Methodenartikel

Cavernous zenuwstimulatie en opname van Intracavernous druk in een Rat

13.1K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/56807

⸱

23 april 2018

 ,  ,  , 
1Biomedical Laboratory and the Research Unit of Urology, Department of Clinical Research, University of Southern Denmark, 2Department of Surgery, University of Vermont, 3Research Unit of Urology, Department of Clinical Research, University of Southern Denmark, 4Department of Urology, Odense University Hospital

In dit artikel

Samenvatting

Deze studie beschrijft een vereenvoudigde chirurgische ingreep en techniek voor het uitvoeren van cavernous zenuwstimulatie met het isolement van de zenuw-elektrode complex met siliconen lijm en meting van de intracavernous druk.

Samenvatting

De stimulatie van de cavernous zenuw (CN) en meting van intracavernous druk (ICP) hebben veel gebruikt voor het testen en evalueren van therapieën voor erectiele disfunctie. Echter, de gebruikte methoden verschillen tussen laboratoria en valkuilen bestaan nog steeds. Het doel van deze studie was om een chirurgische techniek waarmee een betrouwbare en reproduceerbare model te beschrijven. Door de ischiocavernosus spier op zijn punt van plaatsing op de ischial radii bloot te leggen, kon de penile crus worden gecanuleerd met minimale dissectie en schade aan de structuren die betrokken zijn bij de erectiele functie. Herhaaldelijke stimulatie van de GN, zonder de noodzaak voor het heffen en drogen, werd bereikt door het gebruik van een 125 µm bipolaire zilveren elektrode en biocompatibel silicon lijm te isoleren van het elektrode-zenuw-complex. Deze methode voorkomt neuropraxia door vermindering van de rekken en drogen van de zenuw en biedt volledige isolatie van de zenuw, ontkenning van elektrische lekkage en preventie stimuleren van alternatieve trajecten.

Inleiding

In vivo onderzoek van erectiele functie bij proefdieren begon in 1863 met het experimentele pionierswerk van Eckhard1. Elektrostimulatie van de bekken zenuwen werd gebruikt voor het opwekken van de verhoogde ICP bij honden. Gedurende de 20ste eeuw, werden soortgelijke experimentele protocollen gebruikt in grotere dieren zoals honden, apen, katten en konijnen. Evaluatie van erectiele functie in een rat werd eerst ontwikkeld door Quinlan et al. in 19892. De methode heeft sindsdien werden aangepast en bijgewerkt door verschillende andere groepen34. Vandaag, is de rat de meest gebruikte dierlijk model voor het bestuderen van de pathologie van erectiestoornissen en evalueren van opkomende behandelmogelijkheden. De belangrijkste stappen van de procedure opnemen, opnemen van de systemische bloeddruk met behulp van een regel in de halsslagader, cannulation van de penile crus maatregel ICP en stimulatie van de GN voor het opwekken van een toename van het ICP. Hoewel verschillende onderzoekers hebben het model verfijnd, de reproduceerbaarheid blijft een probleem en variabele resultaten hebben gemeld door verschillende laboratoria. Verschillende valkuilen behouden blijven.

Vorige artikelen5,6,7,8,9,10 beschrijven het gebruik van het volledige penile blootstelling met degloving van de penis voor holle lichaam cannulation. Dit is niet een optimale aanpak als manipulatie en storend dissectie veroorzaakt schade aan structuren, die essentieel voor de erectiele functie zijn. De dissectie van de GN is goed beschreven10,11, maar van de zenuw stimulatie is niet optimaal zijn als gevolg van meerdere factoren die van invloed kunnen zijn op de experimentele resultaten. De techniek van CN stimulatie omvat de opheffing van de zenuw van het omringende weefsel door te trekken op de elektrode bipolaire haak, die is gepositioneerd rond de zenuw, en drogen van de zenuw vóór elke stimulatie. Dit kan leiden tot verschillende graden van schade aan de zenuwen en elektrische huidige lekkage, resulterend in een verminderde reactie of valse stijging van het ICP door stimulatie van alternatieve trajecten bv, bekkenbodemspieren, blaas en gastro-intestinale Tract12. Al deze factoren beperken de reproduceerbaarheid.

Tijdens onze studie vastgesteld we hebben dat zowel de diepte en de soort verdoving een diepgaand effect op de ICP hebben. De verdoving gebruikt zijn natrium pentobarbital, ketamine/xylazine of ketamine/midazolam injectie of Isofluraan/zuurstof inademen.

Hier beschrijven we een vereenvoudigde chirurgische methode en gegevens ter ondersteuning van normalisatie van het experimentele protocol verstrekken.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Dieren gehuisvest waren in de Universiteit van Zuid-Denemarken dier zorg faciliteit per institutionele richtsnoeren. Alle dierproeven zijn uitgevoerd volgens de National Institutes of Health Gids voor de verzorging en het gebruik van proefdieren. Dit is een acute, niet-survival chirurgie-procedure.

1. bereiding van de buis, elektrode en instrumenten voor de chirurgische ingreep.

  1. Gebruik de volgende microchirurgische instrumenten: chirurgische scharen, schuine micro schaar, een pincet weefsel, een paar Dumont #7 en #5 gebogen micro pincet, een micro naald houder en oprolmechanismen.
    Opmerking: Aangezien dit een acute procedure, hoeft de instrumenten niet te worden gesteriliseerd. Na gebruik schoon en veeg de tips met 70% ethanol.
  2. Geniet van de buis in 70% ethanol en spoel het daarna met steriele 0.9% NaCl met 100 U/mL heparine vóór gebruik. Laat de buis gevuld om te voorkomen dat de invoering van de luchtbellen in het systeem.
  3. Knip een stukje van 20-30 cm lengte van polyethyleen (PE)-50 slang te maken van een katheter voor de ICP-meting. Zorg ervoor dat de slang zo kort mogelijk te zijn om de demping van de druk.
  4. Buig een steriele 24G naald side-to-side tot de naald in het midden breekt. Sluit het stuk met de schuine kant aan het distale einde van de PE-buis voor plaatsing in de penile crus. De andere helft op de hub voor de aansluiting op de drukopnemer invoegen. Vul het systeem met EDTA saline (100 U/mL).
  5. Om de bipolaire Teflon beklede elektrode, draden gesneden twee 125 µm zilveren aan gelijke lengte. Gebruik een stuk tape te hechten de draden aan de rand van de tafel en rijg ze samen. Vervolgens, de elektrode te hechten aan een zwarte plaat.
  6. Maak een kleine incisie in de Teflon en gebruik van #5 micro pincet te strippen van een 4-5 mm-lengte van Teflon coating uit de toppen van de elektroden. De tips afgesneden met een scalpel te bereiken zelfs lengte en haken door buigen de uiteinden de stompe randen van een scalpel blad.
  7. Tape de elektrode met het einde enigermate te verlengen over de rand van de zwarte plaat met de haken naar boven gericht. Meng de lijm silicium op een kunststof plaat voor 10 s en wrap een lijm bubble rond de elektrode 1-2 mm van de haak.
  8. Laat het drogen voor ongeveer 5 min vóór gebruik (Figuur 1). Strip de Teflon uit een langere sectie aan de andere kant, voor verbinding aan de stimulator.
    Opmerking: Met opnieuw doen de haken op de distale uiteinde, kan de elektrode vele malen worden hergebruikt.

2. voorbereiding van het dier

  1. Scheren na het anesthetizing van het dier, de onderste helft van de buik, hals en perineum. Scrub het dier met 70% alcohol gevolgd door Povidon-jodium driemaal. Plaats de rat op een verwarmde chirurgische pad in een liggende positie. Dierenarts oog zalf van toepassing en de narcose overstappen naar een neus kegel met 2,5% Isofluraan en 0.8 L/min zuurstof als de vervoerder.
    Opmerking: Pas het niveau van Isofluraan en zuurstof aan het bereiken van een aanvaardbaar niveau van de verdoving.

3. prechirurgische voorbereiding

  1. Uitvoeren van de gehele chirurgische ingreep onder een operationele Microscoop: een variërend van 3.15 X tot 20 X vergroting is voldoende. Handschoenen gebruiken en onderhouden van een schoon milieu tijdens de operatie. Plaats de rat op een gordijn.

4. Ischiocavernosus spier dissectie voor de ICP-meting

  1. Gebruik een scalpel, rechte schaar en Dumont #7 gebogen micro pincet zodat een 1 cm verticaal 5 mm lateraal van de insnijding van de huid aan de middellijn beginnend op het niveau van de basis van de penis en uitbreiding van neerwaartse (figuur 2A). U kunt een Q-tip en zorgvuldig scheiden de fascia laterale naar het scrotum (figuur 2B). Na de ontrafeling van de fascia, koppelen van oprolmechanismen en palperen met een katoen-getipt swap te vinden van de ischial radii (figuur 2C).
  2. Ontleden door middel van het mediale adipeus weefsel van dit punt tot de ischiocavernosus spier is gevisualiseerd (figuur 3A). U kunt een paar Dumont #7 gebogen micro pincet en lengterichting scheiden de spier. De tunica albuginea verschijnt als een helder wit structuur (figuur 3B). Met behulp van micro pincet en een micro schaar, bloot de tunica albuginea adequaat om te zien van de cursus (Figuur 3 c).
  3. Na kalibratie van de instellingen van de systemen wordt invoegen buizen via de huid op het perineum, ervoor te zorgen dat het parallel aan de penile crus (Figuur 4 loopt). Laat de regel in plaats en de incisie met zoutoplossing vochtig te houden.

5. CN dissectie voor stimulatie

  1. Het maken van een 2 cm lager, middellijn abdominale incisie via de huid gebruikt, eerst een scalpel, en vervolgens een paar rechte schaar en micro pincet. Maken van een overeenkomende incisie door de fascia langs de linea alba en de onderliggende spier weefsel bloot de blaas en de prostaat.
  2. Het gebruik van oprolmechanismen om goede belichting. Katoen-tip swabs gebruikt om de prostaat te scheiden van het vetweefsel aan het verkrijgen van duidelijke visualisatie van het grote bekken ganglion (MPG) en GN, waarop het dorsolateral aspect van de prostaat (Figuur 5).
  3. Na de visualisatie van de MPG en de GN, incise zorgvuldig de fascia overliggende de zenuw 2-5 mm distale naar de MPG met schuine micro schaar (Figuur 6a). Met het gebruik van micro verlostang #5, verspreid het weefsel aan weerskanten van de zenuw en eronder te bevrijden van een 4-mm lange deel (Figuur 6b) en schuif een 9-0 hechtdraad onder de zenuw (Figuur 6 c).
  4. Verhoog de zenuw iets met de hulp van de hechtdraad (figuur 7a) ter vergemakkelijking van de plaatsing van de haken van de bipolaire elektrode rond de zenuw (figuur 7b). Laat een assistent mengeling de silicon tweecomponenten lijm met het puntje van een insuline naald voor 5 s. droog de zenuw en de lijm toepassen in het gebied rond de haken en de zenuw (Figuur 7 c, d). Houd de zenuw verhoogde door te trekken licht op de elektrode voor ongeveer 1 minuut om de lijm drogen.
  5. Verwijder de oprolmechanismen, met uitzondering van de oprolmechanismen aan de rechterkant om eventuele trekken of verdraaien van de elektrode te vermijden. NAT de blootgestelde organen met zoute en lag gaas gedrenkt in zout over de incisie.

6. cavernous lichaam Cannulation voor het meten van ICP

  1. Visualisatie van de tunica albuginea met oprolmechanismen herstellen. Zorg ervoor dat niet de oprolmechanismen hechten aan de ischiocavernosus spier als het de crus verstoren zal.
  2. Bevestig de naald en de slang met EDTA saline vóór de invoering ervan in de tunica albuginea leegmaken. Houd de tunica albuginea uitgerekt, met behulp van Dumont #7 gebogen micro pincet in de ene hand (niet-dominante), houden de tunica albuginea en de rest van de bovenliggende spier distale tot het punt van de invoegpositie. Houd de naald met rechte micro pincet in de andere dominante hand en zorg ervoor dat in te voeren parallel met de cursus van het holle lichaam (Figuur 8).
  3. Duw de naald 5-8 mm in de holle lichaam. Spoel de slang en druk op de crus voor het testen van de lijn (Figuur 9). Zorg ervoor dat er geen lekken zijn. Bevestig de slang aan de tabel met tape om te voorkomen dat per ongeluk trekken op de regel. Verwijder de oprolmechanismen.

7. stimulatie van de GN

  1. Met het programma voor het opnemen (bijvoorbeeldSpike 2) uitgevoerd, zowel de intracavernous en de gemiddelde arteriële druk continu opnemen.
  2. De volgende parameters instellen op een stimulator (bijvoorbeeldSD9 gras instrumenten, Zie Tabel of Materials) voor GN-stimulatie: huidige op 1,5 mA, frequentie 16 Hz, spanning op 3 V en pulsbreedte op 5 ms. toepassing 50 s van stimulatie met een minimum van 1 min van rusten tussen stimulaties.
    Opmerking: De eerste stimulaties resulteert dit meestal in verminderde reactie (Figuur 10).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Het gebruik van dit protocol met de stimulatie van de aanbevolen instellingen, onder inademing verdoving met Isofluraan 2,0% zuurstof 0.8 L/min, moeten produceren resultaten zoals weergegeven in Figuur 11 en figuur12, waar er meerdere rug aan rug stimulaties tussen 75-80 mm Hg. Figuur 13 toont de dezelfde stabiele reactie over een 20-min stimulatie met het antwoord stabiel op 73-77 mm Hg. Test de...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Het belangrijkste doel van deze studie was om een vereenvoudigde chirurgische techniek van penile crus cannulation voor ICP opname en isolatie van de GN voor elektrostimulatie te beschrijven. Introduceerden we wijzigingen aan de dissectie van de holle lichaam te vereenvoudigen van de operatie en reproduceerbare opnamen van de toename van het ICP voorzien van CN stimulatie. Met een verticale huid incisie van 1 cm, laterale aan de basis van de penis, met behulp van de tastbare ischial radii als begeleiding, we bereikt goed...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

De auteurs hebben geen bevestigingen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Adson forcepsFine Science Tool11006-12
Dumont #7 forcepsFine Science Tool11271-30
Dumont #5 forcepsFine Science Tool11273-20
ToughCut Mayo schaarFine Science Tool14110-15
Miniatuur Vannas Spring schaarFine Science Tool15006-09
Ultra Fine HemostatFine Science Tool13020-12
Crile HemostatFine Science Tool13004-14
Kwik-Sil AdhesiveWorld Precision InstrumentsKWIK-SIL
Teflon gecoate zilverdraad 0,125 mmWorld Precision InstrumentsAGT0510
Elastische draad retractorsOp maat gemaakt
ScalpelmesjeFine Science Tool10023-00
PE-50 buisWarner Instruments64-0753
23 G NaaldKruuse121272
SD-9 Square Pulse StimulatorSomatco1077/183
Bloeddruk transducer en kabelWorld Precision InstrumentsBLPR2
Raucotupf Katoenen applicatorsLohmann-Raucher11966
Pro-ophta Ocular SticksLohmann-Raucher16515
NaCl 0,9 % 100 mLLokaal apotheek
HeparineLokaal apotheek
25 mL SpuitOdense University Hospital
Veterinaire oogzalf - ViscotearsLokaal apotheek
Zilverdraden Science Products GmbH, Heidelberg, Duitsland
Siliconenlijm Kwik-Sil, World Precision Instruments, Sarasota, FL, USA

Referenties

  1. Eckhard, C. Untersuchungen über die Erektion des Hundes In: Beiträge zur Anatomie und Physiologie. , Vol. Band III Giessen: Ferber 123-166 (1863).
  2. Quinlan, D. M., Nelson, R. J., Partin, A. W., Mostwin, J. L., Walsh, P. C. The rat as a model for the study of penile erection. J Urol. 141 (3), 656-661 (1989).
  3. Heaton, J. P., Varrin, S. J., Morales, A. The characterization of a bio-assay of erectile function in a rat model. J Urol. 145 (5), 1099-1102 (1991).
  4. Martinez-Pineiro, L., et al. Rat model for the study of penile erection: pharmacologic and electrical-stimulation parameters. Eur Urol. 25 (1), 62-70 (1994).
  5. Hayashi, N., et al. The effect of FK1706 on erectile function following bilateral cavernous nerve crush injury in a rat model. J Urol. 176 (2), 824-829 (2006).
  6. Burnett, A. L., Becker, R. E. Immunophilin ligands promote penile neurogenesis and erection recovery after cavernous nerve injury. J Urol. 171 (1), 495-500 (2004).
  7. Yamashita, S., et al. Nerve injury-related erectile dysfunction following nerve-sparing radical prostatectomy: a novel experimental dissection model. Int J Urol. 16 (11), 905-911 (2009).
  8. Burnett, A. L., et al. GGF2 is neuroprotective in a rat model of cavernous nerve injury-induced erectile dysfunction. J Sex Med. 12 (4), 897-905 (2015).
  9. Lin, H., et al. Nanoparticle Improved Stem Cell Therapy for Erectile Dysfunction in a Rat Model of Cavernous Nerve Injury. J Urol. 195 (3), 788-795 (2016).
  10. Kapoor, M. S., Khan, S. A., Gupta, S. K., Choudhary, R., Bodakhe, S. H. Animal models of erectile dysfunction. J Pharmacol Toxicol Methods. 76, 43-54 (2015).
  11. Mehta, N., Sikka, S., Rajasekaran, M. Rat as an animal model for male erectile function evaluation in sexual medicine research. J Sex Med. 5 (6), 1278-1283 (2008).
  12. Cellek, S., Bivalacqua, T. J., Burnett, A. L., Chitaley, K., Lin, C. S. Common pitfalls in some of the experimental studies in erectile function and dysfunction: a consensus article. J Sex Med. 9 (11), 2770-2784 (2012).
  13. Chung, E., De Young, L., Brock, G. B. Investigative models in erectile dysfunction: a state-of-the-art review of current animal models. J Sex Med. 8 (12), 3291-3305 (2011).
  14. Mullerad, M., Donohue, J. F., Li, P. S., Scardino, P. T., Mulhall, J. P. Functional sequelae of cavernous nerve injury in the rat: is there model dependency. J Sex Med. 3 (1), 77-83 (2006).
  15. Albersen, M., et al. Injections of adipose tissue-derived stem cells and stem cell lysate improve recovery of erectile function in a rat model of cavernous nerve injury. J Sex Med. 7 (10), 3331-3340 (2010).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Registratie van de intracavernueuze drukcanulatie van de crus penisisolatie van perifere zenuwenplaatsing van bipolaire elektrodenapplicatie van siliconenlijmratmodel voor erectiele dysfunctiereproduceerbaarheid van chirurgische procedureseffecten van anesthesie oxygenatieminimaal invasieve dissectie

Gerelateerde artikelen