures volgt u de verzorging van dieren richtlijnen van Duke University School of Medicine.

1. Voorafgaand aan het starten van de procedure

Opmerking: Voorafgaand aan elk dier procedures, ervoor te zorgen dat passende institutionele toestemming is verkregen. Zoals bij alle procedures, gebruik maken van de juiste pijnmedicatie om ervoor te zorgen dat er geen dierenleed.

1. Spoelen katheters met gehepariniseerd steriele zoutoplossing (100 U / ml) aan de doorgankelijkheid te verzekeren. Mark een punt van het uiteinde van de katheter overeenkomt met de lengte van het hart naar het midden van de hals (ongeveer 4 cm voor ratten en 2 cm voor muizen).
2. Verdoven van de muis of rat. Keuzes verdoving onder isofluraan (3-4% inductie, onderhoud 1,5% gemengd met 100% zuurstof), ketamine / xylazine (80-120 / 10 mg / kg) en pentobarbital (40-80 mg / kg) ^6.
   1. Bijvoorbeeld met ketamine: xylazine (80-120 mg / kg: 10-16 mg / kg IP voor muizen en 80-100 mg / kg: 5-10 mg / kg IP voor ratten), een enkele dosis duurt 20-50 min anesthesie. Voor echocardiografie, verdoven muis of rat met isofluraan (3-4% voor de inductie en 1,5% voor het onderhoud). Assess narcose diepte door knijpen het knaagdier in de chirurgische gebied te bevestigen dat terugtrekking reflexen afwezig zijn. Gebruik veterinaire zalf op de ogen tot droog te voorkomen dat tijdens het onder narcose.
      Op: verschillende anesthetische middelen worden gebruikt om betrouwbare resultaten bij behoorlijk gebruik en optimalisering verkrijgen (elders beoordeeld ^6). Onze voorkeur voor catheterisatie is om ketamine te gebruiken: xylazine. Overdosering met ketamine / xylazine kan diep dalen hartslag en hartfunctie, dus het is van cruciaal belang om de juiste temperatuur en respiratoire controle te houden. Om hartslag (> 400 / min) bij muizen te behouden, we routinematig uitvoeren bilaterale vagotomie. De hoeveelheid ketamine / xylazine hier duurt gewoonlijk 20-30 minuten, wat voldoende presteren zowel open- of gesloten borstkas hartkatheterisatie gevolgd dooreuthanizing het dier.
3. Bereid de rat / muis voor de chirurgische ingreep (Figuur 1).
   1. Scheren de vacht van de borst (tot echocardiografie staan), en van de chirurgische regio, in de juiste nek.
   2. Schrob de geschoren chirurgische regio's met een ronde sweep van binnen naar buiten met behulp van betadine, gevolgd door het reinigen met een 70% alcohol.
   3. Leg het dier op een chirurgische platform met een warming pad eronder. Zet de verwarming niveau om een ​​lichaamstemperatuur van 37-37,5 ° C te houden. Monitor lichaamstemperatuur met een rectale sonde. Hypothermie kan leiden tot significante bradycardie en hyperthermie resulteert in significante tachycardie.

2. echocardiografie

Opmerking: Een volledige beschrijving van knaagdier echocardiografie wordt elders ⁷ beschreven. Voor de muis, voor de anesthesie, afbeeldingen kunnen worden opgehaald op wakker handmatig tegengehouden dier. Voor de rat,anesthesie vóór echocardiografie voorkeur ratten te groot handmatig worden tegengehouden terwijl wakker).

1. Parasternale Long As (PLAX) View.
   1. Plaats het dier in liggende positie op het platform of handmatig bedwingen.
   2. Selecteer B Mode om een ​​2D-beeld levend te projecteren.
   3. Lijn de ultrasone transducer met een frequentie van 40 MHz voor de muis of 25 MHz voor Rats naar links parasternale lijn en draai de transducer tegen de klok in 30 ° met de sonde indicator wijst in de caudale richting (05:00-11:00 lijn positie) . Richt de transducer licht (schommelen langs de korte as van de transducent in hetzelfde tomografische vlak) om een ​​volledig LV kamer in het midden van het scherm te verkrijgen.
   4. Lokaliseren en weergeven van deze anatomische structuren (Figuur 2A): het lumen van de linker ventrikel (LV); Interventriculare septum (IVS); het lumen van de rechter ventrikel (RV); Oplopend aorta (AO); en Linker atrium (LA).
   5. Overschakelen naar M-modus, zodra deze boven structuren zijn duidelijk zichtbaar. Plaats de indicator lijn door het breedste deel van de LV lumen met behulp van AO als referentiepunt en ook de focus diepte liggen in het centrum van LV Chamber (Figuur 2B). Maak vergelijkbare metingen van de RV door het veranderen van gehoekt van de transducer en het verkrijgen van M-modus metingen.
   6. Gebruik cine winkel om een ​​video lus te maken om de gegevens voor offline meting (LV kamer dimensie, FS en LV wanddikte) op te nemen.
   7. Zorg voor een doppler tracering van de aorta uitstroom in PW Doppler-modus door het plaatsen van de PW cursor in de aorta en opname (figuur 2C).
2. Parasternale Short-as View (PSax) aan de Aorta niveau.
   1. Overschakelen naar B Mode.
   2. Draai de transducer 90 ° links van de parasternale lange as om de parasternale view korte as (figuur 3) te verkrijgen. Verplaatsen en de hoek van de transducer in de richting van de schedel naar identify de aortaklep dwarsprofiel weergave.
   3. Identificeer de rechter ventrikel outflow tract (RVOT) als een halve maan-vormige structuur gelokaliseerd in de rechterbovenhoek naar de aorta, voortgezet met pulmonalisklep folders en longslagader.
   4. Hold Steady op dezelfde positie handmatig. Overschakelen naar PW Doppler Mode.
      Opmerking: Een station platform voor het vasthouden van het knaagdier en probe kan worden gebruikt om beweging en variatie transducer positie minimaliseren.
   5. Het monster volume proximaal aan het niveau van de pulmonale klep in het midden van de rechter ventrikel uitstroombaan en plaats de cursor evenwijdig aan de richting van de bloedstroom door het vat (Figuur 3B).
      Opmerking: Het is belangrijk dat de bemonstering hoek aan te passen aan de richting van de bloedstroming of gebruik de ultrasone software te corrigeren voor een hoekverandering. Zonder correctie, de maximale hoek met de tank 30 °, wat overeenkomt met ~ 15% onderschatting van de snelheid.
   6. adjust de schaal (de snelheid van de bloedstroom) als nodig is om een "goede" Doppler envelop, die witte randen en een donker hol van binnen aangeeft laminaire bloedstroom (figuur 3C) heeft verkregen. Noteer de Doppler tracing.
      Opmerking: Een "slechte" Doppler envelop onvoldoende witte randen en een donker hol tegemoet te komen.
   7. Als catheterisatie niet wordt uitgevoerd op dit moment, zodat de knaagdieren te herstellen als anesthesie werd gebruikt. Laat de knaagdieren onbeheerd totdat het voldoende bewustzijn heeft herwonnen om borstligging handhaven en het niet terug te keren naar het gezelschap van andere dieren totdat deze volledig is hersteld. Als catheterisatie wordt uitgevoerd, gaat u verder met deel 3.

3. Recht hartkatheterisatie

1. Closed-borst aanpak voor RV drukmeting
   1. Opstelling:
      1. Sluit de druksensor om input kanaal 1. In de software ingesteld kanaal 1 voor druk- en channel 2 voor de hartslag.
      2. Om eenheden om te zetten in mmHg, nemen de basislijn spoor, het uitvoeren van een drukkalibratie handmatig met behulp van een manometer (bij gebruik van een bloeddruk transducer en PE buizen). Voer vervolgens eenhedenomzetting onder kanaal 1.
      3. Om de hartslag te stellen, schakelt u de ingang van het kanaal 2. Selecteer cyclische metingen onder kanaal 2 en kies kanaal 1 voor de bron en de koers voor de meting.
   2. Plaats de muis / rat onder een dissectie microscoop met de focus in de diepte en een vergroting van 5x.
   3. Incise de huid van de onderkaak tot het borstbeen (figuur 1). Plaats een paar oprolmechanismen aan elke kant van de insnijding aan het cervicale gebied volledig bloot.
   4. Botweg ontleden aan de speekselklieren te scheiden om de juiste externe halsader bloot ader met behulp van fijne stompe punt pincet (Figuur 4A, B).
   5. Zorgvuldig isoleren van de juiste externe halsader van het omringende bindweefsel.
   6. Plaats twee stukken zijden hechtdraad (4-0 voor ratten, 6-0 voor muizen) onder de rechter externe vena jugularis, ligeren de ader distaal (zo dicht mogelijk bij de onderkaak mogelijk), en knoop een losse knot proximaal ( figuur 4C).
   7. Gebruik iris schaar om een ​​kleine "nick" (cut) proximaal aan het distale aangetrokken knoop te maken.
   8. Houd de katheter met een pincet en plaats de katheter in de snit van de ader, en draai dan de proximale knoop.
      Noot: We gebruiken meestal polyethyleen (PE) -10 buis (~ 2 Fr grootte) voor muizen en PE-50 (~ 3 Fr formaat) voor ratten, die is verbonden met de reguliere druktransducer door een 31 G en 21 G naald en gekalibreerd. Markeer de katheter met een markering met een lengte ongeveer overeenkomt met de plaatsing van de tip in het rechterventrikel. Als alternatief voor PE buis kan een micromanometer catheter worden gebruikt. Zachtjes trekken aan de distale knoop kan helpen bij de invoering van de katheter.
   9. Duw de katheter in de rechter hart en de monitorde diepte van de plaatsing volgens de markering. Controleer de drukspoor in de software om de katheter locatie verifiëren en identificeren RV druk (figuur 5).
   10. Houd de katheter immobiel en het verzamelen van de gegevens (toggle gegevensregistratie naast de knop Start) gedurende 2 minuten.
   11. Ga verder met monstername (hoofdstuk 4).
2. Open-borst Aanpak voor RV PV Loop Analysis.
   Opmerking: PV lusanalyse van het rechterventrikel kan niet worden uitgevoerd met een gesloten kist benadering door de stijfheid van de conductantie katheter, die niet overgaan van de SVC naar de RA. Commercieel verkrijgbare conductantie catheters zijn ontworpen voor LV PV lusanalyse.
   1. In het kanaal 1 ingesteld voor geleiding software; Kanaal 2 voor druk; en Kanaal 3 voor de hartslag.
   2. Intuberen de ratten met een 16 G teflonslang en verbind de buis met een mechanische ventilator. Doorgestuurd en beademingsparameters muizen of ratten met de following formules ^6: tidal volume (V _t, ml) = 6,2 x ^1,01 M ^(M = dier massa kg); ademhaling (RR, min ^-1) = 53,5 x M ^-0,26 (figuur 6A).
   3. Spread 70% alcohol op de vacht van de verspreiding van vacht verminderen op het operatiegebied.
   4. Maak een insnijding onder de xyphoid proces en bilateraal ontleden de huid met een schaar naar de flank.
   5. Knip de buikwand en open de buikholte bilaterale dissectie langs het membraan.
   6. Open het membraan naar de apex van het hart bloot te leggen en bilateraal snijd de ribbenkast (figuur 6A). Voorkomen verdamping en droging weefsel door sproeien zoutoplossing in de borst- en peritoneale holten met een spuit.
      Let op: Wij gebruiken meestal een dissectie schaar om de buikholte en ribbenkast te openen. Bloeden is meestal niet significant, maar als er is bloeden, kan elektrocauterisatie worden gebruikt.
   7. Zorgvuldig isoleren the inferior vena cava (IVC) vanaf het omringende bindweefsel.
   8. Leg een stuk zijden hechtdraad (4-0 voor ratten, 6-0 voor muizen) rond de IVC, en dan bind een losse knot (of haal de hechting door een 16 G teflonslang) (figuur 6B).
   9. Prik de apicale RV vrije wand met een 27-30 gauge naald parallel aan de RV vrije wand en verwijder de naald. Wees voorzichtig niet om de naald te duwen in meer dan 4 mm.
      Let op: U kunt een klein stukje van de PE-60 buizen worden gebruikt om punctie van de conductantiecatheter begeleiden in de RV apex.
   10. Steek de conductantiecatheter tip door de steekwond op de apicale RV vrije wand totdat alle elektroden in het ventrikel (figuur 6C).
   11. Controleer de druk volume curve in de software en pas de positie van de katheter qua vorm lussen die geen significante respiratoire variant (Figuur 7B, C) ​​hebben getoond te verkrijgen.
   12. Recordbasislijn PV lussen (toggle gegevensregistratie naast de knop Start) gedurende ten minste 10 sec tot het verkrijgen van een aantal PV-lussen.
   13. Trek de hechtdraad geplaatst rond de IVC de voorbelasting veranderen en noteer de PV lussen. Analyseer de gegevens off-line en die afkomstig zijn van verschillende parameters van de RV systolische functie (Figuur 7D). Deze analyse is eerder ⁸ beschreven.
       Opmerking: IVC kan ook worden afgesloten door een tang. Controleer de RV drukspoor de vermindering van voorspanning bevestigen.
   14. Voeren zoutoplossing en cuvette kalibraties zoals eerder beschreven om een conversie van geleiding eenheden volume-eenheden ⁶ mogelijk.
   15. Na registratie van de data, trek de katheter uit en plak de punt van de katheter onmiddellijk in een waterbad met een zoutoplossing. Bij het afwerken, het reinigen van de katheter volgens de instructies van de fabrikant.

4. Het verzamelen van hart en longen Samples

Opmerking: Omdat de procedures hier eenre beschreven als terminal, moet het dier worden gedood na ofwel gesloten of open-borstkas rechter hartkatheterisatie.

1. Euthanaseren de muizen door het openen van de thorax (bilateraal thoracotomie) als een gesloten kist aanpak werd gebruikt, exanguination, of door het uitschakelen van de ventilator na verdoving overdosis.
   Opmerking: Breken van de nek wordt niet aanbevolen.
2. Om de inflatie perfusie van de longen uit te voeren, sluit u de inflatie slang op een Ringstand ingesteld op de long met een druk van 20 cmH ₂ O blazen (maar niet de afsluiter nog niet open naar de longen te blazen).
3. Botweg ontleden de luchtpijp van de omliggende spieren en bindweefsel.
4. Leg een stuk zijden hechtdraad (4-0 voor ratten, 6-0 voor muizen) rond de luchtpijp, en dan bind een losse knot.
5. Voorzichtig rekken de luchtpijp door te drukken op het hoofd en maak een snede (70% van de omtrek) dicht bij de onderkaak.
6. Houd de zachte stretch en steek de tracheacanule (20 G voor muizen of 16 G voor ratten).Zet de canule met behulp van de hechtdraad. Sluit de canule op de inflatie slang en bind de hechtdraad rond de canule naar de terugstromen van fixatieven te voorkomen.
7. Spoel de longen met PBS met behulp van een 10 ml spuit om de RV vrije wand steken en injecteer naar de longslagader. Nick het linker atrium als de longen beginnen te blancheren.
8. Oogst het hart door te snijden aan de wortel van de aorta.
9. Klem de juiste onderste kwab van de long met behulp van een mug hemostaat en snijd de juiste onderkwab. Leg de stukjes in microcentrifugebuizen en instant bevriezing in vloeibare stikstof.
10. Opblazen van de longen met 10% gebufferde-neutraal formaline gedurende 5 minuten en verwijder de luchtpijp canule gevolgd door ligeren van de luchtpijp.
11. Ontleden de longen uit de thorax en bevestig met 10% gebufferde-neutraal formaline.
    Let op: Als alternatief, opblazen van de long met een optimale snij-media (oktober, 1: 1 verdund met PBS) en vries in onverdunde oktober voor latere bereiding van bevroren secties.
12. Voorzichtigscheiden de atria van de ventrikels en isoleren van de rechter ventrikel vrije wand door het ontleden naast de interventriculare septum.
13. Weeg de RV en LV + septum (LV + S) om een Fulton index (RV / LV + S) ^9, die de mate van RV hypertrofie kwantificeert berekenen.
    Opmerking: TheFulton Index varieert in verschillende modellen van PH. Rat ^10: controle, 0.28 ± 0.01; Hypoxie geïnduceerde, 0,57 ± 0,02; -MCT behandelde, 0,51 ± 0,03. C57BL6 / J muis ^11: controle, 0.26 ± 0.01; SuHx (14 dagen), 0,40 ± 0,02; SuHx (21 dagen), 0,43 ± 0,01; SuHx (28 dagen), 0,44 ± 0,03.
14. Snap bevriezing van de RV en LV + S in vloeibare stikstof of vast te stellen in 10% gebufferde-neutraal formaline.

Resultaten

Als het rechter hart catheterisatie bij knaagdieren is typisch een terminal procedure die niet voor longitudinale follow-up, echocardiografie is een uitstekend alternatief voor noninvasive screening en follow-up ^12. Terwijl pulmonale systolische druk in menselijke PAH op echocardiografie gewoonlijk afgeleid van tricuspidalisklep regurgitatie die van gewoonlijk in de apicale te verkrijgen, is een dergelijke opvatting niet betrouwbaar verkregen bij knaagdieren, waardoor de schatting van pulmonale arteriële syst...

Discussie

De protocollen die hier worden beschreven, geven een uitgebreide karakterisering van de hemodynamiek en de functie van de rechterventrikel bij knaagdiermodellen van pulmonale hypertensie. Hoewel rechterhartkatheterisatie zoals hier beschreven een terminaal proces is, is de mortaliteit geassocieerd met echografie minimaal, wat screening en follow-up van de ziekteprogressie mogelijk maakt. Echter, net als bij patiënten met PH die een duidelijk verhoogde mortaliteit hebben onder anesthesie¹⁷, ervaren we dat ratte...

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel

Naam	Bedrijf	Catalogusnummer	Opmerkingen
Vevo 2100 Imaging System (120V)	VisualSonics, inc.	VS-11945
Vevo 2100 Imaging Station	VisualSonics, inc.
High-frequency Mechanical Transducers	VisualSonics, inc.	MS250, MS550D, MS400
Ultrasound Gel Parker	Laboratories Inc.	01-08
PowerLab 4/35	ADInstruments	ML765
Labchart 8	ADInstruments
BP transducer with stopcock and cable	ADInstruments	MLT1199
BP transducer calibration kit	ADInstruments	MLA1052
Mikro-Tip Pressure Catheter voor muis	Millar	SPR-1000	Alternatieve katheter verkrijgbaar bij Scisense FT111B (muis) en FT211B (rat)
Mikro-Tip Pressure Catheter voor rat	Millar	SPR-513	Alternatieve katheter verkrijgbaar bij Scisense FT111B (muis) en FT211B (rat)
Millar Mikro-Tip ultra-miniatuur PV loop katheter voor muizen	Millar	PVR-1035	Alternatieve katheter verkrijgbaar bij Scisense FT112 (muis)
Millar Mikro-Tip ultra miniatuur PV loop katheter voor ratten	Millar	SPR-869	Alternatieve katheter verkrijgbaar bij Scisense FT112 (muis)
Millar PV systeem MPVS-300	Millar	MPVS-300
4-0 Zijde Zwart Vlecht 100 Yard Spoel	Roboz Surgical	SUT-15-2
6-0 Zijde Zwart Vlecht 100 Yard Spoel	Roboz Surgical	SUT-14-1
Iris Schaar, Delicaat, Integra Miltex	VWR	21909-248
VWR Dissectie Schaar, Scherpe/Vlakke Punt	VWR	82027-588
VWR Delicaat Schaar, 4 1/2"	VWR	82027-582
Twee ster Hemostaten, Excelta	VWR	63042-090
Neutraal-gebufferd formaline	VWR	89370-094
Crotaline	Sigma	C2401
SU5416	Tocris Biosciences	3037
3.5X-45X Boom Stand Trinocular Zoom Stereo Microscope	AmScope	SM-3BX
PE (Polyethyleen Slang)-10	Braintree Scientific Inc	PE10 36 FT
PE (Polyethyleen Slang)-50	Braintree Scientific Inc	PE50 36 FT
PE (Polyethyleen Slang)-60	Braintree Scientific Inc	PE60 36 FT
Tabletop Isofluraan Anesthesie Unit	Kent Scientific	ACV-1205S
Surgisuite multi-functionele chirurgische platform	Kent Scientific	Surgisuite
Retractor set	Kent Scientific	SURGI-5002
Anesthesie inductiekamer	VetEquip	941443
Anesthesie Gas filter canister	Kent Scientific	ACV-2001
Rodent neuskoker	VetEquip	921431