Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Stereotactische adoptief overdracht van cytotoxische immuuncellen in lymfkliertest modellen van Orthotopic mens Glioblastoma Multiforme Xenografts

7.4K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/57870

⸱

1 september 2018

 ,  ,  ,  ,  , 
1INSERM, CNRS, Université d'Angers, Université de Nantes, CRCINA, 2Immunotherapy, Graft, Oncology, LabEx IGO, 3Hopital de Nantes, Hotel Dieu

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

Hier presenteren we een protocol voor de voorbereiding en het stereotaxic beheer van allogene menselijke lymfocyten in immunodeficiëntie muizen uitvoering orthotopic menselijke primaire hersentumoren. Deze studie biedt een bewijs-van-concept voor zowel de haalbaarheid en antitumorale werkzaamheid van cellulaire immuuntherapie intrabrain-geleverd.

Samenvatting

Glioblastoma multiforme (GBM), de meest frequente en agressieve primaire hersenenkanker in volwassenen, is over het algemeen geassocieerd met een slechte prognose en schaarse efficiënte therapieën zijn voorgesteld in het afgelopen decennium. Onder de veelbelovende kandidaten voor het ontwerpen van nieuwe therapeutische strategieën, cellulaire immuuntherapie zijn doelwit geweest om te elimineren zeer invasieve en chemo-radioresistant tumorcellen, waarschijnlijk betrokken in een snelle en dodelijke terugval van deze vorm van kanker. Dus, haveninterfaces van allogene GBM-reactieve immuun cel effectoren, zoals menselijke Vϒ9Vδ2 T-lymfocyten, in de nabijheid van de tumor zou Hiermee geeft u een unieke kans om het leveren van efficiënte en hooggeconcentreerde therapeutische agenten rechtstreeks in de site van hersenen maligniteiten. Hier presenteren we een protocol voor de voorbereiding en het stereotaxic beheer van allogene menselijke lymfocyten in immunodeficiëntie muizen uitvoering orthotopic menselijke primaire hersentumoren. Deze studie biedt een preklinisch bewijs-van-concept voor zowel de haalbaarheid en antitumorale werkzaamheid van deze cellulaire immuuntherapie die afhankelijk zijn van stereotactische injecties van allogene menselijke lymfocyten binnen intrabrain tumor bedden.

Inleiding

GBM (die graad IV astrocytoom), is de meest frequente en agressieve primaire hersenenkanker bij volwassenen. GBM blijft ondanks agressieve behandelingen die een combinatie van chirurgie en radio-chemotherapie, gekoppeld aan een zeer slechte prognose (mediane overleving van 14,6 maanden en een 2-jaar-sterfte > 73%)1. Dit bewijzen dat gedurende de laatste tien jaar2paar efficiënte vooruitgang op therapeutische gebied zijn gevalideerd. Onder de kandidaten voor het ontwerp van meer effectieve therapeutische strategieën3,-4,5, worden immuuntherapie6 momenteel onderzocht om te volgen en te elimineren zeer invasieve en radio/chemo-resistant tumor cellen, verdacht voor hun belangrijke bijdrage aan de snelle en dodelijke tumor herval7. Diverse immunologische doelwit werden geïdentificeerd en voorgestelde voor immuuntherapie, waarbij natuurlijke of gewijzigde αβ of ϒδ T lymfocyten zoals GBM-specifieke tumor-antigenen of stress-geïnduceerde moleculen8,9, 10. De mogelijkheid tot het beheren van geselecteerde GBM-reactieve immuun cel effectoren vertegenwoordigt een unieke gelegenheid om verhoogde hoeveelheid effector lymfocyten leveren rechtstreeks op de site van residuele maligniteit. Ter ondersteuning van deze strategie, hebben wij onlangs aangetoond dat modellen op basis van immunodeficiëntie muizen uitvoering orthotopic primaire menselijke GBM xenografts getrouw de ontwikkeling van hersentumoren in GBM-patiënten9,11 recapituleren. Deze modellen werden bovendien gebruikt om aan te tonen van de sterke antitumorale efficiëntie van adoptively overgedragen allogene menselijke Vϒ9Vδ2T lymfocyten.

Dit protocol beschrijft de kritische experimentele stappen voor het bereiken van stereotactische immuuntherapie van hersentumoren, zoals GBM, gebaseerd op de adoptieve overdracht van allogene T-lymfocyten. Het artikel toont: (i) de amplificatie van therapeutische allogene immuun effector T lymfocyten, zoals menselijke Vϒ9Vδ2T lymfocyten; (ii) de opstelling van deze effector T-lymfocyten voor injectie; (iii) de procedure voor de stereotactische administratie binnen de hersenen, in de buurt van de tumor. Dit artikel bevat ook inzicht in het gedrag van deze cellulaire effectoren na stereotactische injectie.

De hier gepresenteerde therapeutische benadering is gebaseerd op de injectie van 20 x 106 effector cellen per dosis voor elke brain tumor-dragende immunodeficiëntie muis. Een eerste in vitro uitbreiding stap is vereist voor de productie van grote hoeveelheden van immuuncellen. Dus, niet-specifieke cel uitbreidingen zijn uitgevoerd met behulp van phytohemagglutinin (PHA-L) en bestraalde cellen van allogene feeder: perifere bloed mononucleaire cellen (PBMCs) van gezonde donoren en Epstein Barr Virus EBV-getransformeerd B-lymphoblastoid cel lijnen (BLCLs), door in vitro infectie met EBV-bevattende cultuur supernatant van de cellijn Hapalomys B95-8, in aanwezigheid van 1 µg/mL cyclosporin-A. PBMCs afgeleid

GBM-reactieve effector immuuncellen worden vergeleken en geselecteerd uit in vitro testen9. Deze effector cellen worden geactiveerd en gebruikt standaard protocollen, volgens hun aard (bijvoorbeeld, menselijke Vγ9Vδ2 T-lymfocyten9 of menselijke anti-herpes virus αβ T lymfocyten12) met een minimale zuiverheidsgraad van > 80%, als routinematig versterkt gecontroleerd door analyse van de cytometrische. De cel expansie procedure hieronder geldt voor de diverse menselijke lymfocyt deelverzamelingen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

De volgende procedure waarbij dierlijke onderwerpen werd uitgevoerd volgens institutionele richtlijnen (overeenkomst #00186.02; regionale ethische commissie van de Pays de la Loire [Frankrijk]). Menselijke PBMCs werden geïsoleerd uit het bloed verkregen van geïnformeerde gezonde donoren (Etablissement Français du Sang Nantes, Frankrijk). Alle stappen worden uitgevoerd onder steriele omstandigheden.

1. aspecifieke expansie van cytotoxische Effector T lymfocyten

  1. Bereiden en bestralen feeder cellen op 35 Gy. Voor de stimulatie van 2 x 105 - 4 x 10,5 effector cellen, 10 x 106 PBMCs en 1 x 106 BLCLs uit drie verschillende, gezonde donoren te bereiden.
  2. Resuspendeer zowel feeder cellen als effector in 15 mL RPMI aangevuld met 10% warmte-geïnactiveerd FCS, 2 mM L-glutamine, penicilline (100 IU/mL), streptomycine (0,1 µg/mL) en 300 IU/mL recombinante IL-2 cellen.
  3. PHA-L toevoegen om een eindconcentratie van 1 µg/mL, meng zorgvuldig en distribueren van 150 µL van de celsuspensie per putje in 96-wells-platen voor U-bodem.
  4. Incubeer bij 37 ° C en met 5% CO2 in een bevochtigde sfeer.
  5. Dagelijks controleren de plaat tot grote cel samengeklonterd vorm in de cultuur-putten (~ dag 7).
  6. Spoel de cellen in een maatkolf van de cultuur bij 1 x 106 cellen/mL verse kweekmedium.
  7. De cel Totaal aantal bepalen door het tellen van (2 x per week) en handhaven op 1 x 106 cellen/mL verse kweekmedium.
    Opmerking: Effector immuuncellen klaar moeten zijn voor de therapeutische administratie in een rusttoestand (meestal 3 weken na de eerste amplificatie prikkel). De zuiverheid en de reactiviteit van deze effector cellen moeten worden gecontroleerd vóór de in vivo injecties (b.v.met in vitro testen).

2. pre-operatieve Effector cellen voorbereiding

  1. Na controle van de telling van de cel effector, verzamelen de effector cellen in een 50 mL-buis door middel van centrifugeren (300 x g gedurende 5 minuten).
    Opmerking: Ter compensatie voor enig verlies, bereiden een overmaat van cellen (b.v., 50 x 106).
  2. Zorgvuldig Verwijder het supernatant en resuspendeer de cellen in 15 mL steriele PBS en Centrifugeer gedurende 5 min op 300 x g uit te voeren van het wassen.
  3. Zorgvuldig en volledig Verwijder het supernatant en resuspendeer vervolgens de cel pellet in 1 mL steriele PBS.
  4. Overdracht van de geresuspendeerde cellen in een 1.5-mL microtube voor centrifugeren bij 300 x g gedurende 5 min.
  5. Verwijder het supernatant door pipetteren langzaam zorgvuldig en volledig.
  6. Resuspendeer de pellet cel in 8 µL van steriele PBS per muis.
    Opmerking: Dit is een cruciale stap.
  7. Het volume van de celsuspensie meten met behulp van een micropipet. Indien nodig, voeg steriel PBS (20 x 106 cellen in 15 µL van PBS per dosis) en meng zorgvuldig.
  8. Controleren, met behulp van een micropipet, die het eindvolume per muis tussen 15 en 20 μL (absoluut < 20 µL ligt).
  9. Houd de cellen op het ijs tot stereotactische injectie.
    Opmerking: meer dan 3-h timepoints werden niet getest.

3. stereotactische injectie

  1. Apparatuur set-up
    1. Monteren en kalibreren van een klein dier stereotactische frame volgens de instructies van de fabrikant om de juistheid van intracraniële injecties (b.v., spuit de grootte, gewenste volume en snelheid van injectie).
      Opmerking: Een langzame infusiesnelheid wordt aanbevolen (dat wil zeggen, 2-3 µL/min).
    2. Installeer het materiaal onder een microbiële veiligheidskast (MSC) te behouden de steriliteit van de instrumenten en ter bescherming van de muizen van infecties.
      Opmerking: plaats "isothermische blokken" in een waterbad bij 37 ° C. Dit systeem beperkt de onderkoeling van muizen tijdens de operatie. Verwarming pads, die nodig voor post procedurele zorg zijn, moet worden gebruikt tijdens de voortdurende temperatuurbewaking.
  2. Pre-operatieve dierlijke voorbereiding
    1. Anesthetize een muis met een intraperitoneale injectie van ketamine (10 mg/mL) en xylazine (0,1 mg/mL), bij 10 µL/g van het lichaamsgewicht van de muis.
    2. Het uitvoeren van een teen snuifje test om ervoor te zorgen de volledige narcose en analgesie van het dier.
      Opmerking: Elke beweging is een indicatie van de niet-diep analgesie en, als dit het geval is, een paar minuten voordat de bewerking herhaald zijn verplicht.
    3. Zodra de muis is goed verdoofd, gebruik schaar om de vacht van de chirurgische site (tussen de twee oren, tot de neus).
  3. Pre-operatieve cel voorbereiding
    1. Zorgvuldig resuspendeer de cellen met een pipet (meerdere malen) vóór elke injectie om te voorkomen dat een willekeurige cel samendoen.
    2. Zorgvuldig trekken het vereiste cel schorsing volume (15-20 µL) in de 22-G-microsyringe om te voorkomen dat het streven van bubbels.
      Opmerking: Deze stap van de cel-laden in de microsyringe is belangrijk om te minimaliseren van de verschillen in ingespoten volumes. Herlaad cellen voor elke individuele injectie tussen procedures ter voorkoming van een willekeurige cel samendoen en om een even aantal effector cellen administratie in de cohort.
    3. Dan, plaats de injectiespuit in het aangepast-spuitpomp.
  4. Procedurele zorg
    1. Desinfecteren van de chirurgische site met swabs gedrenkt in Povidon-jodium 5% oplossing ten minste 3 x.
    2. Plaats een smerende ophthalmic zalf in de ogen van de muis om te voorkomen dat eventuele drogen van het hoornvlies.
    3. Standpunt de narcose muis op het stereotactische frame, op een warme isothermische blok bedekt met een steriele plastic wrap ter handhaving van de muis temperaturen tijdens de operatie en beperking van de sterfte.
      Opmerking: De neus en de tanden van de muis moeten worden op de juiste manier gepositioneerd boven de balk, tand, zodat adequate respiratoire stroom tijdens de procedure.
    4. Zodra de muis wordt geplaatst boven de bar van de tand, draai de oor bars stevig onder van de muis oren te immobiliseren van het hoofd.
      Opmerking: Wees voorzichtig om geen schade toebrengen aan de trommelvliezen of tot compromissen van de ademhaling.
    5. Maak een 1-2 cm middellijn Sagittaal huid incisie met een steriele schaar langs het bovenste deel van de schedel van anterior to posterior bloot van de schedel.
    6. Identificeren van het snijpunt van de Sagittaal en coronale hechtingen (Bregma) om te dienen als monumenten voor stereotactische lokalisatie vóór de injectie (afgebeeld in Figuur 1).
    7. Plaats de microsyringe boven dit punt.
    8. Verplaats de microsyringe 2 mm rechts laterale en 0,5 mm anterior van de Bregma.
    9. Maak een microdrill met een klein gaatje in de schedel met een steriele boor op vooraf bepaalde coördinaten. Wees voorzichtig blijven oppervlakkige teneinde eventuele traumatische letsel van de hersenen.
      Opmerking: In dit protocol, immune cellen werden ingespoten binnen een gevestigde tumor (een week na tumor cel injectie). De huid moet heropende (litteken) en de injectie wordt uitgevoerd met dezelfde coördinaten gebruikt voor de tumor cel implantatie (het gat is meestal nog aanwezig omhoog tot 2 weken na de injectie). Coördinaten werden geselecteerd voor het injecteren van de cellen van de tumor en effector in de hersenen parenchym13,14.
  5. Injectie van immuun effector cellen
    1. Zorgvuldig plaatst u de microsyringe in het geboorde gat en langzaam, de naald 3 mm naar beneden in de dura en vervolgens achterwaarts 0.5 mm tot een definitieve diepte van 2,5 mm vóór het injecteren van de effector cellen toekomen.
    2. De injectie van de cel effector op 2-3 µL/min uitvoeren en controleren van de muizen langs de injectie tijd.
    3. Zodra de injectie voltooid is, trekken de naald voor slechts 1 mm en bewaar de microsyringe op plaats voor één extra minuut langzaam intrekking volledig de microsyringe, ter voorkoming van lekkages van de infusie-site.
      Opmerking: Na het verwijderen van het dier van de stereotactische apparaat, schone onmiddellijk de injectie apparatuur voor aankomende experimenten.
  6. Post-operatieve zorg en opvolging van muis
    1. Het dier uit het stereotactische frame verwijderen en onmiddellijk Povidon-jodium 5% oplossing van toepassing op de site van de incisie en sluit de huid met een passende chirurgische hechtdraad.
    2. Toepassing van 2% lidocaïne gel direct op de wond en 0,15 µg/g van buprenorfine beheren door een subcutane injectie voor post procedurele analgesie.
    3. Plaats terug de narcose muis naar de kooi boven een verwarming pad ingesteld op 37 ° C te handhaven van de lichaamstemperatuur van een passende muis en om te voorkomen dat eventuele onderkoeling.
      Opmerking: Aparte behuizing is niet nodig.
    4. Volgen van de muis totdat het is volledig hersteld van anesthesie en overbrengen naar een kamer behuizing.
      Opmerking: Tot op heden, dit protocol wordt ook ondersteund als paar onvoorziene complicaties zijn opgetreden (< 5% van de geïnjecteerde muizen).
    5. Dagelijks volgen van de muizen en euthanaseren hen wanneer afnemende gezondheid symptomen worden waargenomen (b.v., gebogen houding, verminderde mobiliteit, prostration of significante lichaam gewichtsverlies [≥ 15%]).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Deze studie beschrijft de strategie voor de adoptieve overdracht van cellulaire immuun effector cellen binnen de hersenen van tumor-uitvoering muizen, op basis van stereotactische injecties uitgevoerd rechtstreeks in het bed van de tumor.

Om elk risico van hersenletsel die is gekoppeld aan een grote geïnjecteerde volume, moet de effector celsuspensie worden geconcentreerd (20 x 106 cellen in 15-20 µL van PBS). Om te c...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Een adoptief overdracht van geselecteerde native of gemanipuleerde immuun effector cellen vertegenwoordigt een veelbelovende aanpak om efficiënt het behandelen van tumoren, zoals infiltratieve hersenen kanker, het verzorgen van de beperking van de reactivities tegen niet-getransformeerd cellen15, 16,17,18. Het centrale zenuwstelsel, die bestaat uit de hersenen, heeft echter een bijzondere immu...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

De auteurs danken het personeel van het universitair ziekenhuis dier faciliteit (UTE) van Nantes voor veeteelt en zorg, de cellulaire en tissular imaging core faciliteit van de Universiteit van Nantes (MicroPICell) voor de beeldvorming en de Cytometry faciliteit (Cytocell) vanuit Nantes voor hun deskundige technische bijstand. Dit werk werd gefinancierd door INSERM, CNRS, Université de Nantes, Institut National du Cancer (INCa #PLBio2014-155), Ligue Nationale contre le Cancer (AO interregionale 2017) en het Europese ERA-Net Transcan2-consortium (Immunoglio). Het team wordt gefinancierd door de Fondation pour la Recherche Medicale (DEQ20170839118). Dit werk werd gerealiseerd in het kader van de LabEX IGO en de IHU-Cesti programma's, ondersteund door de nationale onderzoek bureau Investissements d'Avenir via de programma's ANR-11-LABX-0016-01 en ANR-10-IBHU-005, respectievelijk. Het IHU-Cesti project wordt ook ondersteund door Nantes Metropole en de regio Pays de la Loire. De auteurs bedanken Chirine Rafia voor het verstrekken van hulp bij het corrigeren van het manuscript.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
PBMCsvan 3 verschillende gezonde donoren
BLCLsvan 3 verschillende donoren
Roswell Park Memorial Institute medium (RPMI)Gibco31870-025
FCSDutscherS1810-500
L-glutamineGibco25030-024
penicilline/streptomycineGibco15140-122
IL-2Novartisproleukin
PHA-LSigmaL4144
Stereotaxisch frameStoelting Co.51600
Muisadapter voor stereotaxisch frame  Stoelting Co.51624
microsyringe pomp injector WPIUMP3-4
NanoFil SpuitWPINF34BV-2
NSG muizenCharles RiverNSGSSFE07S
KetamineMerialImalgène 1000
XylazineBayerRompur 2%
SchaarWPI201758
PincetWPI501215
OmniDrill 115/230VWPI503598
Vicryl 4-0EthiconVCP397H
XylocaineAstrazeneca3634461

Referenties

  1. Stupp, R., Roila, F. Malignant glioma: ESMO clinical recommendations for diagnosis, treatment and follow-up. Annals of Oncology. 20 Suppl 4, 126-128 (2009).
  2. Weller, M., Cloughesy, T., Perry, J. R., Wick, W. Standards of care for treatment of recurrent glioblastoma--are we there yet? Neuro-Oncology. 15 (1), 4-27 (2013).
  3. Chen, S. H., Shine, H. D., Goodman, J. C., Grossman, R. G., Woo, S. L. Gene therapy for brain tumors: regression of experimental gliomas by adenovirus-mediated gene transfer in vivo. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 91 (8), 3054-3057 (1994).
  4. Choi, P. J., Tubbs, R. S., Oskouian, R. J. Emerging Cellular Therapies for Glioblastoma Multiforme. Cureus. 10 (3), e2305(2018).
  5. Zhu, L., et al. Targeting and Therapy of Glioblastoma in a Mouse Model Using Exosomes Derived From Natural Killer Cells. Frontiers in Immunology. 9, 824(2018).
  6. Chung, D. S., Shin, H. J., Hong, Y. K. A new hope in immunotherapy for malignant gliomas: adoptive T cell transfer therapy. Journal of Immunology Research. 2014, 326545(2014).
  7. Vauleon, E., Avril, T., Collet, B., Mosser, J., Quillien, V. Overview of cellular immunotherapy for patients with glioblastoma. Clinical and Developmental Immunology. 2010, (2010).
  8. Brown, C. E., et al. Regression of Glioblastoma after Chimeric Antigen Receptor T-Cell Therapy. The New England of Journal of Medicine. 375 (26), 2561-2569 (2016).
  9. Jarry, U., et al. Stereotaxic administrations of allogeneic human Vgamma9Vdelta2 T cells efficiently control the development of human glioblastoma brain tumors. Oncoimmunology. 5 (6), e1168554(2016).
  10. Dutoit, V., et al. Exploiting the glioblastoma peptidome to discover novel tumour-associated antigens for immunotherapy. Brain. 135 (Pt 4), 1042-1054 (2012).
  11. Joalland, N., et al. IL-21 Increases the Reactivity of Allogeneic Human Vgamma9Vdelta2 T Cells Against Primary Glioblastoma Tumors. Journal of Immunotherapy. 41 (5), 224-231 (2018).
  12. Clemenceau, B., et al. Effector memory alphabeta T lymphocytes can express FcgammaRIIIa and mediate antibody-dependent cellular cytotoxicity. The Journal of Immunology. 180 (8), 5327-5334 (2008).
  13. Abdelwahab, M. G., Sankar, T., Preul, M. C., Scheck, A. C. Intracranial implantation with subsequent 3D in vivo bioluminescent imaging of murine gliomas. Journal of Visualized Experiments. (57), e3403(2011).
  14. Jarry, U., et al. Treg depletion followed by intracerebral CpG-ODN injection induce brain tumor rejection. Journal of Neuroimmunology. 267 (1-2), 35-42 (2014).
  15. June, C. H., O'Connor, R. S., Kawalekar, O. U., Ghassemi, S., Milone, M. C. CAR T cell immunotherapy for human cancer. Science. 359 (6382), 1361-1365 (2018).
  16. Baruch, E. N., Berg, A. L., Besser, M. J., Schachter, J., Markel, G. Adoptive T cell therapy: An overview of obstacles and opportunities. Cancer. 123 (S11), 2154-2162 (2017).
  17. Bryant, N. L., et al. Characterization and immunotherapeutic potential of gammadelta T-cells in patients with glioblastoma. Neuro-Oncology. 11 (4), 357-367 (2009).
  18. Pereboeva, L., Harkins, L., Wong, S., Lamb, L. S. The safety of allogeneic innate lymphocyte therapy for glioma patients with prior cranial irradiation. Cancer Immunology, Immunotherapy. 64 (5), 551-562 (2015).
  19. Bailey, S. L., Carpentier, P. A., McMahon, E. J., Begolka, W. S., Miller, S. D. Innate and adaptive immune responses of the central nervous system. Critical Reviews in Immunology. 26 (2), 149-188 (2006).
  20. Louveau, A., et al. Structural and functional features of central nervous system lymphatic vessels. Nature. 523 (7560), 337-341 (2015).
  21. Menei, P., et al. Local and sustained delivery of 5-fluorouracil from biodegradable microspheres for the radiosensitization of glioblastoma: a pilot study. Cancer. 86 (2), 325-330 (1999).
  22. Menei, P., et al. Stereotaxic implantation of 5-fluorouracil-releasing microspheres in malignant glioma. Cancer. 100 (2), 405-410 (2004).
  23. Salot, S., et al. Large scale expansion of gamma 9 delta 2 T lymphocytes: Innacell gamma delta cell therapy product. Journal of Immunological Methods. 326 (1-2), 63-75 (2007).
  24. Bennouna, J., et al. Phase-I study of Innacell gammadelta, an autologous cell-therapy product highly enriched in gamma9delta2 T lymphocytes, in combination with IL-2, in patients with metastatic renal cell carcinoma. Cancer Immunology, Immunotherapy. 57 (11), 1599-1609 (2008).
  25. Singh, S. K., et al. Identification of human brain tumour initiating cells. Nature. 432 (7015), 396-401 (2004).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Stereotactische injectieorthotope xenotransplantatenflowcytometriecelisolatiestereotactisch framehumane lymfocyten
Stereotactische adoptief overdracht van cytotoxische immuuncellen in lymfkliertest modellen van Orthotopic mens Glioblastoma Multiforme Xenografts
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.