Methodenartikel

Inductie van ischemische beroerte en ischemie-reperfusie in Muizen met behulp van het Midden-slagader occlusie Techniek en Visualisatie van Infarct Area

DOI:

10.3791/54805

⸱

2 februari 2017

 ,  , 
1Department of Biochemistry and Molecular Biology, Miller School of Medicine, University of Miami, 2Miller School of Medicine, University of Miami, 3Jerzy Kukuczka Academy of Physical Education

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

We beschrijven een muismodel van een beroerte veroorzaakt door de occlusie van de middelste hersenslagader met behulp van een met siliconen omhulde naald. Het protocol kan worden toegepast om een permanente occlusie of een tijdelijke ischemie te induceren, gevolgd door reperfusion.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Cerebrovasculaire ziekte is zeer wijdverbreid in de wereldbevolking en omvat verschillende soorten aandoeningen, waaronder beroerte. Om de impact van beroerte op weefselbeschadiging te bestuderen en de effectiviteit van therapeutische interventies te evalueren, werden verschillende experimentele modellen bij verschillende diersoorten ontwikkeld. Ze omvatten complete globale cerebrale ischemie, onvolledige globale ischemie, focale cerebrale ischemie en multifocale cerebrale ischemie. Het model dat in dit protocol wordt beschreven, is gebaseerd op de occlusie van de middelste hersenslagader (MCAO) en valt onder de categorie focale ischemie. Deze techniek produceert consistente focale ischemie in een strikt gedefinieerd gebied van de hersenhelft en is minder invasief dan andere methoden. De beschreven procedure wordt uitgevoerd op muizen, gezien de beschikbaarheid van verschillende genetische varianten en het hoge aantal tests dat is gestandaardiseerd voor muizen om te helpen bij de evaluatie van gedrag en neurodeficit.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het onderzoek van cardiovasculaire aandoeningen, zoals beroerte, gebaseerd op het gebruik van in vivo modellen. Om de mogelijke gevolgen van ischemie, geneesmiddeltoxiciteit, en / of behandeling begrijpen, is er behoefte aan een geschikte, gestandaardiseerde, betrouwbaar en reproduceerbaar model van de ziekte, die vergelijkende studies mogelijk maakt tussen behandelingsgroepen gebruiken. In dit manuscript, maken we gebruik van muizen, gezien de beschikbaarheid van een groot aantal van de transgene muizen en gestandaardiseerde assessment modellen. Harken scores om motorische en het gedrag volgende experimentele ischemische beroerte en de daaropvolgende herstel te beoordelen zijn ontwikkeld 1, 2.

Verschillende ischemische beroerte modellen zijn beschikbaar, zoals complete globale cerebrale ischemie, globale ischemie onvolledig, multifocale cerebrale ischemie en focale cerebrale ischemie. Deze laatste groep is de categorie van beroerte meest voor bij patiënten. De meerderheid van de vooravondgen worden geïnitieerd door de vorming van een trombotische of embolische occlusie bij of nabij de middelste cerebrale arterie (MCA). Gezien deze parameters, het model nauw gepresenteerde bootst ziekte etiologie van menselijke beroerte en maakt resultaten zeer relevant 3. Toch is de vertaling ontdekkingen van diermodellen tot behandeling van ziekten bij de mens heeft bewezen uitdagend. Tot nu toe is alleen het gebruik van trombolytische weefselplasminogeenactivator goedgekeurd voor de behandeling van acute ischemische beroerte 4.

Onder de modellen van focale cerebrale ischemie in de muis, posterieure cerebrale circulatie beroerte model en cerebrale veneuze trombose model zijn zeer invasieve, afnemende hun toepasbaarheid en het beperken van het bereik van de analyses die kunnen worden uitgevoerd. Echter, andere technieken, zoals het embolische model, photothrombosis model, endotheline-1 geïnduceerde slagmodel en intraluminale hechtdraad middelste cerebrale arterie occlusie (MCAO) model, zijn beschikbaar voor gebruik zonder dergelijke beperkingen. De MCAO model is een techniek beschreven in dit protocol. Het biedt een betrouwbare werkwijze voor het induceren focale cerebrale ischemie die gemakkelijk kunnen worden uitgevoerd en reperfusie in een high-throughput manier. Er zijn twee manieren om dit model, namelijk de Zea-Longa en Koizumi methoden. Ze verschillen enigszins weg occlusie hechting wordt in het vaatstelsel ingebracht. In de Zea-Longa techniek wordt de hechting via de externe halsslagader 5 geplaatst. De techniek die hier wordt gewijzigd vanaf het Koizumi werkwijze waarbij de afsluitende hechting via de carotis slagader 6 wordt ingebracht.

De MCAO model is met succes toegepast op verschillende gebeurtenissen tijdens ischemische beroerte evalueren. Na reperfusie, hersenoedeem kan worden waargenomen met de afbraak van de bloed-hersenbarrière. Extra neuronale dood meestal waargenomen bij 24 uur; echter rewendt zich tot de uitgangswaarden na 7 dagen 7. Bij mensen, geslacht en leeftijd zijn belangrijke variabelen bij het bepalen stroke antwoord wordt dit ook waargenomen in muizen en ratten 8, 9, 10. Verschillende publicaties hebben de MCAO model dat wordt gebruikt om de behandeling efficiëntie 11, 12, 13, 14 aan te tonen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle procedures werden goedgekeurd door de Universiteit van Miami Institutional Animal Care en gebruik Comite (IACUC) in overeenstemming met de National Institutes of Health (NIH) richtlijnen. Het gebruik steriele en aseptische technieken vereist.

1. Voorbereiding van de occlusie Suture

  1. Gebruik een hechting diameter van 0,21 mm muizen tussen 20 - 25 g en 0,23 mm voor muizen tussen 25 - 35 g lichaamsgewicht. De keuze van het type hechtingen voor de MCAO procedure is gebaseerd op gewicht van het dier.
  2. Met behulp van een zilveren pen, markeren de hechting op 9 mm vanaf de siliconen gecoate tip. Dit zal dienen als leidraad voor het inbrengen lengte.

2. Voorbereiding voor Heelkunde

  1. Verdoven muis met isofluraan gemengd met zuurstof met een klinisch anesthesiesysteem. Gebruik isofluraan bij het instellen van 5 en zuurstoftoevoer bij 2 op de commerciële machine (zie Materials tabel). Breng het dier naar surgery oppervlak en in stand houden anesthesie met behulp van een neuskegel (gebruik isofluraan instellen van 1,5-2,5 en zuurstoftoevoer 2).
    1. Zorg ervoor dat de muis ademfrequentie is ongeveer 1-2 ademhaling per seconde zonder hijgen. Daarnaast is ervoor te zorgen dat het dier snorharen stimulatie reactie en pedaal reflex (teen knijpen) vertoont. Monitor ademhaling en inspanning tijdens de operatie, ten minste om de 5 min.
  2. Een druppel oftalmische smeermiddel op elk oog met een steriel wattenstaafje om uitdroging te voorkomen tijdens de procedure. Ook verzoeken oogzalf van het oog door een steriele farmaceutische buis.
  3. Flip het dier op zijn rug en scheren de incisie gebied. Daarna grondig ontsmet de chirur- gie gebruikt 70% ethanol, gevolgd door Chloorhexidine en de uiteindelijke staafje met 70% ethanol. Leg het dier op een warme chirurgische oppervlak onder een stereomicroscoop.

3. Dissectie van de halsslagader en Internal / External Branching

  1. Gebruik chirurgische schaar en forceps Voer een ondiepe middellijn incisie in de nek, van boven het borstbeen tot onder de kaak (ongeveer 3-4 cm). Chirurgische doek worden geplaatst rond de operatie vlak voor instrumenten voorkomen dat ze in contact met niet-steriele oppervlakken. De chirurgische doek werd weggelaten in de huidige video filmen steun.
  2. Met behulp van pincet voorzichtig gescheiden vet en bindweefsel de luchtpijp bloot. Weefsel moet gemakkelijk en natuurlijk te scheiden voor beide partijen.
  3. Plaats een kussen (rond voorwerp, ongeveer 0,5 cm diameter) op de achterkant van de nek van de muizen om de hals te verlengen, het gebied voor verdere operatie bloot.
  4. Open de incisie met behulp van een weefselhaak of haken.
  5. Aan de linkerkant van de luchtpijp van het dier voorzichtig tweeze behalve het bindweefsel links halsslagader (CCA) bloot. Wees voorzichtig niet aan de zenuwen en de grote aderen gebundeld met de CCA beschadigen.
  6. Ga door het blootstellen van de CCA, let daarbij goed op los te maken van het onderliggende weefsel, en bloot de top "Y" vertakking van de interne cerebrale slagader (ICA) en externe cerebrale slagader (ECA). Om te helpen bij het losmaken van de CCA, plaatst de gebogen pincet onder de CCA aan het bindweefsel doorboren en dan langzaam hen in staat stellen om te openen.

4. Voorbereiding van de CCA voor de MCAO Suture Insertion

  1. Plaats 3 segmenten van nylon hechtdraad van ongeveer 4 cm lang onder de CCA. Zorg ervoor dat de CCA is niet verdraaid omdat dit drastisch het inbrengen van de hechtdraad zou bemoeilijken.
  2. Op het laagste punt mogelijk, sluit de onderste hechtdraad met een vaste knoop.
  3. Bind de top hechtdraad net onder de ICA / Rekenkamer vertakking met behulp van een afneembare slip knot.
  4. Bind het midden hechtdraad met behulp van een afneembare slip knoop, maar hou het wijd open. Het is belangrijk om voldoende ruimte te laten er geen hechtingen inbrengen belemmeren.
  5. Met behulp van microdissectie voorjaar scissors, het uitvoeren van een incisie in de CCA tussen de onderste en middelste hechtingen. Voer de 0,2 mm incisie nabij de bodem hechtdraad.

5. midden cerebrale slagader Occlusie

  1. Met behulp van een tang, plaatst u de MCAO hechtdraad in de CCA incisie, het begeleiden van het aan de top. Voer deze stap snel na stap 4,5 tot stolling en sluiten van de CCA opening te voorkomen. Indien hechtdraad insertie wordt geblokkeerd, gebruik de uiteinden van een tang om de incisie te heropenen.
  2. Zachtjes vastbinden het midden hechtdraad op de MCAO hechtdraad siliconen voor een deel met behulp van een slip knoop om de bloedstroom te beperken omheen, maar los genoeg in staat te stellen om vrij te bewegen.
  3. Zorgvuldig ongedaan maken van de top hechtdraad, om ervoor te zorgen dat de MCAO hechtdraad niet glippen.
  4. Plaats de MCAO hechtdraad in de ICA van enkele millimeters en opnieuw sluiten boven hechtdraad, op dezelfde wijze als beschreven in stap 5.2.
  5. Leid de MCAO hechting aan de occlusie omgeving. Vermelding van succesvolle insertieduidelijk door de lage hoeveelheid bloed terugstroming van de CCA incisie en de zilveren 9 mm markering ligt tussen de CCA incisie en ICA / ECA bifurcatie. Verdere bevestiging van succesvolle afsluiting kan worden verkregen met behulp controlemethoden zoals een laser Doppler bloedstroming controlesysteem 15, 16.
    OPMERKING: Een daling van 90% van de bloedstroom naar het midden hersengebied aan de afgesloten omgeving kant geeft een succesvolle afsluiting.
  6. Na een succesvolle afsluiting, vastbinden het midden en de top hechtdraad stevig vast. Als het uitvoeren van sham inbrengen, geen hechtingen weer sluiten, maar in plaats daarvan onmiddellijk verder met stap 7.3.

6. incisie sluiten en postoperatieve zorg

  1. Tuck in de hechtingen in de incisie gebied.
  2. Verwijder retractor of weefsel haken en kussen.
  3. Clean hechtdraad gebied met behulp van een steriele zoutoplossing en een wattenstaafje.
  4. Sluit de incisie met behulp van nylon hechtdraad / naald en tang.
  5. Beheer anti-inflammatoire (bijv Carprofen 10 mg / kg, sc) en analgetische (bijvoorbeeld buprenorfine 0,1 mg / kg sc, tweemaal daags) drugs postoperatieve pijn verlichten. Plaats de muizen in een kooi geplaatst op een verwarmd kussen om onderkoeling te voorkomen en geeft ad labium toegang tot water en voedsel verzacht.
  6. Bewaak het herstel van de dieren (5-10 min) en op tekenen van een beroerte. Ze kunnen variëren van mild laterale verlamming en cirkelen tot ernstige inkrimping van de contralaterale flank en rollen. Verschillende evaluatie punten zijn opgenomen in de discussie. Dieren met tekenen van ademnood of ernstige aanvallen moeten worden gedood.
  7. Afhankelijk ischemie reperfusie protocol laat de MCAO hechtdraad in plaats van 30 min tot 120 min of meer. Het verminderen van occlusie tijd voorkomt sterfte.
  8. Voor permanente occlusie, laat de MCAO hechtdraad in de plaats voor 24 uur, maar significante sterftecijfer is te verwachten. Na deze time lapse, ga dan naar Ste7 p.
    1. Bij gebruik van permanente occlusie model, houden muizen in de kooi tot eindpunt. Op dat moment, verwijder hechtdraad (stappen 7,1-7,8). Deze procedure kan ook worden uitgevoerd na euthanasie.

7. reperfusie

  1. Verdoven van het dier weer (volg de instructies in 2.1) en verwijder de wond sluiten hechtingen.
  2. Met behulp van een tang en weefsel afscheiders, re-open de incisie en bloot de CCA.
  3. Verwijder voorzichtig de bovenste hechtdraad en trek op de MCAO hechtdraad tot de siliconen beklede deel is gelegen in het midden knoop.
  4. Opnieuw boven knoop op de hechtdraad te voorkomen dat bloed stroomt langs de hechtdraad (het hoeft niet een schuifknoop zijn).
  5. verwijder voorzichtig de middelste knoop en trek de hechtdraad langs de bovenste knoop, maar houd het in de CCA.
  6. Nauw sluit de top knoop om slagader de bloedstroom te blokkeren.
  7. Trek volledig de MCAO hechtdraad en sluit strak de middelste knoop.
  8. De hechting kan MCAOhergebruikt meerdere malen. Na elk gebruik Reinig de hechtdraad voorzichtig in 70% ethanol om verontreinigingen (bijvoorbeeld bloed of weefsel) met een steriel gaas te verwijderen. Daarna plaatst u de hechtdraad in een sterilisator zakje en steriliseren.
  9. Herhaal stap 6,1-6,4 en controleren dier herstel.

8. Tissue Analyse

  1. Om slagvolume bewaken, ontleden uit de hersenen.
    1. Euthanaseren de muis met een tweestapswerkwijze. Enerzijds bloot het dier een overdosis isofluraan tot ademhaling stopt. Voor TTC kleuring, onthoofden de muis onmiddellijk en ga naar de hersenen extractie. Voor de hersenen snijden (bijvoorbeeld voor immunokleuring analyses), het uitvoeren van perfusie via een cardiale punctie voorafgaand aan de onthoofding.
    2. Afgesneden de kop aan de basis van de schedel en snijd de hoofdhuid van de hals naar de top van de schedel tot tussen de ogen. Met de schedel bloot, snijd het bot langs beide zijden vanaf de schedelbasis openingtot de oogkas. Maak deze snede langs het brede deel van de schedel. Wees voorzichtig niet te diep met een schaar om te voorkomen dat schade aan de hersenen te bereiken.
    3. Daarna sneed het bot tussen de twee oogkassen.
  2. Behulp van een tang, til de bovenkant van de schedel de hersenen bloot. Er moet slechts een kleine weerstand. Als het niet gemakkelijk optillen kan schedel incisies onvolledig zijn. Wrikken uit de hersenen zachtjes met stompe gebogen pincet. De hersenen kunnen nog worden bevestigd door verschillende zenuwen. Doorgaan langzaam, het verwijderen van attachments langs de weg.
  3. Leg de verse hersenen in een 1 mm brein matrix, voeg een paar druppels PBS, en snijd langs de matrix met behulp van een scheermesje of cryostaat mes.
  4. Breng de hersenen om een ​​100 mm schaal en voeg kleuroplossing (2% 2,3,5-trifenyltetrazoliumchloride [TTC] opgelost in PBS) aan de bodem van de schaal te dekken. Met behulp van twee tangen, verwijder alle hersenplakjes (voorkant omlaag) en plaats ze in volgorde op de bodem van de schaal.
    LET OP: kleuring zal levensvatbaar weefsel rood, met niet-levensvatbare weefsel overgebleven witte zetten. Verwarmen van de oplossing tot 37 ° C zal kleuring versnellen. Symptomen van een beroerte gebied (wit) kunnen zo snel worden gezien als 90 min na een beroerte en blijven toegankelijk voor meer dan 7 dagen. Imaging moet worden gedaan samen met een liniaal om de berekening van het slagvolume mogelijk te maken.
  5. Werkwijze ontleed hersenen te snijden, immuno-kleuring, eiwitisolatie, of een verscheidenheid aan andere procedures 17, 18, 19.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De invoeging route voor de occlusie hechtdraad is getoond in figuur 1. De MCAO hechtdraad wordt gerouteerd naar de occlusie gebied bifurcating in de ICA. Succesvolle occlusie van de MCA zal leiden tot weefselbeschadiging, zichtbaar door TTC kleuring. Figuur 2 toont beelden van kleuring van sham behandeld dier (Figuur 2A) en een 60 min MCAO ischemie-reperfusie dier (kleuring op 90 min of 24 uur na occlusie, Figuur 2B). Om...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het succesvolle gebruik van de beschreven MCAO werkwijze is sterk afhankelijk van inzicht in cerebrale bloedstroom anatomie. Aangezien de correcte plaatsing van de hechtdraad is moeilijk te onderscheiden door het ontbreken van directe visuele aanwijzingen, herhaalde oefening is belangrijk de procedure beheersen alvorens het voor onderzoekende studies. Slagvolume moet worden geanalyseerd om te zorgen voor een consistente resultaten. De toevoeging van een laser Doppler systeem kan helpen om de succesvolle afsluiting van d...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Auteurs hebben geen concurrerende of belangenconflicten.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

We willen Dr. Lei Chen (Icahn School of Medicine at Mount Sinai, NY) bedanken die dit model als eerste in ons laboratorium heeft opgezet. Gedeeltelijk ondersteund door HL126559, DA039576, MH098891, MH63022, MH072567, DA027569 en NSC 2015/17/B/NZ7/02985. Dr. Luc Bertrand wordt gedeeltelijk ondersteund door een postdoctorale beurs van de American Heart Association (16POST31170002).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
MCAO suture 0.23 mmDoccol702345PK5Re
MCAO suture 0.21 mmDoccol702145PK5Re
Silver penstaples503205
Anesthesia machineVetequip901806
Surgical scissorsFine science tool14558-09
Surgical forceps straight tipFine science tool00108-11
Surgical forceps angled tipFine science tool00109-11
Spring scissorsFine science tool15000-08
Nylon sutureBraintree scintificSUT-S 104
Closing sutureVWR95057-036
IsofluranePiramal
2,3,5-Triphenyltetrazolium chlorideFisherSci50-121-8005
Brain blockBraintree scintificBS-A 5000C
Cryostat bladeVWR89202-606
Optioneel:
Periflux Laser doppler systemPerimedPeriflux 5000
Monitoring unitPerimedPF 5010 - LDPM

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Cuomo, O., et al. Antithrombin reduces ischemic volume, ameliorates neurologic deficits, and prolongs animal survival in both transient and permanent focal ischemia. Stroke. 38 (12), 3272-3279 (2007).
  2. Wauquier, A., Melis, W., Janssen, P. A. Long-term neurological assessment of the post-resuscitative effects of flunarizine, verapamil and nimodipine in a new model of global complete ischaemia. Neuropharmacology. 28 (8), 837-846 (1989).
  3. Liu, F., McCullough, L. D. Middle cerebral artery occlusion model in rodents: methods and potential pitfalls. J Biomed Biotechnol. 2011, 464701(2011).
  4. Chiu, D., et al. Intravenous tissue plasminogen activator for acute ischemic stroke: feasibility, safety, and efficacy in the first year of clinical practice. Stroke. 29 (1), 18-22 (1998).
  5. Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats. Stroke. 20 (1), 84-91 (1989).
  6. Koizumi, J., Yoshida, Y., Nakazawa, T., Ooneda, G. Experimental studies of ischemic brain edema, I: a new experimental model of cerebral embolism in rats in which recirculation can be introduced in the ischemic area. Jpn J Stroke. 8, 1-8 (1986).
  7. Liu, F., Schafer, D. P., McCullough, L. D. TTC, fluoro-Jade B and NeuN staining confirm evolving phases of infarction induced by middle cerebral artery occlusion. J Neurosci Methods. 179 (1), 1-8 (2009).
  8. Liu, F., Yuan, R., Benashski, S. E., McCullough, L. D. Changes in experimental stroke outcome across the life span. J Cereb Blood Flow Metab. 29 (4), 792-802 (2009).
  9. Wang, R. Y., Wang, P. S., Yang, Y. R. Effect of age in rats following middle cerebral artery occlusion. Gerontology. 49 (1), 27-32 (2003).
  10. Baskerville, T. A., Macrae, I. M., Holmes, W. M., McCabe, C. The influence of gender on 'tissue at risk' in acute stroke: A diffusion-weighted magnetic resonance imaging study in a rat model of focal cerebral ischaemia. J Cereb Blood Flow Metab. 36 (2), 381-386 (2016).
  11. Cai, Q., et al. Co-transplantation of hippocampal neural stem cells and astrocytes and microvascular endothelial cells improve the memory in ischemic stroke rat. Int J Clin Exp Med. 8 (8), 13109-13117 (2015).
  12. Cheng, Y., et al. Intravenously delivered neural stem cells migrate into ischemic brain, differentiate and improve functional recovery after transient ischemic stroke in adult rats. Int J Clin Exp Pathol. 8 (3), 2928-2936 (2015).
  13. Nagai, N., et al. Intravenous Administration of Cilostazol Nanoparticles Ameliorates Acute Ischemic Stroke in a Cerebral Ischemia/Reperfusion-Induced Injury Model. Int J Mol Sci. 16 (12), 29329-29344 (2015).
  14. Liu, Y., et al. Intravenous PEP-1-GDNF is protective after focal cerebral ischemia in rats. Neurosci Lett. 617, 150-155 (2016).
  15. Hedna, V. S., et al. Validity of Laser Doppler Flowmetry in Predicting Outcome in Murine Intraluminal Middle Cerebral Artery Occlusion Stroke. J Vasc Interv Neurol. 8 (3), 74-82 (2015).
  16. Tajima, Y., et al. Reproducibility of measuring cerebral blood flow by laser-Doppler flowmetry in mice. Front Biosci (Elite Ed). 6, 62-68 (2014).
  17. Fang, M., et al. Scutellarin regulates microglia-mediated TNC1 astrocytic reaction and astrogliosis in cerebral ischemia in the adult rats. BMC Neurosci. 16, 84(2015).
  18. Evilsizor, M. N., Ray-Jones, H. F., Lifshitz, J., Ziebell, J. Primer for immunohistochemistry on cryosectioned rat brain tissue: example staining for microglia and neurons. J Vis Exp. (99), e52293(2015).
  19. Kramer, M., et al. TTC staining of damaged brain areas after MCA occlusion in the rat does not constrict quantitative gene and protein analyses. J Neurosci Methods. 187 (1), 84-89 (2010).
  20. Wu, L., et al. Keep warm and get success: the role of postischemic temperature in the mouse middle cerebral artery occlusion model. Brain Res Bull. 101, 12-17 (2014).
  21. Liu, S., Zhen, G., Meloni, B. P., Campbell, K., Winn, H. R. Rodent Stroke Model Guidelines for Preclinical Stroke Trials (1st Edition). J Exp Stroke Transl Med. 2 (2), 2-27 (2009).
  22. Tsuchiya, D., Hong, S., Kayama, T., Panter, S. S., Weinstein, P. R. Effect of suture size and carotid clip application upon blood flow and infarct volume after permanent and temporary middle cerebral artery occlusion in mice. Brain Res. 970 (1-2), 131-139 (2003).
  23. Wolff, G., Davidson, S. J., Wrobel, J. K., Toborek, M. Exercise maintains blood-brain barrier integrity during early stages of brain metastasis formation. Biochem Biophys Res Commun. 463 (4), 811-817 (2015).
  24. Wrobel, J. K., Wolff, G., Xiao, R., Power, R. F., Toborek, M. Dietary Selenium Supplementation Modulates Growth of Brain Metastatic Tumors and Changes the Expression of Adhesion Molecules in Brain Microvessels. Biol Trace Elem Res. , (2015).
  25. Chen, L., Swartz, K. R., Toborek, M. Vessel microport technique for applications in cerebrovascular research. J Neurosci Res. 87 (7), 1718-1727 (2009).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Occlusie van de middelste cerebrale slagaderinductie van ischemisch strokeischemie reperfusiemodelberoertechirurgie bij muizencerebrale arterie occlusievisualisatie van het infarctgebiedTTC kleuringsanalyseimmunofluorescente kleuringevaluatie van neurologische defectenmonitoring van postoperatieve zorg

Gerelateerde artikelen