Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Modelleren van de eerste stappen van eierstokkanker Verspreiding in een Organotypische Cultuur van de menselijke buikholte

26.7K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/53541

⸱

31 december 2015

 ,  ,  , 
1Department of Obstetrics and Gynecology, Section of Gynecologic Oncology, University of Chicago

In dit artikel

Samenvatting

Hier presenteren we een protocol om een driedimensionaal in vitro model te construeren van de bekleding van de peritoneale holte, samengesteld uit primaire humane mesotheliële cellen en fibroblasten, bedekt met extracellulaire matrix, als een hulpmiddel om de adhesie, invasie en proliferatie van ovariële kankercellen te onderzoeken.

Samenvatting

Het patroon van ovariumkankermetastase is duidelijk anders dan dat van de meeste andere epitheeltumoren, omdat het zelden hematogeen verspreidt. In plaats daarvan worden ovariumkankercellen die van de primaire tumor zijn afgescheiden, door peritoneale vloeistof naar uitzaaiplaatsen binnen de buikholte vervoerd. Deze plaatsen, met name het buikvlies en het mesentery, zijn organen bedekt met een met mesotheel bekleed oppervlak. Om de processen van ovariumkankerdisseminatie te onderzoeken, hebben we een complex driedimensionaal kweeksysteem samengesteld dat de bekleding van de buikholte in vitro reconstrueert. Primaire menselijke fibroblasten en mesotheelcellen werden geïsoleerd uit menselijk mesentery. De fibroblasten werden vervolgens gemengd met extracellulaire matrix en bedekt met een laag primaire menselijke mesotheelcellen om de peritoneale en omentale oppervlakken na te bootsen waarmee uitzaaiende ovariumkankercellen in contact komen. Het resulterende organotypische model wordt, zoals getoond, gebruikt om de vroege stadia van ovariumkankerdisseminatie te onderzoeken, inclusief kankercelhechting, invasie en proliferatie. Dit model is in een aantal studies gebruikt om de rol van de micro-omgeving (cellulair en acellulair) in de vroege ovariumkankerdisseminatie te onderzoeken. Het is ook met succes aangepast aan hoogdoorvoerscreening en gebruikt om remmers van ovariumkankermetastase te identificeren en te testen.

Inleiding

Eierstokkanker is de dodelijkste gynaecologische maligniteit1. De meeste patiënten worden gediagnosticeerd nadat de kanker zich heeft verspreid door de buikholte. Zodra de kanker zich heeft verspreid door de buikholte, zijn cytoreductieve chirurgie en chemotherapie vaak niet voldoende om kankerrecidief en chemoresistentie te voorkomen, wat resulteert in een overlevingspercentage van minder dan 30% na 5 jaar. Eierstokkankermetastase is voornamelijk beperkt tot de buikholte, en verschillende andere kankersoorten, waaronder maag-, alvleesklier- en darmkanker, metastaseren naar dezelfde anatomische locaties in de buikholte. Over het algemeen loslaten eierstokkankercellen zich van het in situ carcinoom in de eileider of de primaire eierstokkanker, reizen in peritoneale vloeistof als enkele cellen of bolletjes, en hechten zich aan door mesotheel beklede oppervlakken van de omentum, darm en buikwand2.

De tumormicro-omgeving speelt een belangrijke rol in de ziekteprogressie en chemoresistentie bij veel kankers3-6. De buikholte is een unieke micro-omgeving, met een monolaag van mesotheelcellen die de meeste oppervlakken bedekt (Figuur 1A)7. De mesotheelbekleding fungeert als een barrière die een oppervlak met lage wrijving creëert, wat beschermend lijkt te zijn tegen het hechten van kankercellen8. Direct onder dit mesotheel-beklede oppervlak bevindt zich een laag die voornamelijk bestaat uit fibroblasten en extracellulaire matrix (ECM), die het hechten en binnendringen van kankercellen bevorderen8. Eierstokkankercellen scheiden factoren af die veranderingen in de mesotheelbekleding induceren die het hechten, binnendringen en metastaseren van eierstokkankercellen bevorderen9,10. Eierstokkankercellen hechten zich aan het mesotheeloppervlak via integrine- en CD44-gemedieerde mechanismen (Figuur 1B)11-16.

Historisch gezien zijn er verschillende 3D-modellen ontwikkeld om de interacties van eierstokkanker met de micro-omgeving te onderzoeken. Enkele van de eerste modellen bestudeerden de eierstokkanker-ECM-interface17-21, eierstokkanker-mesotheelcelcommunicatie13,14,21-24, of beide25 (beoordeeld door ons 26). Niedbala et al. ontdekten dat eierstokkankercellen een snellere en stevigere hechting aan ECM vertonen dan aan mesotheelcellen of aan plastic alleen25. Deze modellen leken echter histologisch niet op de peritoneale micro-omgeving. Daarom hebben we een 3D organotypisch model opgezet om de micro-omgeving van eierstokkanker beter te repliceren. Om de rol van de micro-omgeving en de interactie tussen kanker en peritoneale cellen in de peritoneale verspreiding van eierstokkanker beter te begrijpen, hebben we een 3D organotypisch in vitro kweekmodel van de buikholtebekleding ontwikkeld (schematisch in Figuur 1C). Het voorgestelde model bestaat uit primaire humane fibroblasten en ECM, bedekt met een laag primaire humane mesotheelcellen - elk celtype is geïsoleerd uit menselijk omentum. Histologisch lijkt dit model op de normale peritoneale of omentale bekleding en biedt een oppervlak waarop we de tumormicro-omgeving, de interactie tussen kankercellen en normaal weefsel en de processen van kankercelhechting, binnendringen en proliferatie kunnen bestuderen8.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle onderzoeksprotocollen beschreven zijn beoordeeld door de Universiteit van Chicago Institutional Review Board (IRB). Geïnformeerde toestemming werd verkregen van elke patiënt voor de operatie en de studie werd goedgekeurd door de Universiteit van Chicago IRB. Een biologisch veiligheidskabinet type 2 en handschoenen moeten worden gebruikt bij de behandeling van menselijk weefsel voor bescherming en om het risico van besmetting van cellen te verminderen.

1. Isolatie en Cultuur van primaire Ongetransformeerde stromale cellen

  1. Lichaamsmateriaal verzamelen en voorbereiding.
    1. Verkrijgen van specimens van menselijk omentum, 2 cm 3, verwijderd tijdens een buikoperatie en onmiddellijk weefsel onder te dompelen in RT-fosfaat-gebufferde zoutoplossing (PBS) (Figuur 2A). Een stuk van omentum 3 cm x 2 cm levert doorgaans 1.000.000 primaire humane mesotheelcellen (HPMC) en 200.000 primaire menselijke fibroblasten of normaal omental fibroblasten (NOF).
    2. Spin down de PBS het weefsel werd ondergedompeld in 0,5 g gedurende 3min zo spoedig mogelijk na afname (<2 uur in PBS) en breng het weefsel verse 20 ml PBS in een 50 ml conische buis. Snij weefsel in 5mm 3 stukken door fijnhakken met scalpels in een 15 cm diameter, steriele cultuur schotel (Figuur 2B).
  2. Primaire humane mesotheelcellen celisolatie 8
    1. Om HPMC isoleren overdragen gehakt weefsel in 50 ml conische buizen en wacht 1 min de vaste delen te zweven boven (figuur 2C en D). HPMC en rode bloedcellen (RBC) aanwezig in de vloeistof op de bodem staan. Gebruik een pipet om de vloeistof vanaf de bodem van de buis en in een nieuwe conische buis te verwijderen. Spin de vloeistof neer op 0,5 g gedurende 3 minuten en zuig het supernatant van de HPMC / RBC pellet.
      1. Herhaal het proces drie keer: voeg 20 ml PBS aan het gehakt weefsel, zodat het weefsel stijgen, verwijdert vloeistof uit de bodem met een pipet en in de HPMC / RBC buis, spin down, en verwijder desupernatant. Immers spins worden voltooid en het supernatant afgezogen, wordt de korrel HPMC en RBC bevatten.
    2. Plate alle cellen van de pellet in een 75 cm2 kolf in 15 ml volledig groeimedium (DMEM met 10% foetaal runderserum [FBS], 1% MEM vitamines [93 mg / L], 1% MEM niet-essentiële aminozuren [81,4 mg / L], 1% penicilline streptomycine [Pen-Strep, 100 U / ml penicilline en 100 ug / ml streptomycine]).
    3. Voer een secundaire PBS wassen om extra HPMCs isoleren.
      1. Voor de secundaire PBS wassen, schud de resterende vaste weefsel bij 200 rpm, 37 ° C gedurende 10 min in 20 ml PBS, wacht 1 min gedurende het weefsel naar boven drijven. Verwijder de vloeistof uit de bodem van de buis in een nieuwe buis, centrifuge 0.5 xg gedurende 3 min, en zuig de supernatant.
      2. Plate alle HPMC / RBC uit de tweede PBS wassen in een aparte 75 cm2 kolf in 15 ml volledig groeimedium.
    4. Om r isolerenemaining HPMC, schud gehakt weefsel bij 200 rpm, 37 ° C ° gedurende 10 min in 20 ml van een 1: 1 0,25% trypsine 25 mM EDTA: PBS oplossing volume. Laat het weefsel te stijgen, verzamelen van de vloeistof op de bodem van de buis in een nieuwe 50 ml buis en spin neer op 0,5 gx 3 min.
      1. Zuig het supernatant en de plaat de HPMC / RBC in een aparte 75 cm2 kolf in 15 ml volledig groeimedium.
    5. Cultuur van de cellen uitgeplaat bij 37 ° C en 5% CO2 in een vochtige omgeving. Feed geplateerde cellen door toevoeging van 15 ml volledig groeimedium op dagen 3 en 5 zonder de verbruikte media. HPMC kan gekweekt voor 5-7 dagen voor splitsing zijn.
      1. Gebruik low-passage HPMC (tot passage 2) in alle experimenten om dedifferentiatie en wijziging van de oorspronkelijke fenotype minimaliseren. Gebruik een wide-field microscoop bij voorkeur met een 20x objectief met plastic differentieel interferentie contrast mogelijkheden of 4-20x objectief met fase contrast capabilities (fase contrast filters op de microscoop) voor het nemen van alle afbeeldingen van de cellen, en een 10x objectief () in heldere gebied te analyseren immunohistochemische 3,3'-Diaminobenzidine (DAB) kleuring.
    6. Controleer of de HPMC zijn kubisch en express cytokeratine 8 en vimentine door het uitvoeren immunohistochemie 8 (Figuur 3A, C, E).
  3. NOF isolatie 8
    1. Maak 10 ml van een voorraad van collagenase type III-oplossing (10x) door het combineren van een 1: 1: 1 mengsel van 100x Pen-Strep: 1.500 eenheden activiteit / ml collagenase type III: 714 eenheden activiteit / ml hyaluronidase in PBS.
    2. Schud het gehakte omentum weefsel dat overblijft na HPMC isolatie bij 200 rpm, 37 ° C gedurende 6 uur in 10 ml van 10x collagenase type III verdund in serumvrij medium (DMEM met 1% MEM vitamines [93 mg / L], 1% MEM niet-essentiële aminozuren [81,4 mg / L], 1% penicilline streptomycine [Pen-Strep, 100 U / ml penicilline en 100 ug / ml streptomycine]). Verteerd weefsel ondoorzichtig kijken en kunnen sommige vezelachtige afval (figuur 2E) hebben.
    3. Centrifugeer de oplossing die NOF cellen in suspensie bij 0,5 g gedurende 3 min bij kamertemperatuur, zuig de supernatant en het pellet plaat in een 75 cm2 kolf in 13 ml volledig groeimedium.
    4. Verwijder de oude media en te vervangen door 15 ml vers volledig groeimedia na 24 uur. NOF kunnen worden gekweekt gedurende 1-3 dagen voor splitsing. Opmerking proliferatie van de NOF zal ophouden wanneer de cellen confluentie bereiken.
    5. Controleer of de primaire menselijke fibroblasten zijn plat, langwerpig cellen en expressie vimentine maar niet cytokeratine 8 door het uitvoeren immunohistochemie 8 (figuur 3B, D, F). Gebruik low-passage NOF voor experimenten (idealiter vóór passage 3) dedifferentiation minimaliseren en wijziging van de oorspronkelijke fenotype. Gebruik een wide-field microscoop met een 20x objectief met plastic DIC mogelijkheden voor het nemen van alle fase beelden van de cellen,en een 10x doelstelling in heldere veld immunohistochemische DAB kleuring te analyseren.

2. Plating de Organotypische Cultuur 8

  1. Vrijgeven van de NOF 75 cm kolf door spoelen met 10 ml PBS, gevolgd door 3 ml van 0,25% trypsine / 25 mM EDTA niet langer dan 5 min. Neutraliseer met trypsine minstens 3 maal het volume van volledige groeimedia.
  2. Transfer getrypsiniseerd cellen in een 50 ml conische buis en spin neer op 0,5 gx 3 min. Verwijder supernatant en breng cellen terug in 5 ml volledig groeimedium. Gebruik een cel in tegen de cellen hersteld van de kolf te tellen.
  3. Verdun de cellen in het geschikte volume van volle groei media 2000-4000 NOF per 100 gl plaat op zwart, heldere bodem, 96 putjes. Voeg 0,5 ug / 100 ul van de rat-tail collageen ik naar de cel mengsel voordat plating. Laat cellen zitten bij 37 ° C in 5% CO2 in een vochtige omgeving gedurende ten minste 4 uur, of totdat de cellente houden aan het plaatoppervlak.
  4. Laat HPMC van de kolf met dezelfde methodes in stappen 2.1 en 2.2 beschreven. Verdun cellen in de juiste hoeveelheid volle groei media 10.000-20.000 HPMC per 50 ul plaat bovenop de NOF reeds bekleed met collageen I in 96-wells platen. Laat cellen zitten bij 37 ° C in 5% CO2 in een vochtige omgeving gedurende tenminste 18 uur voor het begin experimenten.
  5. Cultuur groen fluorescerend eiwit (GFP) tot expressie brengen HeyA8 eierstokkanker cellen in volle groei media. HeyA8 eierstokkanker cellen worden fluorescent gelabelde door expressie van een lentivirale vector die copepod cGFP (pCDH-CMV-MCS-EF1). HeyA8 eierstokkankercellen moet 80-90% confluent op de dag van gebruik (logaritmische groeifase) zijn. Los cellen uit de cultuur plaat en tel met behulp van dezelfde methoden in stappen 2,1-2,2 voor primaire cellen beschreven.
  6. Laat ovarium kankercellen herstellen volledig groeimedia voor 15-20 min bij 37 ° C in eenconische buis met het deksel losjes afgesloten.

3. adhesietest 8

  1. Na herstel, de pellet eierstokkankercellen door spinnen gedurende 3 min bij 0,5 x g en verwijder het supernatant en verdun de cellen in het juiste volume van serumvrij medium tot een concentratie van 50.000 cellen / 100 pi te bereiken.
  2. Inverteer de 96-well platen met de HPMC / NOF organotypische kweken brachten media verwijderen en voeg 100 ul van de kankercel suspensie in serumvrij medium aan elk putje. Incubeer de plaat bij 37 ° C in 5% CO2 in een vochtige omgeving gedurende 30 min tot 4 h.
  3. Inverteer de 96-putjesplaat media en niet-hechtende cellen te verwijderen. Gebruik een multichannel pipet op laag vermogen om zorgvuldig en voorzichtig pipet 100 ul PBS in elk putje, en omgekeerd bord weer. Herhaal de PBS te wassen eens te meer.
  4. Inverteer PBS verwijderen en 100 pl 4% paraformaldehyde aan elk putje. Laat de plaat te zitten voor 20 min om de cellen te repareren. Na 20 minuten, draai de plaat en voeg 100 ul PBS.
  5. Merk op dat de totale fluorescentie putten te melden of het aantal cellen worden gekwantificeerd. Voor kwantificering eerste plaat een standaardcurve in duplo gebruikt HeyA8 cellen bij een concentratie van 1 miljoen cellen / ml.
    1. Maak de standaard curve door het draaien van een daling van 1 miljoen cellen, het verwijderen van media, en waardoor ze zitten in 1 ml 4% paraformaldehyde gedurende 20 minuten.
    2. Spin cellen weer en brengen in 1 ml PBS (hertelling cellen tot 1 miljoen / ml concentratie te bevestigen). Plate 50.000, 40.000, 30.000, 20.000, 10.000, 5000, 1000 en 0 cellen in elk putje in duplo en voeg PBS voor een totaal eindvolume van 50 pl in elk putje.
  6. Onderkant lees de cultuur plaat op een fluorescerende plaat lezer (excitatie = 488 nm, emissie = 528 nm), schalen hoge putten (50.000 op standaard curve). Gebruik de standaard curve hoeveel eierstokkanker cellen gehecht aan de organotyp berekenenic cultuur in elk putje (Figuur 4A-C).

4. Proliferation Assay 10

  1. Nadat de eierstokkankercellen herstellen (zie stap 2.5 en 2.6), pellet van de cellen door spinnen gedurende 3 min bij 0,5 xg en Verdun de cellen in het juiste volume van 1% FBS media (DMEM met 1% FBS, 1% MEM vitaminen [93 mg / L], 1% MEM niet-essentiële aminozuren [81,4 mg / L], 1% penicilline streptomycine [Pen-Strep, 100 U / ml penicilline en 100 ug / ml streptomycine]) tot een concentratie van 4000 cellen bereiken / 150 ul.
  2. Inverteer de 96-well plaat met de HPMC / NOF organotypische kweken brachten media FBS media verwijderen en voeg 150 ul van de kankercel suspensie in 1% aan elk putje. Incubeer de plaat bij 37 ° C in 5% CO2 in een vochtige omgeving voor 72 uur.
  3. Onderkant lees de cultuur plaat op een fluorescerende plaat lezer een keer per dag (excitatie = 488 nm, emissie = 528 nm) om de relatieve proliferatie evaluerencellen. Verdere analyse voor 96 uur, verandert de media 48 uur (figuur 5A-C). Wees voorzichtig niet om de cultuur te storen bij het wijzigen van de media (omkeren van de plaat heeft de voorkeur).

5. Invasion Assay 8

  1. Voordat plating de 3D-cultuur, voeg 7,5 ug rat-tail collageen I in 200 ul PBS om een ​​24-well cultuur plaat insert (8 urn poriegrootte). Laat de plaat incubatiemengsel O / N, dan verwijder de PBS met een pipet onmiddellijk vóór het uitplaten HPMC / NOF organotypische kweek op de met collageen beklede inserts (stap 2 hierboven).
  2. Bereid de eierstokkanker cellen zoals in stap 3,1. Om de eierstokkankercellen plaat op de organotypische kweken van de inserts, zorgvuldig gebruiken een pipet om het papier uit de bovenkant van de inzetstukken te verwijderen. Voeg 100 ul van de celsuspensie eierstokkanker in serumvrij medium aan elk putje.
  3. Voeg 750 pl volledig groeimedium in de put onder het inzetstuk kankercel inducerenvasion in de organotypische kweken. Incubeer de plaat bij 37 ° C in 5% CO2 in een vochtige omgeving voor 24 uur.
    Opmerking: Eierstokkanker cellen die binnenvallen de organotypische cultuur zal het inzetstuk steekt en blijven op de onderkant van het inzetstuk.
  4. Na 24 uur, pak de insert met een tang en kort spoelen in een bekerglas van PBS, verplaats dan de insert in een lege put. Scrub de bovenkant van elke insert beide zijden van een wattenstaafje in totaal 1 min. Plaats snel het inzetstuk in een plaat met 750 pi 4% paraformaldehyde in elk putje. Sta elke insert te zitten in paraformaldehyde gedurende 10 minuten voor de overdracht van de inserts in putten gevuld met 750 ul PBS.
  5. Bekijk de binnengedrongen cellen (gehecht en bevestigd aan de bodem van inserts) met een microscoop bij 2,5x vergroting. Wanneer de gehele put binnen het gezichtsveld, passen de vergroting 10x en neemt 5 afbeeldingen één nabij het centrum en 1 in elk kwadrant van de put, het vermijdenhet nemen van foto's die te dicht bij de randen zijn. Volgen hetzelfde patroon voor elk putje.
  6. Met het programma van de fabrikant om het aantal cellen te tellen dat het beeld met een gemiddeld aantal cellen per veld binnengedrongen in elk putje (figuur 6A-C) komen volgens hun protocol.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Het organotypische kweek werd geassembleerd door eerst primaire menselijke fibroblasten met collageen type I en bedekken deze cultuur met 5 maal het aantal mesotheelcellen. De kweek werd gedurende ten minste 18 uur voor eierstokkanker cellen werden toegevoegd aan adhesie, invasie of verspreiding te bestuderen. Iedere test werd herhaald met meerdere (n = 3-5) 3D cultures verkregen uit verschillende patiënten en verschillende putjes werden getest in elke conditie voor de adhesie (n = 5), proliferatie (n = 5) en invasie as...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Een organotypische model van peritoneale micro opgericht om de individuele en collectieve functie (s) van zowel de cellulaire en aangeboren bestanddelen van de micro-omgeving bij eierstokkanker verspreiding van kanker te beoordelen. De specifieke protocollen voor plateren en het aanpassen van de 3D organotypische kweek eierstokkanker celhechting, proliferatie, invasie en onderzoeken zijn aanwezig. Omental primaire humane mesotheelcellen en fibroblasten werden geïsoleerd uit patiënten die in een vroeg doorgang naar norma...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

We danken alle bewoners en behandelende artsen, met name Dr. A.F. Haney (de Universiteit van Chicago, Afdeling Obstetrie en Gynaecologie) voor het verzamelen van omentale biopten. Ook danken we Stacey Tobin en Gail Isenberg voor het zorgvuldig redigeren van dit manuscript. Dit werk werd ondersteund door Bears Care, de liefdadigheidsbegunstigde van de Chicago Bears Football Club, het National Institute of Neurological Disorders and Stroke (NINDS) R21 NS075702, en de National Cancer Institute-subsidie R01 CA111882 aan E.L.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
1. Isolatie en kweek van primaire cellen
PBSFisher ScientificSH3001304
Eenzijdige scheermessenFisher Scientific12-640
15 cm kweekschotelsBD Biosciences353025
Glaskolf??
Fetaal bovien serum (FBS)Life Technologies16000044_3616914956
DMEM met L-GlutamineCorning10-013-CV
MEM VitaminenCorning25-020-Cl
MEM Niet-essentiële aminozurenCorning25-025-CI
Penicilline-StreptomycineCorning30-002-CI
Schudder Thermo-FisherMaxQ 4450
CentrifugeEppendorf5702
IncubatorThermo-FisherForma Series II Water Jacketed CO2 Incubator Model 3100
Trypsine EDTA, 1x (0,25%)Corning25-053-CI
HyaluronidaseWorthington BiochemicalLS002592
T-75 KolvenBD Biosciences353136
T-175 KolvenBD Biosciences353112
Pipet tipsRaininP2, P10, P20, P200 en P1000
Pipet tipsCorningGefilterde tips P2, P10, P20, P200 en P1000
Naam van reagens/materiaalBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen/Beschrijving
2. Aanleggen van 3D-kweek
CeltellerInvitrogenCountess
Countess Celtelling Kamer SlidesInvitrogenC10313
Trypan Blauw Kleuring (0,4%)Gibco15250-061
Collageen Type I (Rattenstaart)BD Biosciences354236
96-puts plaat, heldere bodem, zwartBD Biosciences353219
Naam van reagens/materiaalBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen/Beschrijving
3. Adhesie test
Multikanaals pipetEppendorfXplorer 300
Paraformaldehyde oplossing 4% in PBSSanta Cruz Biotechnologysc-281692
Plate readerMolecular DevicesMinimax
Naam van reagens/materiaalBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen/Beschrijving
5. Invasie test
Cel Cultuur Inserts (8um, 24-puts)BD Biosciences353097
Katoenen wattenQ-tipskatoenen watten
MicroscoopZeissAxiovert 200m
Cell Profilerpublic domain
24-puts plaatBD Biosciences353047
Naam van reagens/materiaalBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen/Beschrijving
6. Antilichamen
Anti-Integrine αVβ3 Antilichaam, klon LM609EMD MilliporeMAB1976
Beta 1 OncosynergyOS2966
Alpha 5 [CD49e]ID Pharmingen555615
Beta 4 [CD104]EMD MilliporeMAB 2058

Referenties

  1. Siegel, R., Ma, J., Zou, Z., Jemal, A. Cancer statistics. CA Cancer J. Clin. 65 (1), 5-29 (2015).
  2. Lengyel, E. Ovarian cancer development and metastasis. Am. J. Pathol. 177, 1053-1064 (2010).
  3. Quail, D. F., Joyce, J. A. Microenvironmental regulation of tumor progression and metastasis. Nat. Med. 19, 1423-1437 (2013).
  4. Correia, A. L., Bissell, M. J. The tumor microenvironment is a dominant force in multidrug resistance. Drug Resist Updat. 15, 39-49 (2012).
  5. Hanahan, D., Coussens, L. M. Accessories to the crime: Functions of cells recruited to the tumor microenvironment. Cancer Cell. 21, 309-322 (2012).
  6. Nieman, K. M., et al. Adipocytes promote ovarian cancer metastasis and provide energy for rapid tumor growth. Nat. Med. 17, 1498-1503 (2011).
  7. Daya, D., McCaughy, W. T. Pathology of the peritoneum: A review of selected topics. Semin. Diagn. Pathol. 8, 277-289 (1991).
  8. Kenny, H. A., Krausz, T., Yamada, S. D., Lengyel, E. Use of a novel 3D culture model to elucidate the role of mesothelial cells, fibroblasts and extra-cellular matrices on adhesion and invasion of ovarian cancer cells. Int. J. Cancer. 121, 1463-1472 (2007).
  9. Kenny, H. A., Kaur, S., Coussens, L. M., Lengyel, E. The initial steps of ovarian cancer cell metastasis are mediated by MMP-2 cleavage of vitronectin and fibronectin. J. Clin. Invest. 118, 1367-1379 (2008).
  10. Kenny, H. A., et al. Mesothelial cells promote early ovarian cancer metastasis through fibronectin secretion. J. Clin. Invest. 124, 4614-4628 (2014).
  11. Strobel, T., Cannistra, S. A. β1-integrins partly mediate binding of ovarian cancer cells to peritoneal mesothelium in vitro. Gynecol. Oncol. 73, 362-367 (1999).
  12. Strobel, T., Swanson, L., Cannistra, S. A. In vivo inhibition of CD44 limits intra-abdominal spread of a human ovarian cancer xenograft in nude mice: A novel role for CD 44 in the process of peritoneal implantation. Cancer Res. 57, 1228-1232 (1997).
  13. Iwanicki, M., et al. Ovarian cancer spheroids use myosin-generated force to clear the mesothelium. Cancer Discov. 1, 144-157 (2011).
  14. Lessan, K., Aguiar, D., Oegema, T. R., Siebenson, L., Skubitz, A. P. CD44 and β1 integrin mediate ovarian carcinoma cell adhesion to peritoneal mesothelial cells. Am. J. Pathol. 154, 1525-1537 (1999).
  15. Ahmed, N., Riley, C., Rice, G., Quinn, M. Role of integrin receptors for fibronectin, collagen and laminin in the regulation of ovarian carcinoma functions in response to a matrix microenvironment. Clin. Exp. Metastasis. 22, 391-402 (2005).
  16. Kaur, S., et al. β3-integrin expression on tumor cells inhibits tumor progression, reduces metastasis, and is associated with a favorable prognosis in patients with ovarian cancer. Am. J. Pathol. 175, 2184-2196 (2009).
  17. Niedbala, M. J., Crickard, K., Bernacki, R. In vitro degradation of extracellular matrix by human ovarian carcinoma cells. Clin. Exp. Metastasis. 5, 181-197 (1987).
  18. Kanemoto, T., Martin, G. R., Hamilton, T. C., Fridman, R. Effects of synthetic peptides and protease inhibitors on the interaction of a human ovarian cancer cell line (NIH:OVCAR-3) with a reconstituted basement membrane (matrigel). Invasion Metastasis. 11, 84-92 (1991).
  19. Rieppi, M., et al. Mesothelial cells induce the motility of human ovarian carcinoma cells. Int. J. Cancer. 80, 303-307 (1999).
  20. Barbolina, M. V., Adley, B. P., Ariztia, E. V., Liu, Y., Stack, M. S. Microenvironmental regulation of membrane type 1 matrix metalloproteinase activity in ovarian carcinoma cells via collagen-induced EGR1 expression. J. Biol. Chem. 282, 4924-4931 (2007).
  21. Burleson, K. M., et al. Ovarian carcinoma ascites spheroids adhere to extracellular matrix components and mesothelial cell monolayers. Gynecol. Oncol. 93, 170-181 (2004).
  22. Suzuki, N., et al. HMOCC-1, a human monoclonal antibody that inhibits adhesion of ovarian cancer cells to human mesothelial cells. Gynecol. Oncol. 95, 290-298 (2004).
  23. Kishikawa, T., et al. Two distinct pattern of peritoneal involvement shown by in vitro and in vivo ovarian cancer dissemination models. Invas. Metast. 15, 11-21 (1995).
  24. Casey, R. C., et al. Establishment of an in vitro assay to measure the invasion of ovarian carcinoma cells through mesothelial cell monolayers. Clin. Exp. Metastasis. 20, 343-356 (2003).
  25. Niedbala, M. J., Crickard, K., Bernacki, R. Interactions of human ovarian tumor cells with human mesothelial cells grown on extracellular matrix. Exp. Cell Res. 160, 499-513 (1985).
  26. White, E. A., Kenny, H. A., Lengyel, E. Three-Dimensional modeling of ovarian cancer. Adv. Drug Deliv. Rev. 79-80, 184-192 (2014).
  27. Kenny, H. A., et al. Quantitative high throughput screening using a primary human three-dimensional organotypic culture predicts in vivo efficacy. Nature Comm. , (2015).
  28. Sawada, K., et al. c-Met overexpression is a prognostic factor in ovarian cancer and an effective target for inhibition of peritoneal dissemination and invasion. Cancer Res. 67, 1670-1680 (2007).
  29. Kenny, H. A., Lengyel, E. MMP-2 functions as an early response protein in ovarian cancer metastasis. Cell cycle. 8, 683-688 (2009).
  30. Sawada, K., et al. Loss of E-cadherin promotes ovarian cancer metastasis via alpha 5-integrin, which is a therapeutic target. Cancer Res. 68, 2329-2339 (2008).
  31. Mitra, A. K., et al. Ligand-independent activation of c-Met by fibronectin and α(5)β(1)-integrin regulates ovarian cancer invasion and metastasis. Oncogene. 30, 1566-1576 (2011).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Meer artikelen verkennen

Model van de peritoneale holteprimaire humane mesotheelcellenfibroblasten uit normaal omentumadhesie van kankercelleninvasie van kankercellenproliferatie van kankercellenRGD-peptide-inhibitieintegrine-blokkerende antilichamen
Modelleren van de eerste stappen van eierstokkanker Verspreiding in een Organotypische Cultuur van de menselijke buikholte
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.