Method Article

3D Kinematic Analyse voor de functionele evaluatie in het Rattenmodel van Sciatische Zenuwbrekerletsel

DOI:

10.3791/60267

⸱

February 12th, 2020

 ,  ,  ,  , 
1Department of Development and Rehabilitation of Motor Function, Human Health Sciences, Graduate School of Medicine, Kyoto University, 2Department of Motor Function Analysis, Human Health Sciences, Graduate School of Medicine, Kyoto University, 3Department of Otolaryngology, The Ohio State University Wexner Medical Center

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

We introduceren een kinematische analysemethode die gebruik maakt van een driedimensionaal bewegingsopnameapparaat met vier camera's en gegevensverwerkingssoftware voor het uitvoeren van functionele evaluaties tijdens fundamenteel onderzoek met knaagdiermodellen.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

In vergelijking met de Sciatic Functional Index (SFI) is kinematische analyse een betrouwbaardere en gevoeligere methode voor het uitvoeren van functionele evaluaties van heupzenuwletselknaagdiermodellen. In dit protocol beschrijven we een nieuwe kinematische analysemethode die een driedimensionaal (3D) bewegingsopnameapparaat gebruikt voor functionele evaluaties met behulp van een rattenheupzenuwbrekerletselmodel. Ten eerste, de rat is vertrouwd met loopband lopen. Markers worden vervolgens bevestigd aan de aangewezen bot oriëntatiepunten en de rat is gemaakt om te lopen op de loopband met de gewenste snelheid. Ondertussen worden de bewegingen van de achterste ledematen van de rat opgenomen met behulp van vier camera's. Afhankelijk van de gebruikte software worden markertraceringen gemaakt met zowel automatische als handmatige modi en worden de gewenste gegevens geproduceerd na subtiele aanpassingen. Deze methode van kinematische analyse, die gebruik maakt van een 3D motion capture apparaat, biedt tal van voordelen, waaronder superieure precisie en nauwkeurigheid. Veel meer parameters kunnen worden onderzocht tijdens de uitgebreide functionele evaluaties. Deze methode heeft verschillende tekortkomingen die aandacht vereisen: Het systeem is duur, kan ingewikkeld zijn om te werken en kan gegevensafwijkingen veroorzaken als gevolg van huidverschuiving. Niettemin is kinematische analyse met behulp van een 3D-bewegingsopnameapparaat nuttig voor het uitvoeren van functionele voorste en achterste ledematenevaluaties. In de toekomst kan deze methode steeds nuttiger worden voor het genereren van nauwkeurige beoordelingen van verschillende trauma's en ziekten.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De Sciatic Functional Index (SFI) is de benchmarkmethode voor het uitvoeren van functionele heupzenuwevaluaties1. De SFI is op grote schaal aangenomen en wordt vaak gebruikt in verschillende functionele evaluatiestudies over rattenheupzenuwletsels2,3,4,5,6. Ondanks zijn populariteit, zijn er verschillende problemen met SFI, met inbegrip van automutilatie7, gezamenlijkcontracture risico, en smeren van de voetafdrukken8. Deze problemen hebben ernstige gevolgen voor de prognostische waarde9. Daarom is een alternatieve, minder foutgevoelige methode vereist als vervanging voor de SFI.

Een van deze alternatieve methode is kinematische analyse. Dit omvat uitgebreide ganganalyse met behulp van trackingmarkers die zijn bevestigd aan benige oriëntatiepunten of gewrichten. Kinematische analyse wordt steeds vaker gebruikt voor functionele evaluaties9. Deze methode wordt geleidelijk erkend als een betrouwbaar en gevoelig instrument voor functionele evaluatie10 zonder de tekortkomingen toegeschreven aan de SFI11,12.

In dit protocol beschrijven we een reeks kinematische analyses die gebruik maken van een 3D motion capture-apparaat bestaande uit een loopband, vier 120 Hz charged coupled device (CCD) camera's en gegevensverwerkingssoftware (zie Tabel met materialen). Deze kinematische analysemethode verschilt van algemene videolopen of ganganalyse13,14. Twee camera's zijn geplaatst in verschillende richtingen op te nemen achterste ledematen bewegingen van een enkele kant. Vervolgens wordt een 3D digitaal model van de achterste ledemaat gebouwd met behulp van computergraphics9. We kunnen aangewezen gewrichtshoeken berekenen, zoals heup, knie, enkel en teengewricht, door de werkelijke ledematenafmetingen nauwkeurig samen te vatten. Daarnaast kunnen we verschillende parameters bepalen, zoals pas/staplengte en de verhouding van de houdingsfase tot de swingfase. Deze reconstructies zijn gebaseerd op een volledig gereconstrueerd 3D digitaal model van de achterste ledematen, gegenereerd uit gegevens die door twee sets camera's worden verzonden. Zelfs het denkbeeldige zwaartepunt (CoG) traject kan automatisch worden berekend.

We gebruikten deze 3D motion capture apparaat om meerdere kinematische parameters te introduceren en te beoordelen die functionele veranderingen in de tijd onthullen in de context van het rat heupzenuwbrekerletselmodel.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het protocol werd goedgekeurd door het comité voor dierproeven van de Universiteit van Kyoto en alle protocolstappen werden uitgevoerd in overeenstemming met de richtlijnen van het Comité dierproeven, de Universiteit van Kyoto (goedkeuringsnummer: MedKyo17029).

1. Het vertrouwd maken van ratten met loopbandlopen

  1. Stel twee transparante plastic platen aan beide zijden van de loopband om een 12-weken oude mannelijke Lewis rat lopen in een rechte, voorrichting, dan zet op de elektrische schok rooster.
  2. Laat elke rat lopen op de loopband. Versnel de loopband geleidelijk tot de gewenste snelheid (20 cm/s of 12 m/min) en laat de rat normaal lopen met deze snelheid gedurende 5 minuten. Na elke wandelsessie u een rustpauze van 1-2 min geven. Herhaal dit proces 3x per dag, 5 dagen per week, gedurende 1 week.
    LET OP: Start de loopband lopen 1 week voor stap 2.
  3. Huis ratten in groepen van drie per kooi met een 12 uur licht-donkere cyclus en voeden ze commerciële rattenvoer en kraanwater ad libitum.

2. Het uitvoeren van de heupzenuwcrush letsel

  1. Plaats de rat in een anesthesie inductiekamer en introduceer 5% isoflurane inademing oplossing.
  2. Zorg voor een intraperitoneale injectie van een combinatie verdoving bereid met 0,15 mg/kg medetomidine hydrochloride, 2 mg/kg midazolam, en 2,5 mg/kg butorphanol tartraat aan de rat. Controleer op het gebrek aan pedaalreflexen. Scheer vervolgens een gebied van de linker grotere trochanter naar de middendij met een elektrisch scheerapparaat.
  3. Spreid een stuk aseptische doek, plaats de rat erop en laat het in de linker zijdelingse positie liggen. Plaats steriele chirurgische instrumenten op het doek ook.
  4. Maak een rechte incisie van de grotere trochanter tot de middendij met een chirurgisch nummer 10-blad. Voer vervolgens een botte dissectie uit tussen quadriceps femoris en biceps femoris met behulp van een chirurgische hemostat om de heciatische zenuw bloot te leggen.
  5. Maak de heupzenuw los van het omringende weefsel met twee microforceps en verpletter de heupzenuw gedurende 10 s, met behulp van een standaard chirurgische hemostat, om een 2 mm lange crush letsel te creëren op de site direct onder de bilbuisrositeit.
  6. Voer een 9-0 nylon epineurale steek aan het proximale einde van de blessure met behulp van een paar microforceps en sluit vervolgens de spier en huid met 4-0 nylon hechtingen.
  7. Zorg voor een intraperitoneale injectie van een verdovingsantagonist bereid met 0,3 mg/kg atipamezole hydrochloride aan de rat, om het wakker te maken binnen 10 min. Nadat de rat herstelt van anesthesie, observeer de linker teenbewegingen terwijl de rat wordt opgehangen door de basis van zijn staart. Als de teen zich helemaal niet verspreidt, was de operatie succesvol.
  8. Huis de ratten individueel na de operatie met een 12 uur licht-donkere cyclus en voeden ze commerciële rattenvoer en kraanwater ad libitum.

3. De markeringen bevestigen

  1. Plaats de getrainde rat in een anesthesie inductiekamer en introduceer een 5% isoflurane inademing oplossing. Controleer op het ontbreken van de pedaalreflex door de teen te knijpen.
  2. Laat de rat continu worden verdoofd met behulp van een verdovingsmasker (2% isoflurane inademingoplossing). Terwijl de rat krijgt stabiele anesthesie, scheren een gebied van de onderrug naar de bilaterale malleoli met behulp van een elektrisch scheerapparaat.
    LET OP: Om te voorkomen dat onderzoekers bloot stellen aan de lekkende isoflurane, zorg ervoor dat het masker strak bedekt het hoofd en het gezicht van de rat.
    OPMERKING: Om letsel aan de rat te voorkomen, scheer je het haar zo voorzichtig mogelijk af.
  3. Plaats de rat in de gevoelige positie. Gebruik een zwarte stift om de volgende botoriëntatiepunten op de geschoren huid te markeren: Een lijn door de spinachtige processen van de lendenen tot sacrale wervels, de voorste superieure iliacale stekels, de grotere trochanters, de kniegewrichten, de laterale malleoli, de vijfde middenvoetsbeentjes, en het puntje van de vierde teen.
    OPMERKING: De lijn door de spinous processen wordt gebruikt om te bepalen of de bilaterale markers axiaal symmetrisch zijn.
  4. Gebruik een vloeibare lijm om hemisferische markers te bevestigen aan deze botoriëntatiepunten, met uitzondering van de lijn door de spineuze processen van de lendenen tot de sacrale wervels en het puntje van de vierde teen. Gebruik verschillende kleuren voor elk ander oriëntatiepunt om verwarring te voorkomen. De punt van de vierde teen is gemarkeerd met roze inkt.
    LET OP: Zorg ervoor dat u geen lijm op de blootgestelde huid van de bediener druppelt.
  5. Na het plaatsen van alle markers, zet de rat terug in de kooi. Zet de rat niet op de loopband totdat hij volledig herstelt van anesthesie.
    OPMERKING: Verminderd bewustzijn kan de normale loop ernstig beïnvloeden als de rat niet volledig herstelt van anesthesie.

4. Kalibratie en software-installatie

  1. Stel twee transparante kunststof platen aan beide zijden van de loopband en plaats de kalibratiebox in het midden van de loopband. Open de opnamesoftware en klik vervolgens op het pictogram Kalibratieafbeelding op het display (Aanvullend bestand 1).
  2. Klik op het pictogram Opnemen om 1-2 s video op te nemen vanuit vier richtingen met behulp van 120 Hz CCD-camera's. Klik nogmaals op het pictogram Opname om de opname te stoppen.
    OPMERKING: De video wordt automatisch opgeslagen zodra de opname stopt.
  3. Open het videobestand in de berekeningssoftware. Klik en sleep de karakteristieke punten van de kalibratiebox 3D-modellen in de rechterbenedenhoek van het scherm naar de bijbehorende markeringen op de vier foto's, die automatisch worden getransformeerd van de video in het kalibratiepatroon (Aanvullend bestand 2). Klik vervolgens op het pictogram Opslaan.
    OPMERKING: Verander de positie van de camera's niet nadat de kalibratie is voltooid.

5. Het opnemen van het lopen

  1. Haal de kalibratiebox uit de loopband, zet het elektrische schokrooster aan en plaats de volledig wakkere rat op de loopband. Open de opnamesoftware en voer de basisinformatie over de rat in, inclusief het serienummer, de loopsnelheid en de naam van de hoofdoperator.
  2. Zet de loopband aan en stel de snelheid in op 20 cm/s. Nadat de rat zich aanpast aan de snelheid en normaal kan lopen, klikt u op het pictogram Opname op het display om de looprat met de vier camera's op te nemen. Zodra er voldoende stappen zijn opgenomen (>10), klikt u nogmaals op het pictogram om de opname te stoppen en schakelt u de loopband uit.
    OPMERKING: De video wordt automatisch opgeslagen zodra de opname stopt.
  3. Zet de rat terug in de anesthesie inductiekamer voor verdoving. Terwijl de rat onder continue anesthesie is (toegediend via het verdovingsmasker), verwijder de hemisferische markers.
    OPMERKING: Verwijder de markers zo voorzichtig mogelijk om te voorkomen dat pijn aan de rat.
  4. Voer op het aangewezen tijdstip (bijvoorbeeld 1 week, 3 weken of 6 weken na de operatie) de kinematische meting op de rat uit door de stappen 3.1–5.3 te herhalen. Maak de kinematische meting slechts eenmaal, aan het begin van het experiment, voor de ratten die geen operatie hebben ondergaan (d.w.z. de controlegroep).

6. Markeringstracering

  1. Open de berekeningssoftware en open het videobestand op de interface.
  2. Klik en sleep de bilaterale besturingselementbalk op de voortgangsbalk van de video om ervoor te zorgen dat alleen een loopband-wandelrecord in 10 stappen wordt weergegeven(Aanvullend bestand 3). Klik en sleep elk karakteristiek punt van het 3D-model in de rechterbenedenhoek van het scherm naar de bijbehorende markering op elk van de vier eerste foto's van de video's die door de camera's zijn gemaakt(Aanvullend bestand 4).
  3. Klik op het pictogram Automatisch traceren om het automatische traceringsproces voor markeringen te starten(Aanvullende bestands 5, aanvullend bestand 6). Als het systeem een markering niet nauwkeurig traceert, klikt u op het pictogram Handmatig digitaliseren om over te schakelen naar de handmatige traceringsmodus(Aanvullende modus 7),klikt u op het kenmerkpunt tracering in het 3D-model en vervolgens op de reagerende markering in de afbeelding.
  4. Zodra de markering is geklikt, moet u ervoor zorgen dat de afbeelding overschakelt naar het volgende frame van de video. Klik nu continu op de markering totdat het traceringsproces voor markeringen is voltooid. Klik na afloop op het pictogram Opslaan.

7. Kinematische analyse

  1. Open de analysesoftware en open het verwerkte videobestand op de interface.
  2. Klik op het pictogram Instelling en selecteer en voeg aangewezen parameters zoals de enkelhoek, teenhoek en bekkenverschuiving (X- en Z-assen) toe aan de weergavelijst in het pop-upvenster aan de rechterkant (Aanvullend bestand 8). Klik op OK,zodat curven die de waardewijzigingen in de parameters weergeven, op de interface worden weergegeven.
  3. Klik op het pictogram Meting en selecteer Vloeiende verwerking in het keuzemenu. Voer 20 Hz in het pop-upvenster in om frequenties van meer dan 20 Hz binnen de curven te verwijderen (Aanvullend bestand 9).
  4. Zorg ervoor dat er vijf panelen op de interface: de loopvideo van de rat, het dynamische 3D-model, curven die waardeveranderingen in de parameters van de cyclus van 10 stappen vertegenwoordigen, curven die gemiddelde waardeveranderingen in parameters vertegenwoordigen, en histogrammen en schematische diagrammen die de verhouding van de houding en swingfase vertegenwoordigen(Aanvullend Bestand 10).
  5. Klik met de rechtermuisknop op het deelvenster voor curven die gemiddelde waardewijzigingen in parameters vertegenwoordigen en selecteer Gegevensuitvoer in het keuzemenu(Aanvullend bestand 11). Dit zal de gemiddelde waarden van de achterste ledematen gewrichtshoeken produceren, met inbegrip van de enkel en teen hoeken, bekkenverschuiving, en alle andere gewenste parameters in 10-stappen cyclus periodes.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

We selecteerden vier parameters om functionele veranderingen in de tijd te onderzoeken in een rat heupzenuwcrush letselmodel. Dit waren de verhouding van de stance-to-swing fase, zwaartepunt (CoG) traject, enkelhoeken, en teen hoeken in de 'teen off' fase9. Vierentwintig ratten werden willekeurig toegewezen aan een van de vier groepen: de controlegroep (C), ratten bij de eerste (1w), derde (3w) week na links heupzenuwcrush letsel.

Door middel van 3D kinematische analyse...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

In dit protocol is een stabiele en continu wandelende rat de meest vitale component van kinematische analyse. De loopbandsnelheid werd ingesteld op 20 cm/s. Deze loopsnelheid wordt in geen geval als "hoog" beschouwd als ratten bewegen zonder ruimtebeperkingen16. Niettemin, deze snelheid is te snel voor ongetrainde ratten om stabiel lopen op de loopband en zou waarschijnlijk resulteren in een abnormale gang en niet-uniforme bewegingen. Deze gebeurtenissen kunnen de betrouwbaarheid en authenticiteit...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben niets te onthullen.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Deze studie werd ondersteund door JSPSHI Grant Number JP19K KAKEN19793, JP18H03129 en JP18K19739.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
9-0 nylon hechtdraadBear Medic Corporation.T06A09N20-25
Anesthesietoestel voor kleine dierenSHINANO MFG CO.,LTD.SN-487-0T
ISOFLURANE InhalatieoplossingPfizer Japan Inc.(01)14987114133400
Kine AnalyzerKISSEI COMTEC CO.,LTD.N.A.Een analysesoftware
Vloeibare lijmKANBO PRAS CORPORATIONPT-B180
Micro forcepsBRC CO.16171080
Motion RecorderKISSEI COMTEC CO.,LTD.N.A.Een opnamesoftware
Standaard chirurgische hemostaatFine Science Tools, Inc.12501-13
Chirurgisch mesje Nr.10FEATHER Safety Razor CO., LTD100D
Chirurgische hemostaatWorld Precision Instruments503740
Driedimensionale bewegingsanalysetoestel (KinemaTracer voor dieren)KISSEI COMTEC CO.,LTD.N.A.Een 3D-bewegingsanalysesysteem dat bestaat uit camera's
Driedimensionale (3D) rekenmachineKISSEI COMTEC CO.,LTD.N.A.Een marker traceringssoftware
LoopbandMUROMACHI KIKAI CO.,LTDMK-685Een loopband met gekoppelde elektrische schokker, transparante folies en een snelheidscontroletoestel

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Kanaya, F., Firrell, J. C., Breidenbach, W. C. Sciatic function index, nerve conduction tests, muscle contraction, and axon morphometry as indicators of regeneration. Plastic and Reconstructive Surgery. 98 (7), 1264-1274 (1996).
  2. Takhtfooladi, M. A., Jahanbakhsh, F., Takhtfooladi, H. A., Yousefi, K., Allahverdi, A. Effect of low-level laser therapy (685 nm, 3 J/cm(2)) on functional recovery of the sciatic nerve in rats following crushing lesion. Lasers in Medical Science. 30 (3), 1047-1052 (2015).
  3. Xing, H., Zhou, M., Assinck, P., Liu, N. Electrical stimulation influences satellite cell differentiation after sciatic nerve crush injury in rats. Muscle & Nerve. 51 (3), 400-411 (2015).
  4. Yang, C. C., Wang, J., Chen, S. C., Jan, Y. M., Hsieh, Y. L. Enhanced functional recovery from sciatic nerve crush injury through a combined treatment of cold-water swimming and mesenchymal stem cell transplantation. Neurological Research. 37 (90), 816-826 (2015).
  5. Jiang, W., et al. Low-intensity pulsed ultrasound treatment improved the rate of autograft peripheral nerve regeneration in rat. Scientific Reports. 6, 22773(2016).
  6. Ni, X. J., et al. The Effect of Low-Intensity Ultrasound on Brain-Derived Neurotropic Factor Expression in a Rat Sciatic Nerve Crushed Injury Model. Ultrasound in Medicine & Biology. 43 (2), 461-468 (2017).
  7. Weber, R. A., Proctor, W. H., Warner, M. R., Verheyden, C. N. Autotomy and the sciatic functional index. Microsurgery. 14 (5), 323-327 (1993).
  8. Dellon, A. L., Mackinnon, S. E. Sciatic nerve regeneration in the rat. Validity of walking track assessment in the presence of chronic contractures. Microsurgery. 10 (3), 220-225 (1989).
  9. Wang, T., et al. Functional evaluation outcomes correlate with histomorphometric changes in the rat sciatic nerve crush injury model : A comparison between sciatic functional index and kinematic analysis. PLoS One. 13 (12), e0208985(2018).
  10. de Ruiter, G. C., et al. Two-dimensional digital video ankle motion analysis for assessment of function in the rat sciatic nerve model. Journal of the Peripheral Nervous System. 12 (3), 216-222 (2007).
  11. Walker, J. L., Evans, J. M., Meade, P., Resig, P., Sisken, B. F. Gait-stance duration as a measure of injury and recovery in the rat sciatic nerve model. Journal of Neuroscience Methods. 52 (1), 47-52 (1994).
  12. Dijkstra, J. R., Meek, M. F., Robinson, P. H., Gramsbergen, A. Methods to evaluate functional nerve recovery in adult rats: walking track analysis, video analysis and the withdrawal reflex. Journal of Neuroscience Methods. 96 (2), 89-96 (2000).
  13. Lee, J. Y., et al. Functional evaluation in the rat sciatic nerve defect model: a comparison of the sciatic functional index, ankle angles, and isometric tetanic force. Plastic and Reconstructive Surgery. 132 (5), 1173-1180 (2013).
  14. Rui, J., et al. Gait cycle analysis: parameters sensitive for functional evaluation of peripheral nerve recovery in rat hind limbs. Annals of Plastic Surgery. 73 (4), 405-411 (2014).
  15. Yu, P., Matloub, H. S., Sanger, J. R., Narini, P. Gait analysis in rats with peripheral nerve injury. Muscle & Nerve. 24 (2), 231-239 (2001).
  16. Amado, S., et al. The sensitivity of two-dimensional hindlimb joint kinematics analysis in assessing functional recovery in rats after sciatic nerve crush. Behavioural Brain Research. 225 (2), 562-573 (2011).
  17. Monte-Raso, V. V., Barbieri, C. H., Mazzer, N., Yamasita, A. C., Barbieri, G. Is the Sciatic Functional Index always reliable and reproducible? Journal of Neuroscience Methods. 170 (2), 255-261 (2008).
  18. Varejao, A. S. P., et al. Motion of the foot and ankle during the stance phase in rats. Muscle & Nerve. 26 (5), 630-635 (2002).
  19. Lin, F. M., Pan, Y. C., Hom, C., Sabbahi, M., Shenaq, S. Ankle stance angle: a functional index for the evaluation of sciatic nerve recovery after complete transection. Journal of Reconstructive Microsurgery. 12 (3), 173-177 (1996).
  20. Patel, M., et al. Video-gait analysis of functional recovery of nerve repaired with chitosan nerve guides. Tissue Engineering. 12 (11), 3189-3199 (2006).
  21. Filipe, V. M., et al. Effect of skin movement on the analysis of hindlimb kinematics during treadmill locomotion in rats. Journal of Neuroscience Methods. 153 (1), 55-61 (2006).
  22. Tajino, J., et al. Three-dimensional motion analysis for comprehensive understanding of gait characteristics after sciatic nerve lesion in rodents. Scientific Reports. 8 (1), 13585(2018).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

3D Kinematic AnalysisSciatic Nerve CrushRat ModelMotion Capture ApparatusTreadmill WalkingMarker AttachmentBone LandmarksFunctional EvaluationPosterior LimbCenter Of Gravity

Related Articles